JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemistry

מטבולומיקה עורקית למדידה בחילוף מטבוליטים של Vivo ברקמת שומן חומה

Published: October 06, 2023
doi:
10.3791/66012
, , , , , , ,
1Department of Biological Sciences,Sungkyunkwan University (SKKU), 2Department of Biochemistry, College of Natural Sciences,Chungnam National University, 3Department of Biotechnology, College of Life Sciences and Biotechnology,Korea University

Summary

בפרוטוקול זה מתוארות שיטות רלוונטיות למטבוליקה עורקית מותאמת ל-BAT באמצעות GC-MS במודל עכבר. שיטות אלה מאפשרות רכישת תובנות יקרות ערך לגבי חילופי מטבוליטים בתיווך BAT ברמת האורגניזם.

Abstract

רקמת שומן חום (BAT) ממלאת תפקיד מכריע בוויסות הומאוסטזיס מטבולי באמצעות תהליך ייחודי של הוצאת אנרגיה המכונה תרמוגנזה שאינה רועדת. כדי להשיג זאת, BAT משתמשת בתפריט מגוון של חומרים מזינים במחזור כדי לתמוך בביקוש המטבולי הגבוה שלה. בנוסף, BAT מפריש גורמים ביו-אקטיביים שמקורם במטבוליטים שיכולים לשמש כדלקים מטבוליים או מולקולות איתות, מה שמקל על תקשורת תוך-רקמתית ו/או בין-רקמתית בתיווך BAT. זה מצביע על כך ש- BAT משתתף באופן פעיל בחילופי מטבוליטים מערכתיים, תכונה מעניינת שמתחילה להיחקר. כאן, אנו מציגים פרוטוקול עבור metabolomics arteriovenous BAT ממוטב ברמת עכבר in vivo . הפרוטוקול מתמקד בשיטות רלוונטיות לגירויים תרמוגניים ובטכניקת דגימת דם עורקית באמצעות וריד זולצר, המנקז באופן סלקטיבי דם ורידי בין-סקפולרי שמקורו ב-BAT ודם עורקי סיסטמי. לאחר מכן, מודגם פרוטוקול מטאבולומיקה מבוסס כרומטוגרפיית גז באמצעות דגימות דם אלה. השימוש בטכניקה זו אמור להרחיב את ההבנה של חילופי מטבוליטים מווסתים על ידי BAT ברמה הבין-איברית על ידי מדידת ספיגה נטו ושחרור של מטבוליטים על ידי BAT.

Introduction

רקמת שומן חומה (BAT) היא בעלת תכונת הוצאת אנרגיה ייחודית הידועה בשם תרמוגנזה לא רועדת (NST), הכוללת הן את המנגנונים התלויים בחלבון 1 (UCP1) והן במנגנונים שאינם תלויים ב-UCP1 (UCP1) ו-UCP1 שאינםתלויים ב-UCP1 1,2,3,4,5. מאפיינים ייחודיים אלה משלבים BAT בוויסות חילוף החומרים המערכתי ובפתוגנזה של מחלות מטבוליות, כולל השמנת יתר, סוכרת מסוג 2, מחלות לב וכלי דם וסרטן קכסיה 6,7,8. מחקרים רטרוספקטיביים אחרונים הראו קשר הפוך בין מסת BAT ו / או הפעילות המטבולית שלה עם השמנת יתר, היפרגליקמיה, ובריאות cardiometabolic בבני אדם 9,10,11.

לאחרונה, BAT הוצע ככיור מטבולי האחראי על שמירה על NST, מכיוון שהוא דורש כמויות משמעותיות של חומרים מזינים במחזור כמו דלק תרמוגני 6,7. יתר על כן, BAT יכול ליצור ולשחרר גורמים ביו-אקטיביים, המכונים אדיפוקינים חומים או BATokines, הפועלים כאותות אנדוקריניים ו / או פרקריניים, המצביעים על מעורבותו הפעילה בהומאוסטזיס מטבולי ברמת המערכת 12,13,14,15. לכן, הבנת חילוף החומרים התזונתי של באט אמורה לשפר את הבנתנו את משמעותו הפתופיזיולוגית בבני אדם, מעבר לתפקידו הקונבנציונלי כאיבר תרמו-רגולטורי.

מחקרים מטאבולומיים המשתמשים בעוקבי איזוטופים יציבים, בשילוב עם מחקרי ספיגת חומרים מזינים קלאסיים המשתמשים ברדיוטרייסרים שאינם ניתנים לחילוף חומרים, שיפרו באופן משמעותי את הבנתנו אילו חומרים מזינים נלקחים באופן מועדף על ידי BAT וכיצד הם מנוצלים 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25 ,26,27. לדוגמה, מחקרי נותב רדיואקטיבי הראו כי BAT המופעל בקור לוקח גלוקוז, חומצות שומן הקשורות לליפופרוטאין, וחומצות אמינו מסועפות שרשרת 16,17,18,19,20,21,22,23,27. מעקב איזוטופים עדכני בשילוב עם מחקרים מטבוליים אפשרו לנו למדוד את הגורל המטבולי והשטף של חומרים מזינים אלה בתוך רקמות ותאים בתרבית 24,25,26,28,29,30. עם זאת, ניתוחים אלה מתמקדים בעיקר בניצול אינדיבידואלי של חומרים מזינים, ומשאירים אותנו עם ידע מוגבל על התפקידים ברמת המערכות של BAT בחילוף מטבוליטים של איברים. שאלות לגבי הסדרה הספציפית של חומרים מזינים במחזור הדם הנצרכים על ידי BAT ותרומותיהם הכמותיות במונחים של פחמן וחנקן נותרו חמקמקות. בנוסף, המחקר האם BAT יכול לייצר ולשחרר BATokines שמקורם במטבוליטים (למשל, ליפוקינים) באמצעות חומרים מזינים רק מתחיל 12,13,14,15,31,32.

ניתוח דם עורקי הוא גישה פיזיולוגית קלאסית המשמשת להערכת ספיגה או שחרור ספציפיים של מולקולות במחזור הדם באיברים/רקמות. טכניקה זו יושמה בעבר על BAT interscapular של חולדות כדי למדוד חמצן וכמה מטבוליטים, ובכך ביסס BAT כאתר העיקרי של תרמוגנזה אדפטיבית עם הפוטנציאל הקטבולי שלה 33,34,35,36,37. לאחרונה, מחקר עורקי באמצעות BAT interscapular של חולדות שולב בשילוב עם גישה טרנס-אומיקס, מה שהוביל לזיהוי של BATokines שלא התגלו ששוחררו על ידי BAT38 מגורה תרמוגנית.

ההתקדמות האחרונה בספקטרומטריית מסה מבוססת כרומטוגרפיית גז וכרומטוגרפיה נוזלית ברגישות גבוהה (GC-MS ו- LC-MS) הציתה מחדש את העניין במחקרים עורקיים לניתוח כמותי של חילופי מטבוליטים ספציפיים לאיברים 39,40,41. טכניקות אלה, עם כוח הרזולוציה הגבוה שלהן ודיוק המסה שלהן, מאפשרות ניתוח מקיף של מגוון רחב של מטבוליטים באמצעות כמויות מדגם קטנות.

בהתאם להתקדמות זו, מחקר שנערך לאחרונה התאים בהצלחה מטבולומיקה עורקית לחקר BAT ברמת העכבר, ואיפשר ניתוח כמותי של פעילויות חילופי מטבוליטים ב- BAT בתנאים שונים42. מאמר זה מציג פרוטוקול מטבולומיקה עורקית ממוקד BAT באמצעות GC-MS במודל עכבר C57BL/6J.

Protocol

כל הניסויים נערכו באישור הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת סונגקיונקוואן (IACUC). עכברים שוכנו במתקן בעלי חיים שאושר על ידי IACUC הממוקם בחדר נקי שנקבע על 22 מעלות צלזיוס ו-45% לחות, לאחר מחזור יומי של 12 שעות אור/חושך. הם הוחזקו במדפים מאווררים והייתה להם גישה לדיאטת צ’או סטנדרט…

Representative Results

איור 1 מדגים את סכמת הניסוי של מטבולומיקה AV ממוטבת BAT. כפי שהוזכר בסעיף הפרוטוקול, כדי להשיג רקמות שומן חום מגורה באופן דיפרנציאלי, עכברים עוברים אקלום טמפרטורה באמצעות אינקובטורים מכרסמים או מקבלים טיפול תרופתי כגון אגוניסטים לקולטן β-אדרנרגי. לאחר מכן, עכברים מורדמים, וד?…

Discussion

צעד קריטי בהבנת הפוטנציאל המטבולי של BAT במאזן האנרגיה של כל הגוף הוא להגדיר אילו חומרים מזינים הוא צורך, כיצד הם מעובדים מטבולית, ואילו מטבוליטים משתחררים למחזור הדם. פרוטוקול זה מציג טכניקת דגימה עורקית מיוחדת המאפשרת גישה לכלי הדם הוורידיים של BAT בין-סקפולרי וכלי דם עורקיים מערכתיים בעכ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנו מודים לכל חברי מעבדות צ’וי ויונג על הדיון המתודולוגי. אנו מודים ל- C. Jang ו- D. Guertin על העצה והמשוב. אנו מודים למ.ס. צ’וי על הקריאה הביקורתית של כתב היד. עבודה זו מומנה על ידי NRF-2022R1C1C1012034 ל- S.M.J.; NRF-2022R1C1C1007023 ל-D.W.C; NRF-2022R1A4A3024551 ל- S.M.J. ו- D.W.C. עבודה זו נתמכה על-ידי האוניברסיטה הלאומית צ’ונגנם עבור W.T.K. איור 1 ואיור 2 נוצרו באמצעות BioRender (http://biorender.com/).

Materials

0.5-20 µL Filter Tips Axygen AX.TF-20-R-S
1 mL Syringe with attached needle – 26 G 5/8" BD Biosciences 309597
Agilent 5977B GC/MSD (mass selective detector) Agilent G7077B
Agilent 7693A Autosampler Agilent G4513A
Agilent 8890 GC System Agilent G3542A
Agilent J&W GC column (Capilary column) HP-5MS UI Agilent 19091S-433UI
Agilent MassHunter Workstation software_MS Quantitative analysis(Quant-My-way) Agilent G3335-90240
C57BL/6J mouse DBL C57BL/6JBomTac
CentriVap -50 °C Cold Trap (with Stainless steel Lid) LABCONCO  7811041
DL-Norvaline Sigma-Aldrich N7502-25G
Eppendorf centrifuge 5430R Eppendorf 5428000210
Eppendorf Safe-Lock Tubes 1.5 mL Eppendorf 30120086
Glass insert 250 μL  Agilent 5181-1270
Methanol (LC-MS grade) Sigma-Aldrich Q34966-1L
Methoxyamine hydrochloride Sigma-Aldrich 226904-5G
Microvette 200 Serum, 200 µL, cap red, flat base Sarstedt 20.1290.100
MTBSTFA Sigma-Aldrich 394882-100ML
Pyridine(anhydrous, 99.8%) Sigma-Aldrich 270970-100ML
Refrigerated CentriVap Complete Vaccum Concentrators LABCONCO  7310041
Rodent diet SAFE SAFE R+40-10
Rodent incubator Power scientific RIT33SD
Ultra-Fine Pen Needles – 29 G 1/2" BD Biosciences 328203
Vial Cap 9 mm Agilent 5190-9067
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL Agilent 5190-9063
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL+A2:C40 Axygen PCR-02-C
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol Rev. 84 (1), 277-359 (2004).
  2. Ikeda, K., et al. UCP1-independent signaling involving SERCA2b-mediated calcium cycling regulates beige fat thermogenesis and systemic glucose homeostasis. Nat Med. 23 (12), 1454-1465 (2017).
  3. Kazak, L., et al. A creatine-driven substrate cycle enhances energy expenditure and thermogenesis in beige fat. Cell. 163 (3), 643-655 (2015).
  4. Rahbani, J. F., et al. Creatine kinase B controls futile creatine cycling in thermogenic fat. Nature. 590 (7846), 480-485 (2021).
  5. Ukropec, J., Anunciado, R. P., Ravussin, Y., Hulver, M. W., Kozak, L. P. UCP1-independent thermogenesis in white adipose tissue of cold-acclimated Ucp1-/- mice. J Biol Chem. 281 (42), 31894-31908 (2006).
  6. Chen, K. Y., et al. Opportunities and challenges in the therapeutic activation of human energy expenditure and thermogenesis to manage obesity. J Biol Chem. 295 (7), 1926-1942 (2020).
  7. Wolfrum, C., Gerhart-Hines, Z. Fueling the fire of adipose thermogenesis. Science. 375 (6586), 1229-1231 (2022).
  8. Seki, T., et al. Brown-fat-mediated tumour suppression by cold-altered global metabolism. Nature. 608 (7922), 421-428 (2022).
  9. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  10. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  11. Yoneshiro, T., et al. Recruited brown adipose tissue as an antiobesity agent in humans. J Clin Invest. 123 (8), 3404-3408 (2013).
  12. Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol. 13 (1), 26-35 (2017).
  13. Villarroya, J., et al. New insights into the secretory functions of brown adipose tissue. J Endocrinol. 243 (2), R19-R27 (2019).
  14. Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocr Rev. 41 (1), 53-65 (2020).
  15. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nat Rev Endocrinol. 15 (9), 507-524 (2019).
  16. Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (2), E444-E452 (2007).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. N Engl J Med. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  19. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N Engl J Med. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  20. Saito, M., et al. High incidence of metabolically active brown adipose tissue in healthy adult humans: effects of cold exposure and adiposity. Diabetes. 58 (7), 1526-1531 (2009).
  21. Labbe, S. M., et al. In vivo measurement of energy substrate contribution to cold-induced brown adipose tissue thermogenesis. FASEB J. 29 (5), 2046-2058 (2015).
  22. Yoneshiro, T., et al. BCAA catabolism in brown fat controls energy homeostasis through SLC25A44. Nature. 572 (7771), 614-619 (2019).
  23. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. J Clin Invest. 122 (2), 545-552 (2012).
  24. Jung, S. M., et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 36 (4), 109459 (2021).
  25. Wang, Z., et al. Chronic cold exposure enhances glucose oxidation in brown adipose tissue. EMBO Rep. 21 (11), e50085 (2020).
  26. Hui, S., et al. Quantitative fluxomics of circulating metabolites. Cell Metab. 32 (4), 676-688 (2020).
  27. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  28. Held, N. M., et al. Pyruvate dehydrogenase complex plays a central role in brown adipocyte energy expenditure and fuel utilization during short-term beta-adrenergic activation. Sci Rep. 8 (1), 9562 (2018).
  29. Panic, V., et al. Mitochondrial pyruvate carrier is required for optimal brown fat thermogenesis. Elife. 9, e52558 (2020).
  30. Winther, S., et al. Restricting glycolysis impairs brown adipocyte glucose and oxygen consumption. Am J Physiol Endocrinol Metab. 314 (3), E214-E223 (2018).
  31. Lynes, M. D., et al. The cold-induced lipokine 12,13-diHOME promotes fatty acid transport into brown adipose tissue. Nat Med. 23 (5), 631-637 (2017).
  32. Shamsi, F., Wang, C. H., Tseng, Y. H. The evolving view of thermogenic adipocytes – ontogeny, niche and function. Nat Rev Endocrinol. 17 (12), 726-744 (2021).
  33. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Lett. 104 (1), 13-16 (1979).
  34. Foster, D. O., Frydman, M. L., Usher, J. R. Nonshivering thermogenesis in the rat. I. The relation between drug-induced changes in thermogenesis and changes in the concentration of plasma cyclic AMP. Can J Physiol Pharmacol. 55 (1), 52-64 (1977).
  35. Foster, D. O., Frydman, M. L. Nonshivering thermogenesis in the rat. II. Measurements of blood flow with microspheres point to brown adipose tissue as the dominant site of the calorigenesis induced by noradrenaline. Can J Physiol Pharmacol. 56 (1), 110-122 (1978).
  36. Foster, D. O., Frydman, M. L. Tissue distribution of cold-induced thermogenesis in conscious warm- or cold-acclimated rats reevaluated from changes in tissue blood flow: the dominant role of brown adipose tissue in the replacement of shivering by nonshivering thermogenesis. Can J Physiol Pharmacol. 57 (3), 257-270 (1979).
  37. Lopez-Soriano, F. J., Alemany, M. Effect of cold-temperature exposure and acclimation on amino acid pool changes and enzyme activities of rat brown adipose tissue. Biochim Biophys Acta. 925 (3), 265-271 (1987).
  38. Cereijo, R., et al. CXCL14, a brown adipokine that mediates brown-fat-to-macrophage communication in thermogenic adaptation. Cell Metab. 28 (5), 750-763 (2018).
  39. Jang, C., Chen, L., Rabinowitz, J. D. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 173 (4), 822-837 (2018).
  40. Murashige, D., et al. Comprehensive quantification of fuel use by the failing and nonfailing human heart. Science. 370 (6514), 364-368 (2020).
  41. Jang, C., et al. Metabolite exchange between mammalian organs quantified in pigs. Cell Metab. 30 (3), 594-606 (2019).
  42. Park, G., et al. Quantitative analysis of metabolic fluxes in brown fat and skeletal muscle during thermogenesis. Nat Metab. 5 (7), 1204-1220 (2023).
  43. Skop, V., Xiao, C., Liu, N., Gavrilova, O., Reitman, M. L. The effects of housing density on mouse thermal physiology depend on sex and ambient temperature. Mol Metab. 53, 101332 (2021).
  44. Himms-Hagen, J., et al. Effect of CL-316,243, a thermogenic beta 3-agonist, on energy balance and brown and white adipose tissues in rats. Am J Physiol. 266 (4 Pt 2), R1371-R1382 (1994).
  45. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. J Lipid Res. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  46. Smith, R. E., Roberts, J. C. Thermogenesis of brown adipose tissue in cold-acclimated rats. Am J Physiol. 206, 143-148 (1964).
  47. Mestres-Arenas, A., Cairo, M., Peyrou, M., Villarroya, F. Blood sampling for arteriovenous difference measurements across interscapular brown adipose tissue in rat. Methods Mol Biol. 2448, 273-282 (2022).
  48. Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), e21230 (2011).
  49. Kaluarachchi, M., et al. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted (1)H NMR spectroscopy and UPLC-MS. Metabolomics. 14 (3), 32 (2018).
  50. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat Protoc. 2 (11), 2692-2703 (2007).
  51. Gonzalez-Dominguez, R., Gonzalez-Dominguez, A., Sayago, A., Fernandez-Recamales, A. Recommendations and best practices for standardizing the pre-analytical processing of blood and urine samples in metabolomics. Metabolites. 10 (6), 229 (2020).
  52. Jung, S. M., et al. Stable isotope tracing and metabolomics to study in vivo brown adipose tissue metabolic fluxes. Methods Mol Biol. 2448, 119-130 (2022).
  53. Ngo, J., et al. Mitochondrial morphology controls fatty acid utilization by changing CPT1 sensitivity to malonyl-CoA. EMBO J. 42 (11), e111901 (2023).
  54. Yoo, H. J., et al. MsrB1-regulated GAPDH oxidation plays programmatic roles in shaping metabolic and inflammatory signatures during macrophage activation. Cell Rep. 41 (6), 111598 (2022).
  55. Straw, J. A., Fregly, M. J. Evaluation of thyroid and adrenal-pituitary function during cold acclimation. J Appl Physiol. 23 (6), 825-830 (1967).
  56. Silva, J. E., Larsen, P. R. Potential of brown adipose tissue type II thyroxine 5′-deiodinase as a local and systemic source of triiodothyronine in rats. J Clin Invest. 76 (6), 2296-2305 (1985).
  57. Wilkerson, J. E., Raven, P. B., Bolduan, N. W., Horvath, S. M. Adaptations in man’s adrenal function in response to acute cold stress. J Appl Physiol. 36 (2), 183-189 (1974).
  58. Wagner, J. A., Horvath, S. M., Kitagawa, K., Bolduan, N. W. Comparisons of blood and urinary responses to cold exposures in young and older men and women. J Gerontol. 42 (2), 173-179 (1987).
  59. Lee, P., et al. Mild cold exposure modulates fibroblast growth factor 21 (FGF21) diurnal rhythm in humans: relationship between FGF21 levels, lipolysis, and cold-induced thermogenesis. J Clin Endocrinol Metab. 98 (1), E98-E102 (2013).
  60. Ameka, M., et al. Liver derived FGF21 maintains core body temperature during acute cold exposure. Sci Rep. 9 (1), 630 (2019).
  61. Shimano, M., Ouchi, N., Walsh, K. Cardiokines: recent progress in elucidating the cardiac secretome. Circulation. 126 (21), e327-e332 (2012).
  62. Planavila, A., Fernandez-Sola, J., Villarroya, F. Cardiokines as modulators of stress-induced cardiac disorders. Adv Protein Chem Struct Biol. 108, 227-256 (2017).
  63. Dettmer, K., Aronov, P. A., Hammock, B. D. Mass spectrometry-based metabolomics. Mass Spectrom Rev. 26 (1), 51-78 (2007).
  64. Lu, W., et al. Metabolite measurement: pitfalls to avoid and practices to follow. Annu Rev Biochem. 86, 277-304 (2017).
  65. Collins, S. L., Koo, I., Peters, J. M., Smith, P. B., Patterson, A. D. Current challenges and recent developments in mass spectrometry-based metabolomics. Annu Rev Anal Chem (Palo Alto Calif). 14 (1), 467-487 (2021).
  66. Beale, D. J., et al. Review of recent developments in GC-MS approaches to metabolomics-based research). Metabolomics. 14 (11), 152 (2018).
  67. Bae, H., Lam, K., Jang, C. Metabolic flux between organs measured by arteriovenous metabolite gradients. Exp Mol Med. 54 (9), 1354-1366 (2022).
  68. Paulus, A., Drude, N., van Marken Lichtenbelt, W., Mottaghy, F. M., Bauwens, M. Brown adipose tissue uptake of triglyceride-rich lipoprotein-derived fatty acids in diabetic or obese mice under different temperature conditions. EJNMMI Res. 10 (1), 127 (2020).
  69. Ohlson, K. B., Mohell, N., Cannon, B., Lindahl, S. G., Nedergaard, J. Thermogenesis in brown adipocytes is inhibited by volatile anesthetic agents. A factor contributing to hypothermia in infants. Anesthesiology. 81 (1), 176-183 (1994).
  70. Ohlson, K. B., et al. Inhibitory effects of halothane on the thermogenic pathway in brown adipocytes: localization to adenylyl cyclase and mitochondrial fatty acid oxidation. Biochem Pharmacol. 68 (3), 463-477 (2004).
  71. Ohlson, K. B., Lindahl, S. G., Cannon, B., Nedergaard, J. Thermogenesis inhibition in brown adipocytes is a specific property of volatile anesthetics. Anesthesiology. 98 (2), 437-448 (2003).

Tags

Arteriovenous MetabolomicsMetabolite ExchangeEnergy ExpenditureThermogenesisMouse ModelGas Chromatography-based Metabolomics

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lee, S., Lim, G., Kim, S., Kim, H., Roh, Y. J., Kim, W., Choi, D. W., Jung, S. M. Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (200), e66012, doi:10.3791/66012 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image