Murine intrapulmonal trakealtransplantation: en model til undersøgelse af obliterativ luftvejssygdom efter lungetransplantation
Summary
Den murin intrapulmonale trakealtransplantation (IPTT) model er værdifuld til at studere obliterativ luftvejssygdom (OAD) efter lungetransplantation. Det giver indsigt i lungespecifik immunologisk og angiogen adfærd i luftvejsudslettelse efter allotransplantation med høj reproducerbarhed. Her beskriver vi IPTT-proceduren og dens forventede resultater.
Abstract
Urin intrapulmonal trakealtransplantation (IPTT) anvendes som model for obliterativ luftvejssygdom (OAD) efter lungetransplantation. Oprindeligt rapporteret af vores team, har denne model fået brug i undersøgelsen af OAD på grund af dens høje tekniske reproducerbarhed og egnethed til at undersøge immunologisk adfærd og terapeutiske interventioner.
I IPTT-modellen indsættes et gnavertrakealtransplantat direkte i modtagerens lunge gennem pleura. Denne model adskiller sig fra den heterotopiske trakealtransplantationsmodel (HTT), hvor transplantater transplanteres til subkutane eller omale steder, og fra den ortopiske trakealtransplantationsmodel (OTT), hvor donorluftrøret erstatter modtagerens luftrør.
En vellykket implementering af IPTT-modellen kræver avancerede anæstetiske og kirurgiske færdigheder. Anæstetiske færdigheder omfatter endotracheal intubation af modtageren, indstilling af passende respiratoriske parametre og passende tidsindstillet ekstubation efter genopretning fra anæstesi. Kirurgiske færdigheder er afgørende for præcis transplantatplacering i lungen og for at sikre effektiv forsegling af den viscerale pleura for at forhindre luftlækage og blødning. Generelt tager læringsprocessen cirka 2 måneder.
I modsætning til HTT- og OTT-modellerne udvikler allograftluftvejene i IPTT-modellen udslettelse af luftvejene i det relevante lungemikromiljø. Dette gør det muligt for efterforskere at studere lungespecifikke immunologiske og angiogene processer involveret i udslettelse af luftveje efter lungetransplantation. Desuden er denne model også unik, fordi den udviser tertiære lymfoide organer (TLO’er), som også ses i humane lungetransplantater. TLO’er består af T- og B-cellepopulationer og er kendetegnet ved tilstedeværelsen af høje endotelvenuler, der styrer rekruttering af immunceller; Derfor vil de sandsynligvis spille en afgørende rolle i transplantataccept og afvisning. Vi konkluderer, at IPTT-modellen er et nyttigt værktøj til at studere intrapulmonale immun- og profibrotiske veje, der er involveret i udviklingen af luftvejsudslettelse i lungetransplantationsallograften.
Introduction
Lungetransplantation er blevet etableret som en effektiv behandling for patienter med luftvejssygdomme i slutstadiet. Imidlertid er medianoverlevelsesraten for humane lungetransplanterede modtagere kun ca. 6 år, hvor udviklingen af obliterativ bronchiolitis (OB), en type obstruktiv luftvejssygdom (OAD), er en væsentlig dødsårsag efter det første år efter transplantation1.
Flere dyremodeller er blevet brugt til at undersøge mekanismen bag OAD. En sådan model er den heterotopiske trakealtransplantation (HTT) model2. I denne model implanteres trakealtransplantater i modtagerens subkutane væv eller omentum. Iskæmi-induceret tab af trakeale transplantatepitelceller forekommer efterfulgt af alloreaktiv lymfocytinfiltration og apoptose af donorepitelceller. Fibroblaster og myofibroblaster migrerer rundt i luftrøret og producerer en ekstracellulær matrix. Endelig forekommer fuldstændig fibrøs udslettelse af luftvejens lumen. HTT-modellen er teknisk enkel, giver et in vivo-miljø og tilbyder høj reproducerbarhed.
En anden model til undersøgelse af OAD er rotteortopisk trakealtransplantation (OTT) model, hvor trakealtransplantater indsættes i modtagerens luftrør for at opretholde fysiologisk ventilation3. I denne model resulterer iskæmi-induceret udtømning af donorepitelceller i, at de erstattes af modtagerepitelceller i luftrøret, der danner en uhindret luftvej ledsaget af moderat fibrose. Selvom disse modeller har bidraget til forståelsen af udslettelse af luftvejene efter lungetransplantation, har de begrænsninger med hensyn til rekapitulation af lungeparenkymmikromiljøet.
Vores forskergruppe introducerede rottemodellen for intrapulmonal trakealtransplantation (IPTT), hvor trakealtransplantater implanteres i modtagerlungen4 (figur 1). IPTT-modellen udviser fibrøs udslettelse af luftvejslumen, der forekommer i lungemikromiljøet. Desuden er det med succes blevet anvendt på mus, der er teknisk mere udfordrende end rotte IPTT 5,6,7,8,9,10. Denne tilpasning af murine IPTT-modellen gjorde det muligt for os at dykke dybere ned i de indviklede detaljer i OAD’s lungeimmunologiske miljø efter lungetransplantation ved hjælp af transgene mus.
IPTT-modellen har nogle unikke funktioner. Den ene er neoangiogenese, som lettes af lungecirkulationen og spiller en afgørende rolle i luftvejsudslettelse 4,10. Derudover udviser IPTT-modellen lymfoide aggregater, hvoraf nogle har høje endotelvenuler, der udtrykker perifer knudeadressein, hvilket indikerer, at de er tertiære lymfoide organer (TLO’er)7,8. TLO’er ligner lymfeknuder og består af T-celler, B-celler og ofte et kimcenter ledsaget af follikulære dendritiske celler11,12. TLO’er er blevet rapporteret i forskellige kroniske inflammatoriske sygdomme, herunder udslettelse af luftveje, hvilket gør IPTT-modellen velegnet til at undersøge TLO’ernes rolle i luftvejsudslettelse 7,8,11,12,13. Dette papir præsenterer metoden for murine IPTT-modellen med det formål at gøre forskere bekendt med denne model og lette yderligere undersøgelser af luftvejsudslettelse efter lungetransplantation.
Protocol
Representative Results
Discussion
Den murin IPTT-procedure omfatter kritiske trin. Med hensyn til anæstesi er det første afgørende trin endotracheal intubation. Det er vigtigt at holde musen i en passende højde med benene på bordet for at visualisere stemmebåndene og lette øjeblikkelig intubation. Derudover er omhyggelig justering af åndedrætsvolumen og positivt slutekspiratorisk tryk (PEEP) nødvendigt. Typisk er et åndedrætsvolumen på 500 μL og en PEEP på 2 cmH2O tilstrækkelige til mus, der vejer 25-30 g. Imidlertid kan størr…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Forfatterne vil gerne takke Jerome Valero for at redigere dette manuskript. Figur 1 og figur 3I,J,L blev oprettet med BioRender.com.
Materials
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt – 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
