JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Biochemistry

Arteriovenøs metabolomikk for å måle in vivo metabolittutveksling i brunt fettvev

Published: October 06, 2023
doi:
10.3791/66012
, , , , , , ,
1Department of Biological Sciences,Sungkyunkwan University (SKKU), 2Department of Biochemistry, College of Natural Sciences,Chungnam National University, 3Department of Biotechnology, College of Life Sciences and Biotechnology,Korea University

Summary

I denne protokollen er metoder som er relevante for BAT-optimaliserte arteriovenøse metabolomics ved bruk av GC-MS i en musemodell skissert. Disse metodene gjør det mulig å tilegne seg verdifull innsikt i BAT-mediert metabolittutveksling på organismenivå.

Abstract

Brunt fettvev (BAT) spiller en avgjørende rolle i å regulere metabolsk homeostase gjennom en unik energiforbruksprosess kjent som ikke-rystende termogenese. For å oppnå dette bruker BAT en variert meny av sirkulerende næringsstoffer for å støtte sin høye metabolske etterspørsel. I tillegg utskiller BAT metabolittavledede bioaktive faktorer som kan tjene som enten metabolske drivstoff eller signalmolekyler, noe som letter BAT-mediert intravev og / eller intervevskommunikasjon. Dette antyder at BAT aktivt deltar i systemisk metabolittutveksling, en interessant funksjon som begynner å bli utforsket. Her introduserer vi en protokoll for in vivo musenivå optimalisert BAT arteriovenøs metabolomikk. Protokollen fokuserer på relevante metoder for termogene stimuleringer og en arteriovenøs blodprøvetakingsteknikk ved bruk av Sulzers vene, som selektivt drenerer interskapulært BAT-avledet venøst blod og systemisk arterielt blod. Deretter demonstreres en gasskromatografibasert metabolomikkprotokoll ved bruk av disse blodprøvene. Bruken av denne teknikken bør utvide forståelsen av BAT-regulert metabolittutveksling på interorgannivå ved å måle netto opptak og frigjøring av metabolitter ved BAT.

Introduction

Brunt fettvev (BAT) har en unik energiforbruksegenskap kjent som ikke-rystende termogenese (NST), som involverer både mitokondrielt frakoblingsprotein 1 (UCP1) -avhengige og UCP1-uavhengige mekanismer 1,2,3,4,5. Disse karakteristiske egenskapene impliserer BAT i reguleringen av systemisk metabolisme og patogenesen av metabolske sykdommer, inkludert fedme, type 2 diabetes, kardiovaskulær sykdom og kreftkakeksi 6,7,8. Nylige retrospektive studier har vist en omvendt sammenheng mellom BAT-masse og/eller dens metabolske aktivitet med fedme, hyperglykemi og kardiometabolsk helse hos mennesker 9,10,11.

Nylig har BAT blitt foreslått som en metabolsk vask som er ansvarlig for å opprettholde NST, da det krever betydelige mengder sirkulerende næringsstoffer som termogent drivstoff 6,7. Videre kan BAT generere og frigjøre bioaktive faktorer, referert til som brune adipokiner eller BATokiner, som fungerer som endokrine og / eller parakrine signaler, noe som indikerer dets aktive involvering i systemnivå metabolsk homeostase 12,13,14,15. Derfor bør forståelse av BATs næringsmetabolisme forbedre vår forståelse av dens patofysiologiske betydning hos mennesker, utover dens konvensjonelle rolle som et termoregulerende organ.

Metabolomiske studier ved bruk av stabile isotopsporstoffer, i kombinasjon med klassiske studier av næringsopptak ved bruk av ikke-metaboliserbare radiotracere, har betydelig forbedret vår forståelse av hvilke næringsstoffer som fortrinnsvis tas opp av BAT og hvordan de utnyttes 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. For eksempel har radioaktive tracerstudier vist at kaldaktivert BAT tar opp glukose, lipoproteinbundne fettsyrer og forgrenede aminosyrer 16,17,18,19,20,21,22,23,27. Nyere isotopsporing kombinert med metabolomiske studier har gitt oss mulighet til å måle metabolsk skjebne og fluks av disse næringsstoffene i vev og dyrkede celler 24,25,26,28,29,30. Imidlertid fokuserer disse analysene primært på individuell utnyttelse av næringsstoffer, noe som gir oss begrenset kunnskap om BATs systemnivå roller i organmetabolittutveksling. Spørsmål angående den spesifikke serien av sirkulerende næringsstoffer som forbrukes av BAT og deres kvantitative bidrag når det gjelder karbon og nitrogen, er fortsatt unnvikende. I tillegg er utforskningen av om BAT kan generere og frigjøre metabolittavledede BATokiner (f.eks. lipokiner) ved hjelp av næringsstoffer, bare begynnelsen 12,13,14,15,31,32.

Arteriovenøs blodanalyse er en klassisk fysiologisk tilnærming som brukes til å vurdere spesifikt opptak eller frigjøring av sirkulerende molekyler i organer/vev. Denne teknikken har tidligere blitt brukt på interscapular BAT av rotter for å måle oksygen og flere metabolitter, og dermed etablere BAT som det viktigste stedet for adaptiv termogenese med sitt katabolske potensial 33,34,35,36,37. Nylig ble en arteriovenøs studie ved bruk av rotte interskapulær BAT kombinert med en trans-omics tilnærming, noe som førte til identifisering av uoppdagede BATokiner frigjort av termogent stimulert BAT38.

Nylige fremskritt innen høysensitiv gasskromatografi- og væskekromatografi-massespektrometri (GC-MS og LC-MS)-basert metabolomikk har gjenopplivet interessen for arteriovenøse studier for kvantitativ analyse av organspesifikk metabolittutveksling 39,40,41. Disse teknikkene, med sin høye oppløsningsevne og massenøyaktighet, muliggjør omfattende analyse av et bredt spekter av metabolitter ved hjelp av små prøvemengder.

I samsvar med disse fremskrittene tilpasset en nylig studie vellykket arteriovenøs metabolomikk for å studere BAT på musenivå, noe som muliggjorde kvantitativ analyse av metabolittutvekslingsaktiviteter i BAT under forskjellige forhold42. Denne artikkelen presenterer en BAT-målrettet arteriovenøs metabolomikkprotokoll ved bruk av GC-MS i en C57BL/6J musemodell.

Protocol

Alle forsøkene ble utført med godkjenning fra Sungkyunkwan University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Mus ble plassert i et IACUC-godkjent dyreanlegg som ligger i et rent rom satt til 22 ° C og 45% fuktighet, etter en daglig 12 timers lys / mørk syklus. De ble holdt i ventilerte stativer og hadde tilgang til en standard chow diett ad libitum (bestående av 60% karbohydrat, 16% protein og 3% fett). Sengetøy og hekkematerialer ble skiftet på ukentlig basis. For denne studien ble mannlige C57BL / …

Representative Results

Figur 1 illustrerer det eksperimentelle skjemaet for BAT-optimalisert AV-metabolomikk. Som nevnt i protokollseksjonen, for å oppnå differensielt stimulert brunt fettvev, gjennomgår mus temperaturakklimatisering ved hjelp av gnagerinkubatorer eller mottar farmakologisk administrasjon som β-adrenerge reseptoragonister. Deretter bedøves mus, og blodprøver samles for metabolomisk analyse (figur 1A). For blodprøvetaking samles venøst blod spesifikt drenering …

Discussion

Et kritisk skritt for å forstå det metabolske potensialet til BAT i energibalansen i hele kroppen er å definere hvilke næringsstoffer det forbruker, hvordan de metabolsk behandles, og hvilke metabolitter som slippes ut i sirkulasjonen. Denne protokollen introduserer en spesialisert arteriovenøs prøvetakingsteknikk som gir tilgang til venøs vaskulatur av interskapulær BAT og systemisk arteriell vaskulatur i C57BL/6J-mus, som nylig ble utviklet og validert av Park et al42. Nedenfor er viktig…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker alle medlemmer av Choi- og Jung-laboratoriene for metodologisk diskusjon. Vi takker C. Jang og D. Guertin for råd og tilbakemeldinger. Vi takker M.S. Choi for kritisk lesning av manuskriptet. Dette arbeidet ble finansiert av NRF-2022R1C1C1012034 til S.M.J.; NRF-2022R1C1C1007023 til D.W.C; NRF-2022R1A4A3024551 til S.M.J. og D.W.C. Dette arbeidet ble støttet av Chungnam National University for WTK Figur 1 og figur 2 ble opprettet ved hjelp av BioRender (http://biorender.com/).

Materials

0.5-20 µL Filter Tips Axygen AX.TF-20-R-S
1 mL Syringe with attached needle – 26 G 5/8" BD Biosciences 309597
Agilent 5977B GC/MSD (mass selective detector) Agilent G7077B
Agilent 7693A Autosampler Agilent G4513A
Agilent 8890 GC System Agilent G3542A
Agilent J&W GC column (Capilary column) HP-5MS UI Agilent 19091S-433UI
Agilent MassHunter Workstation software_MS Quantitative analysis(Quant-My-way) Agilent G3335-90240
C57BL/6J mouse DBL C57BL/6JBomTac
CentriVap -50 °C Cold Trap (with Stainless steel Lid) LABCONCO  7811041
DL-Norvaline Sigma-Aldrich N7502-25G
Eppendorf centrifuge 5430R Eppendorf 5428000210
Eppendorf Safe-Lock Tubes 1.5 mL Eppendorf 30120086
Glass insert 250 μL  Agilent 5181-1270
Methanol (LC-MS grade) Sigma-Aldrich Q34966-1L
Methoxyamine hydrochloride Sigma-Aldrich 226904-5G
Microvette 200 Serum, 200 µL, cap red, flat base Sarstedt 20.1290.100
MTBSTFA Sigma-Aldrich 394882-100ML
Pyridine(anhydrous, 99.8%) Sigma-Aldrich 270970-100ML
Refrigerated CentriVap Complete Vaccum Concentrators LABCONCO  7310041
Rodent diet SAFE SAFE R+40-10
Rodent incubator Power scientific RIT33SD
Ultra-Fine Pen Needles – 29 G 1/2" BD Biosciences 328203
Vial Cap 9 mm Agilent 5190-9067
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL Agilent 5190-9063
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL+A2:C40 Axygen PCR-02-C
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol Rev. 84 (1), 277-359 (2004).
  2. Ikeda, K., et al. UCP1-independent signaling involving SERCA2b-mediated calcium cycling regulates beige fat thermogenesis and systemic glucose homeostasis. Nat Med. 23 (12), 1454-1465 (2017).
  3. Kazak, L., et al. A creatine-driven substrate cycle enhances energy expenditure and thermogenesis in beige fat. Cell. 163 (3), 643-655 (2015).
  4. Rahbani, J. F., et al. Creatine kinase B controls futile creatine cycling in thermogenic fat. Nature. 590 (7846), 480-485 (2021).
  5. Ukropec, J., Anunciado, R. P., Ravussin, Y., Hulver, M. W., Kozak, L. P. UCP1-independent thermogenesis in white adipose tissue of cold-acclimated Ucp1-/- mice. J Biol Chem. 281 (42), 31894-31908 (2006).
  6. Chen, K. Y., et al. Opportunities and challenges in the therapeutic activation of human energy expenditure and thermogenesis to manage obesity. J Biol Chem. 295 (7), 1926-1942 (2020).
  7. Wolfrum, C., Gerhart-Hines, Z. Fueling the fire of adipose thermogenesis. Science. 375 (6586), 1229-1231 (2022).
  8. Seki, T., et al. Brown-fat-mediated tumour suppression by cold-altered global metabolism. Nature. 608 (7922), 421-428 (2022).
  9. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  10. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  11. Yoneshiro, T., et al. Recruited brown adipose tissue as an antiobesity agent in humans. J Clin Invest. 123 (8), 3404-3408 (2013).
  12. Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol. 13 (1), 26-35 (2017).
  13. Villarroya, J., et al. New insights into the secretory functions of brown adipose tissue. J Endocrinol. 243 (2), R19-R27 (2019).
  14. Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocr Rev. 41 (1), 53-65 (2020).
  15. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nat Rev Endocrinol. 15 (9), 507-524 (2019).
  16. Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (2), E444-E452 (2007).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. N Engl J Med. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  19. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N Engl J Med. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  20. Saito, M., et al. High incidence of metabolically active brown adipose tissue in healthy adult humans: effects of cold exposure and adiposity. Diabetes. 58 (7), 1526-1531 (2009).
  21. Labbe, S. M., et al. In vivo measurement of energy substrate contribution to cold-induced brown adipose tissue thermogenesis. FASEB J. 29 (5), 2046-2058 (2015).
  22. Yoneshiro, T., et al. BCAA catabolism in brown fat controls energy homeostasis through SLC25A44. Nature. 572 (7771), 614-619 (2019).
  23. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. J Clin Invest. 122 (2), 545-552 (2012).
  24. Jung, S. M., et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 36 (4), 109459 (2021).
  25. Wang, Z., et al. Chronic cold exposure enhances glucose oxidation in brown adipose tissue. EMBO Rep. 21 (11), e50085 (2020).
  26. Hui, S., et al. Quantitative fluxomics of circulating metabolites. Cell Metab. 32 (4), 676-688 (2020).
  27. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  28. Held, N. M., et al. Pyruvate dehydrogenase complex plays a central role in brown adipocyte energy expenditure and fuel utilization during short-term beta-adrenergic activation. Sci Rep. 8 (1), 9562 (2018).
  29. Panic, V., et al. Mitochondrial pyruvate carrier is required for optimal brown fat thermogenesis. Elife. 9, e52558 (2020).
  30. Winther, S., et al. Restricting glycolysis impairs brown adipocyte glucose and oxygen consumption. Am J Physiol Endocrinol Metab. 314 (3), E214-E223 (2018).
  31. Lynes, M. D., et al. The cold-induced lipokine 12,13-diHOME promotes fatty acid transport into brown adipose tissue. Nat Med. 23 (5), 631-637 (2017).
  32. Shamsi, F., Wang, C. H., Tseng, Y. H. The evolving view of thermogenic adipocytes – ontogeny, niche and function. Nat Rev Endocrinol. 17 (12), 726-744 (2021).
  33. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Lett. 104 (1), 13-16 (1979).
  34. Foster, D. O., Frydman, M. L., Usher, J. R. Nonshivering thermogenesis in the rat. I. The relation between drug-induced changes in thermogenesis and changes in the concentration of plasma cyclic AMP. Can J Physiol Pharmacol. 55 (1), 52-64 (1977).
  35. Foster, D. O., Frydman, M. L. Nonshivering thermogenesis in the rat. II. Measurements of blood flow with microspheres point to brown adipose tissue as the dominant site of the calorigenesis induced by noradrenaline. Can J Physiol Pharmacol. 56 (1), 110-122 (1978).
  36. Foster, D. O., Frydman, M. L. Tissue distribution of cold-induced thermogenesis in conscious warm- or cold-acclimated rats reevaluated from changes in tissue blood flow: the dominant role of brown adipose tissue in the replacement of shivering by nonshivering thermogenesis. Can J Physiol Pharmacol. 57 (3), 257-270 (1979).
  37. Lopez-Soriano, F. J., Alemany, M. Effect of cold-temperature exposure and acclimation on amino acid pool changes and enzyme activities of rat brown adipose tissue. Biochim Biophys Acta. 925 (3), 265-271 (1987).
  38. Cereijo, R., et al. CXCL14, a brown adipokine that mediates brown-fat-to-macrophage communication in thermogenic adaptation. Cell Metab. 28 (5), 750-763 (2018).
  39. Jang, C., Chen, L., Rabinowitz, J. D. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 173 (4), 822-837 (2018).
  40. Murashige, D., et al. Comprehensive quantification of fuel use by the failing and nonfailing human heart. Science. 370 (6514), 364-368 (2020).
  41. Jang, C., et al. Metabolite exchange between mammalian organs quantified in pigs. Cell Metab. 30 (3), 594-606 (2019).
  42. Park, G., et al. Quantitative analysis of metabolic fluxes in brown fat and skeletal muscle during thermogenesis. Nat Metab. 5 (7), 1204-1220 (2023).
  43. Skop, V., Xiao, C., Liu, N., Gavrilova, O., Reitman, M. L. The effects of housing density on mouse thermal physiology depend on sex and ambient temperature. Mol Metab. 53, 101332 (2021).
  44. Himms-Hagen, J., et al. Effect of CL-316,243, a thermogenic beta 3-agonist, on energy balance and brown and white adipose tissues in rats. Am J Physiol. 266 (4 Pt 2), R1371-R1382 (1994).
  45. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. J Lipid Res. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  46. Smith, R. E., Roberts, J. C. Thermogenesis of brown adipose tissue in cold-acclimated rats. Am J Physiol. 206, 143-148 (1964).
  47. Mestres-Arenas, A., Cairo, M., Peyrou, M., Villarroya, F. Blood sampling for arteriovenous difference measurements across interscapular brown adipose tissue in rat. Methods Mol Biol. 2448, 273-282 (2022).
  48. Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), e21230 (2011).
  49. Kaluarachchi, M., et al. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted (1)H NMR spectroscopy and UPLC-MS. Metabolomics. 14 (3), 32 (2018).
  50. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat Protoc. 2 (11), 2692-2703 (2007).
  51. Gonzalez-Dominguez, R., Gonzalez-Dominguez, A., Sayago, A., Fernandez-Recamales, A. Recommendations and best practices for standardizing the pre-analytical processing of blood and urine samples in metabolomics. Metabolites. 10 (6), 229 (2020).
  52. Jung, S. M., et al. Stable isotope tracing and metabolomics to study in vivo brown adipose tissue metabolic fluxes. Methods Mol Biol. 2448, 119-130 (2022).
  53. Ngo, J., et al. Mitochondrial morphology controls fatty acid utilization by changing CPT1 sensitivity to malonyl-CoA. EMBO J. 42 (11), e111901 (2023).
  54. Yoo, H. J., et al. MsrB1-regulated GAPDH oxidation plays programmatic roles in shaping metabolic and inflammatory signatures during macrophage activation. Cell Rep. 41 (6), 111598 (2022).
  55. Straw, J. A., Fregly, M. J. Evaluation of thyroid and adrenal-pituitary function during cold acclimation. J Appl Physiol. 23 (6), 825-830 (1967).
  56. Silva, J. E., Larsen, P. R. Potential of brown adipose tissue type II thyroxine 5′-deiodinase as a local and systemic source of triiodothyronine in rats. J Clin Invest. 76 (6), 2296-2305 (1985).
  57. Wilkerson, J. E., Raven, P. B., Bolduan, N. W., Horvath, S. M. Adaptations in man’s adrenal function in response to acute cold stress. J Appl Physiol. 36 (2), 183-189 (1974).
  58. Wagner, J. A., Horvath, S. M., Kitagawa, K., Bolduan, N. W. Comparisons of blood and urinary responses to cold exposures in young and older men and women. J Gerontol. 42 (2), 173-179 (1987).
  59. Lee, P., et al. Mild cold exposure modulates fibroblast growth factor 21 (FGF21) diurnal rhythm in humans: relationship between FGF21 levels, lipolysis, and cold-induced thermogenesis. J Clin Endocrinol Metab. 98 (1), E98-E102 (2013).
  60. Ameka, M., et al. Liver derived FGF21 maintains core body temperature during acute cold exposure. Sci Rep. 9 (1), 630 (2019).
  61. Shimano, M., Ouchi, N., Walsh, K. Cardiokines: recent progress in elucidating the cardiac secretome. Circulation. 126 (21), e327-e332 (2012).
  62. Planavila, A., Fernandez-Sola, J., Villarroya, F. Cardiokines as modulators of stress-induced cardiac disorders. Adv Protein Chem Struct Biol. 108, 227-256 (2017).
  63. Dettmer, K., Aronov, P. A., Hammock, B. D. Mass spectrometry-based metabolomics. Mass Spectrom Rev. 26 (1), 51-78 (2007).
  64. Lu, W., et al. Metabolite measurement: pitfalls to avoid and practices to follow. Annu Rev Biochem. 86, 277-304 (2017).
  65. Collins, S. L., Koo, I., Peters, J. M., Smith, P. B., Patterson, A. D. Current challenges and recent developments in mass spectrometry-based metabolomics. Annu Rev Anal Chem (Palo Alto Calif). 14 (1), 467-487 (2021).
  66. Beale, D. J., et al. Review of recent developments in GC-MS approaches to metabolomics-based research). Metabolomics. 14 (11), 152 (2018).
  67. Bae, H., Lam, K., Jang, C. Metabolic flux between organs measured by arteriovenous metabolite gradients. Exp Mol Med. 54 (9), 1354-1366 (2022).
  68. Paulus, A., Drude, N., van Marken Lichtenbelt, W., Mottaghy, F. M., Bauwens, M. Brown adipose tissue uptake of triglyceride-rich lipoprotein-derived fatty acids in diabetic or obese mice under different temperature conditions. EJNMMI Res. 10 (1), 127 (2020).
  69. Ohlson, K. B., Mohell, N., Cannon, B., Lindahl, S. G., Nedergaard, J. Thermogenesis in brown adipocytes is inhibited by volatile anesthetic agents. A factor contributing to hypothermia in infants. Anesthesiology. 81 (1), 176-183 (1994).
  70. Ohlson, K. B., et al. Inhibitory effects of halothane on the thermogenic pathway in brown adipocytes: localization to adenylyl cyclase and mitochondrial fatty acid oxidation. Biochem Pharmacol. 68 (3), 463-477 (2004).
  71. Ohlson, K. B., Lindahl, S. G., Cannon, B., Nedergaard, J. Thermogenesis inhibition in brown adipocytes is a specific property of volatile anesthetics. Anesthesiology. 98 (2), 437-448 (2003).

Tags

Keywords: Arteriovenous MetabolomicsMetabolite ExchangeEnergy ExpenditureThermogenesisMouse ModelGas Chromatography-based Metabolomics
check_url/66012?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lee, S., Lim, G., Kim, S., Kim, H., Roh, Y. J., Kim, W., Choi, D. W., Jung, S. M. Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (200), e66012, doi:10.3791/66012 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image