ब्राउन वसा ऊतक में विवो मेटाबोलाइट एक्सचेंज में मापने के लिए धमनीशिरापरक मेटाबोलॉमिक्स
Summary
इस प्रोटोकॉल में, माउस मॉडल में जीसी-एमएस का उपयोग करके बैट-अनुकूलित धमनीशिरापरक मेटाबोलामिक्स के लिए प्रासंगिक तरीकों को रेखांकित किया गया है। ये विधियां जीव स्तर पर बैट-मध्यस्थता मेटाबोलाइट एक्सचेंज में मूल्यवान अंतर्दृष्टि के अधिग्रहण की अनुमति देती हैं।
Abstract
ब्राउन वसा ऊतक (बीएटी) एक अद्वितीय ऊर्जा व्यय प्रक्रिया के माध्यम से चयापचय होमियोस्टेसिस को विनियमित करने में महत्वपूर्ण भूमिका निभाता है जिसे गैर-कंपकंपी थर्मोजेनेसिस के रूप में जाना जाता है। इसे प्राप्त करने के लिए, बैट अपनी उच्च चयापचय मांग का समर्थन करने के लिए पोषक तत्वों को प्रसारित करने के विविध मेनू का उपयोग करता है। इसके अतिरिक्त, बैट मेटाबोलाइट-व्युत्पन्न बायोएक्टिव कारकों को गुप्त करता है जो चयापचय ईंधन या सिग्नलिंग अणुओं के रूप में काम कर सकते हैं, जिससे बैट-मध्यस्थता इंट्राटिश्यू और / या इंटरटिश्यू संचार की सुविधा मिलती है। इससे पता चलता है कि बैट सक्रिय रूप से प्रणालीगत मेटाबोलाइट एक्सचेंज में भाग लेता है, एक दिलचस्प विशेषता जिसे खोजा जाने लगा है। यहां, हम विवो माउस-स्तर अनुकूलित बैट धमनीशिरापरक मेटाबोलॉमिक्स के लिए एक प्रोटोकॉल पेश करते हैं। प्रोटोकॉल थर्मोजेनिक उत्तेजनाओं के लिए प्रासंगिक तरीकों और सुल्ज़र की नस का उपयोग करके एक धमनीशिरापरक रक्त नमूना तकनीक पर केंद्रित है, जो चुनिंदा रूप से इंटरस्कैपुलर बैट-व्युत्पन्न शिरापरक रक्त और प्रणालीगत धमनी रक्त को निकालता है। इसके बाद, उन रक्त नमूनों का उपयोग करके एक गैस क्रोमैटोग्राफी-आधारित मेटाबोलामिक्स प्रोटोकॉल का प्रदर्शन किया जाता है। इस तकनीक के उपयोग को बैट द्वारा मेटाबोलाइट्स के शुद्ध तेज और रिलीज को मापने के द्वारा अंतर-अंग स्तर पर बैट-विनियमित मेटाबोलाइट एक्सचेंज की समझ का विस्तार करना चाहिए।
Introduction
ब्राउन वसा ऊतक (बैट) में एक अद्वितीय ऊर्जा व्यय संपत्ति होती है जिसे गैर-कंपकंपी थर्मोजेनेसिस (एनएसटी) के रूप में जाना जाता है, जिसमें माइटोकॉन्ड्रियल अनकपलिंग प्रोटीन 1 (यूसीपी 1) -निर्भर और यूसीपी1-स्वतंत्र तंत्र 1,2,3,4,5 दोनों शामिल हैं। इन विशिष्ट विशेषताओं प्रणालीगत चयापचय और मोटापा सहित चयापचय रोगों के रोगजनन के नियमन में बैट फंसाना, प्रकार 2 मधुमेह, हृदय रोग, और कैंसर cachexia 6,7,8. हाल के पूर्वव्यापी अध्ययनों ने बैट द्रव्यमान और / या मोटापे, हाइपरग्लाइसेमिया और मनुष्यों में कार्डियोमेटाबोलिक स्वास्थ्य के साथ इसकी चयापचय गतिविधि के बीच एक व्युत्क्रम संबंध दिखाया है 9,10,11.
हाल ही में, बैट को एनएसटी को बनाए रखने के लिए जिम्मेदार चयापचय सिंक के रूप में प्रस्तावित किया गया है, क्योंकि इसे थर्मोजेनिक ईंधन 6,7 के रूप में परिसंचारी पोषक तत्वों की पर्याप्त मात्रा की आवश्यकता होती है। इसके अलावा, बैट बायोएक्टिव कारकों को उत्पन्न और जारी कर सकता है, जिन्हें ब्राउन एडिपोकिन्स या बैटकोकिन्स कहा जाता है, जो अंतःस्रावी और / या पैराक्राइन संकेतों के रूप में कार्य करते हैं, जो सिस्टम-स्तरीय चयापचय होमियोस्टेसिस 12,13,14,15में इसकी सक्रिय भागीदारी का संकेत देते हैं। इसलिए, बैट के पोषक तत्व चयापचय को समझने से मनुष्यों में इसके पैथोफिजियोलॉजिकल महत्व की हमारी समझ को बढ़ाना चाहिए, थर्मोरेगुलेटरी अंग के रूप में इसकी पारंपरिक भूमिका से परे।
गैर-चयापचय योग्य रेडियोट्रेसर्स का उपयोग करके क्लासिक पोषक तत्व तेज अध्ययनों के संयोजन में स्थिर आइसोटोप ट्रेसर को नियोजित करने वाले मेटाबोलोमिक अध्ययनों ने हमारी समझ में काफी सुधार किया है कि कौन से पोषक तत्व बैट द्वारा अधिमानतः लिए जाते हैं और उनका उपयोग कैसे किया जाता है 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. उदाहरण के लिए, रेडियोधर्मी अनुरेखक अध्ययनों से पता चला है कि शीत-सक्रिय बैट ग्लूकोज, लिपोप्रोटीन-बाउंड फैटी एसिड और ब्रांकेड-चेन अमीनो एसिड 16,17,18,19,20,21,22,23,27 लेता है. हाल ही में आइसोटोप अनुरेखण चयापचय अध्ययन के साथ संयुक्त हमें चयापचय भाग्य और ऊतकों और सुसंस्कृत कोशिकाओं 24,25,26,28,29,30 के भीतर इन पोषक तत्वों के प्रवाह को मापने के लिए अनुमति दी है. हालांकि, ये विश्लेषण मुख्य रूप से पोषक तत्वों के व्यक्तिगत उपयोग पर ध्यान केंद्रित करते हैं, जिससे हमें अंग मेटाबोलाइट एक्सचेंज में बीएटी की सिस्टम-स्तरीय भूमिकाओं के सीमित ज्ञान के साथ छोड़ दिया जाता है। बीएटी द्वारा खपत परिसंचारी पोषक तत्वों की विशिष्ट श्रृंखला और कार्बन और नाइट्रोजन के संदर्भ में उनके मात्रात्मक योगदान के बारे में प्रश्न मायावी रहते हैं। इसके अतिरिक्त, क्या बैट पोषक तत्वों का उपयोग करके मेटाबोलाइट-व्युत्पन्न BATokines (जैसे, लिपोकिन्स) उत्पन्न और जारी कर सकता है, इसकी खोज अभी 12,13,14,15,31,32 से शुरू हो रही है।
धमनीशिरापरक रक्त विश्लेषण एक क्लासिक शारीरिक दृष्टिकोण है जिसका उपयोग अंगों/ऊतकों में परिसंचारी अणुओं के विशिष्ट तेज या रिहाई का आकलन करने के लिए किया जाता है। इस तकनीक को पहले ऑक्सीजन और कई चयापचयों को मापने के लिए चूहों के इंटरस्कैपुलर बैट पर लागू किया गया है, जिससे बैट को इसकी अपचय क्षमता 33,34,35,36,37 के साथ अनुकूली थर्मोजेनेसिस की प्रमुख साइट के रूप में स्थापित किया गया है। हाल ही में, चूहे इंटरस्कैपुलर बैट का उपयोग करके एक धमनीशिरापरक अध्ययन को ट्रांस-ओमिक्स दृष्टिकोण के साथ जोड़ा गया था, जिससे थर्मोजेनिक रूप से उत्तेजित बैट 38 द्वारा जारी अनदेखा बैट38 की पहचान की गई।
उच्च संवेदनशीलता गैस क्रोमैटोग्राफी में हाल ही में प्रगति- और तरल क्रोमैटोग्राफी-मास स्पेक्ट्रोमेट्री (जीसी-एमएस और एलसी-एमएस) आधारित मेटाबोलॉमिक्स ने अंग-विशिष्ट मेटाबोलाइट एक्सचेंज39,40,41के मात्रात्मक विश्लेषण के लिए धमनीशिरापरक अध्ययन में रुचि पैदा की है। ये तकनीकें, उनकी उच्च संकल्प शक्ति और द्रव्यमान सटीकता के साथ, छोटे नमूना मात्रा का उपयोग करके चयापचयों की एक विस्तृत श्रृंखला के व्यापक विश्लेषण को सक्षम करती हैं।
इन प्रगति के साथ संरेखण में, एक हाल के अध्ययन सफलतापूर्वक माउस स्तर पर बैट का अध्ययन करने के लिए धमनीशिरापरक चयापचयों अनुकूलित, विभिन्न परिस्थितियों में बैट में मेटाबोलाइट विनिमय गतिविधियों के मात्रात्मक विश्लेषण को सक्षम42. यह लेख C57BL/6J माउस मॉडल में GC-MS का उपयोग करके BAT-लक्षित धमनीशिरापरक मेटाबोलामिक्स प्रोटोकॉल प्रस्तुत करता है।
Protocol
Representative Results
Discussion
पूरे शरीर के ऊर्जा संतुलन में बैट की चयापचय क्षमता को समझने में एक महत्वपूर्ण कदम यह परिभाषित करना है कि यह किन पोषक तत्वों का उपभोग करता है, वे चयापचय रूप से कैसे संसाधित होते हैं, और कौन से चयापचयों को ?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
हम पद्धतिगत चर्चा के लिए चोई और जंग प्रयोगशालाओं के सभी सदस्यों को धन्यवाद देते हैं। हम सलाह और प्रतिक्रिया के लिए सी जंग और डी गुएर्टिन को धन्यवाद देते हैं। हम पांडुलिपि के आलोचनात्मक पठन के लिए एमएस चोई को धन्यवाद देते हैं। इस काम को NRF-2022R1C1C1012034 द्वारा SMJ को वित्त पोषित किया गया था; NRF-2022R1C1C1007023 से DWC; एनआरएफ-2022आर1ए4ए3024551 से एसएमजे और डीडब्ल्यूसी यह काम W.T.K. चित्रा 1 और चित्रा 2 BioRender (http://biorender.com/) का उपयोग कर बनाया गया के लिए Chungnam राष्ट्रीय विश्वविद्यालय द्वारा समर्थित किया गया था.
Materials
| 0.5-20 µL Filter Tips | Axygen | AX.TF-20-R-S | |
| 1 mL Syringe with attached needle – 26 G 5/8" | BD Biosciences | 309597 | |
| Agilent 5977B GC/MSD (mass selective detector) | Agilent | G7077B | |
| Agilent 7693A Autosampler | Agilent | G4513A | |
| Agilent 8890 GC System | Agilent | G3542A | |
| Agilent J&W GC column (Capilary column) HP-5MS UI | Agilent | 19091S-433UI | |
| Agilent MassHunter Workstation software_MS Quantitative analysis(Quant-My-way) | Agilent | G3335-90240 | |
| C57BL/6J mouse | DBL | C57BL/6JBomTac | |
| CentriVap -50 °C Cold Trap (with Stainless steel Lid) | LABCONCO | 7811041 | |
| DL-Norvaline | Sigma-Aldrich | N7502-25G | |
| Eppendorf centrifuge 5430R | Eppendorf | 5428000210 | |
| Eppendorf Safe-Lock Tubes 1.5 mL | Eppendorf | 30120086 | |
| Glass insert 250 μL | Agilent | 5181-1270 | |
| Methanol (LC-MS grade) | Sigma-Aldrich | Q34966-1L | |
| Methoxyamine hydrochloride | Sigma-Aldrich | 226904-5G | |
| Microvette 200 Serum, 200 µL, cap red, flat base | Sarstedt | 20.1290.100 | |
| MTBSTFA | Sigma-Aldrich | 394882-100ML | |
| Pyridine(anhydrous, 99.8%) | Sigma-Aldrich | 270970-100ML | |
| Refrigerated CentriVap Complete Vaccum Concentrators | LABCONCO | 7310041 | |
| Rodent diet | SAFE | SAFE R+40-10 | |
| Rodent incubator | Power scientific | RIT33SD | |
| Ultra-Fine Pen Needles – 29 G 1/2" | BD Biosciences | 328203 | |
| Vial Cap 9 mm | Agilent | 5190-9067 | |
| Vial, ambr scrw wrtn 2 mL | Agilent | 5190-9063 | |
| Vial, ambr scrw wrtn 2 mL+A2:C40 | Axygen | PCR-02-C |
References
- Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol Rev. 84 (1), 277-359 (2004).
- Ikeda, K., et al. UCP1-independent signaling involving SERCA2b-mediated calcium cycling regulates beige fat thermogenesis and systemic glucose homeostasis. Nat Med. 23 (12), 1454-1465 (2017).
- Kazak, L., et al. A creatine-driven substrate cycle enhances energy expenditure and thermogenesis in beige fat. Cell. 163 (3), 643-655 (2015).
- Rahbani, J. F., et al. Creatine kinase B controls futile creatine cycling in thermogenic fat. Nature. 590 (7846), 480-485 (2021).
- Ukropec, J., Anunciado, R. P., Ravussin, Y., Hulver, M. W., Kozak, L. P. UCP1-independent thermogenesis in white adipose tissue of cold-acclimated Ucp1-/- mice. J Biol Chem. 281 (42), 31894-31908 (2006).
- Chen, K. Y., et al. Opportunities and challenges in the therapeutic activation of human energy expenditure and thermogenesis to manage obesity. J Biol Chem. 295 (7), 1926-1942 (2020).
- Wolfrum, C., Gerhart-Hines, Z. Fueling the fire of adipose thermogenesis. Science. 375 (6586), 1229-1231 (2022).
- Seki, T., et al. Brown-fat-mediated tumour suppression by cold-altered global metabolism. Nature. 608 (7922), 421-428 (2022).
- Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
- Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
- Yoneshiro, T., et al. Recruited brown adipose tissue as an antiobesity agent in humans. J Clin Invest. 123 (8), 3404-3408 (2013).
- Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol. 13 (1), 26-35 (2017).
- Villarroya, J., et al. New insights into the secretory functions of brown adipose tissue. J Endocrinol. 243 (2), R19-R27 (2019).
- Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocr Rev. 41 (1), 53-65 (2020).
- Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nat Rev Endocrinol. 15 (9), 507-524 (2019).
- Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (2), E444-E452 (2007).
- Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
- Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. N Engl J Med. 360 (15), 1518-1525 (2009).
- van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N Engl J Med. 360 (15), 1500-1508 (2009).
- Saito, M., et al. High incidence of metabolically active brown adipose tissue in healthy adult humans: effects of cold exposure and adiposity. Diabetes. 58 (7), 1526-1531 (2009).
- Labbe, S. M., et al. In vivo measurement of energy substrate contribution to cold-induced brown adipose tissue thermogenesis. FASEB J. 29 (5), 2046-2058 (2015).
- Yoneshiro, T., et al. BCAA catabolism in brown fat controls energy homeostasis through SLC25A44. Nature. 572 (7771), 614-619 (2019).
- Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. J Clin Invest. 122 (2), 545-552 (2012).
- Jung, S. M., et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 36 (4), 109459 (2021).
- Wang, Z., et al. Chronic cold exposure enhances glucose oxidation in brown adipose tissue. EMBO Rep. 21 (11), e50085 (2020).
- Hui, S., et al. Quantitative fluxomics of circulating metabolites. Cell Metab. 32 (4), 676-688 (2020).
- Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
- Held, N. M., et al. Pyruvate dehydrogenase complex plays a central role in brown adipocyte energy expenditure and fuel utilization during short-term beta-adrenergic activation. Sci Rep. 8 (1), 9562 (2018).
- Panic, V., et al. Mitochondrial pyruvate carrier is required for optimal brown fat thermogenesis. Elife. 9, e52558 (2020).
- Winther, S., et al. Restricting glycolysis impairs brown adipocyte glucose and oxygen consumption. Am J Physiol Endocrinol Metab. 314 (3), E214-E223 (2018).
- Lynes, M. D., et al. The cold-induced lipokine 12,13-diHOME promotes fatty acid transport into brown adipose tissue. Nat Med. 23 (5), 631-637 (2017).
- Shamsi, F., Wang, C. H., Tseng, Y. H. The evolving view of thermogenic adipocytes – ontogeny, niche and function. Nat Rev Endocrinol. 17 (12), 726-744 (2021).
- Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Lett. 104 (1), 13-16 (1979).
- Foster, D. O., Frydman, M. L., Usher, J. R. Nonshivering thermogenesis in the rat. I. The relation between drug-induced changes in thermogenesis and changes in the concentration of plasma cyclic AMP. Can J Physiol Pharmacol. 55 (1), 52-64 (1977).
- Foster, D. O., Frydman, M. L. Nonshivering thermogenesis in the rat. II. Measurements of blood flow with microspheres point to brown adipose tissue as the dominant site of the calorigenesis induced by noradrenaline. Can J Physiol Pharmacol. 56 (1), 110-122 (1978).
- Foster, D. O., Frydman, M. L. Tissue distribution of cold-induced thermogenesis in conscious warm- or cold-acclimated rats reevaluated from changes in tissue blood flow: the dominant role of brown adipose tissue in the replacement of shivering by nonshivering thermogenesis. Can J Physiol Pharmacol. 57 (3), 257-270 (1979).
- Lopez-Soriano, F. J., Alemany, M. Effect of cold-temperature exposure and acclimation on amino acid pool changes and enzyme activities of rat brown adipose tissue. Biochim Biophys Acta. 925 (3), 265-271 (1987).
- Cereijo, R., et al. CXCL14, a brown adipokine that mediates brown-fat-to-macrophage communication in thermogenic adaptation. Cell Metab. 28 (5), 750-763 (2018).
- Jang, C., Chen, L., Rabinowitz, J. D. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 173 (4), 822-837 (2018).
- Murashige, D., et al. Comprehensive quantification of fuel use by the failing and nonfailing human heart. Science. 370 (6514), 364-368 (2020).
- Jang, C., et al. Metabolite exchange between mammalian organs quantified in pigs. Cell Metab. 30 (3), 594-606 (2019).
- Park, G., et al. Quantitative analysis of metabolic fluxes in brown fat and skeletal muscle during thermogenesis. Nat Metab. 5 (7), 1204-1220 (2023).
- Skop, V., Xiao, C., Liu, N., Gavrilova, O., Reitman, M. L. The effects of housing density on mouse thermal physiology depend on sex and ambient temperature. Mol Metab. 53, 101332 (2021).
- Himms-Hagen, J., et al. Effect of CL-316,243, a thermogenic beta 3-agonist, on energy balance and brown and white adipose tissues in rats. Am J Physiol. 266 (4 Pt 2), R1371-R1382 (1994).
- Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. J Lipid Res. 55 (11), 2276-2286 (2014).
- Smith, R. E., Roberts, J. C. Thermogenesis of brown adipose tissue in cold-acclimated rats. Am J Physiol. 206, 143-148 (1964).
- Mestres-Arenas, A., Cairo, M., Peyrou, M., Villarroya, F. Blood sampling for arteriovenous difference measurements across interscapular brown adipose tissue in rat. Methods Mol Biol. 2448, 273-282 (2022).
- Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), e21230 (2011).
- Kaluarachchi, M., et al. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted (1)H NMR spectroscopy and UPLC-MS. Metabolomics. 14 (3), 32 (2018).
- Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat Protoc. 2 (11), 2692-2703 (2007).
- Gonzalez-Dominguez, R., Gonzalez-Dominguez, A., Sayago, A., Fernandez-Recamales, A. Recommendations and best practices for standardizing the pre-analytical processing of blood and urine samples in metabolomics. Metabolites. 10 (6), 229 (2020).
- Jung, S. M., et al. Stable isotope tracing and metabolomics to study in vivo brown adipose tissue metabolic fluxes. Methods Mol Biol. 2448, 119-130 (2022).
- Ngo, J., et al. Mitochondrial morphology controls fatty acid utilization by changing CPT1 sensitivity to malonyl-CoA. EMBO J. 42 (11), e111901 (2023).
- Yoo, H. J., et al. MsrB1-regulated GAPDH oxidation plays programmatic roles in shaping metabolic and inflammatory signatures during macrophage activation. Cell Rep. 41 (6), 111598 (2022).
- Straw, J. A., Fregly, M. J. Evaluation of thyroid and adrenal-pituitary function during cold acclimation. J Appl Physiol. 23 (6), 825-830 (1967).
- Silva, J. E., Larsen, P. R. Potential of brown adipose tissue type II thyroxine 5′-deiodinase as a local and systemic source of triiodothyronine in rats. J Clin Invest. 76 (6), 2296-2305 (1985).
- Wilkerson, J. E., Raven, P. B., Bolduan, N. W., Horvath, S. M. Adaptations in man’s adrenal function in response to acute cold stress. J Appl Physiol. 36 (2), 183-189 (1974).
- Wagner, J. A., Horvath, S. M., Kitagawa, K., Bolduan, N. W. Comparisons of blood and urinary responses to cold exposures in young and older men and women. J Gerontol. 42 (2), 173-179 (1987).
- Lee, P., et al. Mild cold exposure modulates fibroblast growth factor 21 (FGF21) diurnal rhythm in humans: relationship between FGF21 levels, lipolysis, and cold-induced thermogenesis. J Clin Endocrinol Metab. 98 (1), E98-E102 (2013).
- Ameka, M., et al. Liver derived FGF21 maintains core body temperature during acute cold exposure. Sci Rep. 9 (1), 630 (2019).
- Shimano, M., Ouchi, N., Walsh, K. Cardiokines: recent progress in elucidating the cardiac secretome. Circulation. 126 (21), e327-e332 (2012).
- Planavila, A., Fernandez-Sola, J., Villarroya, F. Cardiokines as modulators of stress-induced cardiac disorders. Adv Protein Chem Struct Biol. 108, 227-256 (2017).
- Dettmer, K., Aronov, P. A., Hammock, B. D. Mass spectrometry-based metabolomics. Mass Spectrom Rev. 26 (1), 51-78 (2007).
- Lu, W., et al. Metabolite measurement: pitfalls to avoid and practices to follow. Annu Rev Biochem. 86, 277-304 (2017).
- Collins, S. L., Koo, I., Peters, J. M., Smith, P. B., Patterson, A. D. Current challenges and recent developments in mass spectrometry-based metabolomics. Annu Rev Anal Chem (Palo Alto Calif). 14 (1), 467-487 (2021).
- Beale, D. J., et al. Review of recent developments in GC-MS approaches to metabolomics-based research). Metabolomics. 14 (11), 152 (2018).
- Bae, H., Lam, K., Jang, C. Metabolic flux between organs measured by arteriovenous metabolite gradients. Exp Mol Med. 54 (9), 1354-1366 (2022).
- Paulus, A., Drude, N., van Marken Lichtenbelt, W., Mottaghy, F. M., Bauwens, M. Brown adipose tissue uptake of triglyceride-rich lipoprotein-derived fatty acids in diabetic or obese mice under different temperature conditions. EJNMMI Res. 10 (1), 127 (2020).
- Ohlson, K. B., Mohell, N., Cannon, B., Lindahl, S. G., Nedergaard, J. Thermogenesis in brown adipocytes is inhibited by volatile anesthetic agents. A factor contributing to hypothermia in infants. Anesthesiology. 81 (1), 176-183 (1994).
- Ohlson, K. B., et al. Inhibitory effects of halothane on the thermogenic pathway in brown adipocytes: localization to adenylyl cyclase and mitochondrial fatty acid oxidation. Biochem Pharmacol. 68 (3), 463-477 (2004).
- Ohlson, K. B., Lindahl, S. G., Cannon, B., Nedergaard, J. Thermogenesis inhibition in brown adipocytes is a specific property of volatile anesthetics. Anesthesiology. 98 (2), 437-448 (2003).
