JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemistry

Kahverengi Yağ Dokusunda İn Vivo Metabolit Değişimini Ölçmek için Arteriyovenöz Metabolomikler

Published: October 06, 2023
doi:
10.3791/66012
, , , , , , ,
1Department of Biological Sciences,Sungkyunkwan University (SKKU), 2Department of Biochemistry, College of Natural Sciences,Chungnam National University, 3Department of Biotechnology, College of Life Sciences and Biotechnology,Korea University

Summary

Bu protokolde, bir fare modelinde GC-MS kullanılarak BAT ile optimize edilmiş arteriyovenöz metabolomikler ile ilgili yöntemler özetlenmiştir. Bu yöntemler, organizma düzeyinde BAT aracılı metabolit değişimi hakkında değerli bilgiler edinilmesine izin verir.

Abstract

Kahverengi yağ dokusu (BAT), titremeyen termojenez olarak bilinen benzersiz bir enerji harcama süreci yoluyla metabolik homeostazın düzenlenmesinde çok önemli bir rol oynar. Bunu başarmak için BAT, yüksek metabolik talebini desteklemek için dolaşımdaki besinlerden oluşan çeşitli bir menü kullanır. Ek olarak, BAT, metabolik yakıtlar veya sinyal molekülleri olarak hizmet edebilen metabolit kaynaklı biyoaktif faktörleri salgılar ve BAT aracılı doku içi ve/veya dokular arası iletişimi kolaylaştırır. Bu, BAT’ın keşfedilmeye başlanan ilginç bir özellik olan sistemik metabolit değişimine aktif olarak katıldığını göstermektedir. Burada, in vivo fare düzeyinde optimize edilmiş BAT arteriyovenöz metabolomikler için bir protokol sunuyoruz. Protokol, termojenik stimülasyonlar için ilgili yöntemlere ve interskapular BAT kaynaklı venöz kanı ve sistemik arteriyel kanı seçici olarak boşaltan Sulzer damarını kullanan bir arteriyovenöz kan örnekleme tekniğine odaklanmaktadır. Daha sonra, bu kan örneklerini kullanan bir gaz kromatografisi tabanlı metabolomik protokol gösterilmiştir. Bu tekniğin kullanımı, BAT tarafından metabolitlerin net alımını ve salınımını ölçerek organlar arası düzeyde BAT tarafından düzenlenen metabolit değişiminin anlaşılmasını genişletmelidir.

Introduction

Kahverengi yağ dokusu (BAT), hem mitokondriyal ayrılmayan protein 1 (UCP1) bağımlı hem de UCP1’den bağımsız mekanizmaları 1,2,3,4,5 içeren, titremeyen termojenez (NST) olarak bilinen benzersiz bir enerji harcama özelliğine sahiptir. Bu ayırt edici özellikler, sistemik metabolizmanın düzenlenmesinde ve obezite, tip 2 diyabet, kardiyovasküler hastalık ve kanser kaşeksisi dahil olmak üzere metabolik hastalıkların patogenezinde BAT’ı içerir 6,7,8. Son retrospektif çalışmalar, insanlarda BAT kütlesi ve/veya metabolik aktivitesi ile obezite, hiperglisemi ve kardiyometabolik sağlık arasında ters bir ilişki olduğunu göstermiştir 9,10,11.

Son zamanlarda, BAT, termojenik yakıtolarak önemli miktarda dolaşımdaki besin maddesini gerektirdiğinden, NST’nin korunmasından sorumlu bir metabolik lavabo olarak önerilmiştir 6,7. Ayrıca BAT, endokrin ve/veya parakrin sinyaller olarak işlev gören kahverengi adipokinler veya BATokinler olarak adlandırılan biyoaktif faktörleri üretebilir ve serbest bırakabilir, bu da sistem düzeyinde metabolik homeostaza aktif katılımını gösterir 12,13,14,15. Bu nedenle, BAT’ın besin metabolizmasını anlamak, termoregülasyon organı olarak geleneksel rolünün ötesinde, insanlarda patofizyolojik önemi hakkındaki anlayışımızı geliştirmelidir.

Metabolize edilemeyen radyoizleyiciler kullanan klasik besin alım çalışmaları ile birlikte kararlı izotop izleyicileri kullanan metabolomik çalışmalar, hangi besin maddelerinin BAT tarafından tercihen alındığını ve nasıl kullanıldığını anlamamızı önemli ölçüde geliştirmiştir 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Örneğin, radyoaktif izleyici çalışmaları, soğukla aktive olan BAT’ın glikoz, lipoproteine bağlı yağ asitleri ve dallı zincirli amino asitleri aldığını göstermiştir 16,17,18,19,20,21,22,23,27. Metabolomik çalışmalarla birleştirilen son izotop izleme, bu besinlerin dokular ve kültürlenmiş hücreler içindeki metabolik kaderini ve akışını ölçmemize izin verdi 24,25,26,28,29,30. Bununla birlikte, bu analizler öncelikle besinlerin bireysel kullanımına odaklanmakta ve bizi BAT’ın organ metabolit değişimindeki sistem düzeyindeki rolleri hakkında sınırlı bilgi bırakmaktadır. BAT tarafından tüketilen dolaşımdaki besinlerin spesifik serileri ve bunların karbon ve nitrojen açısından nicel katkıları ile ilgili sorular belirsizliğini korumaktadır. Ek olarak, BAT’ın besinleri kullanarak metabolit kaynaklı BATokinler (örneğin lipokinler) üretip salgılayamayacağının araştırılması daha yeni başlıyor 12,13,14,15,31,32.

Arteriyovenöz kan analizi, organlarda/dokularda dolaşan moleküllerin spesifik alımını veya salınımını değerlendirmek için kullanılan klasik bir fizyolojik yaklaşımdır. Bu teknik daha önce oksijen ve çeşitli metabolitleri ölçmek için sıçanların interskapular BAT’ına uygulanmış, böylece katabolik potansiyeli 33,34,35,36,37 ile BAT’ı adaptif termojenezin ana bölgesi olarak oluşturmuştur. Son zamanlarda, sıçan interskapular BAT kullanılarak yapılan bir arteriyovenöz çalışma, termojenik olarak uyarılmış BAT38 tarafından salınan keşfedilmemiş BATokinlerin tanımlanmasına yol açan bir trans-omik yaklaşımla birleştirildi.

Yüksek hassasiyetli gaz kromatografisi ve sıvı kromatografisi kütle spektrometrisi (GC-MS ve LC-MS) tabanlı metabolomiklerdeki son gelişmeler, organa özgü metabolit değişiminin kantitatif analizi için arteriyovenöz çalışmalara olan ilgiyi yeniden alevlendirmiştir 39,40,41. Bu teknikler, yüksek çözme güçleri ve kütle doğrulukları ile, küçük numune miktarları kullanılarak çok çeşitli metabolitlerin kapsamlı analizini sağlar.

Bu gelişmelerle uyumlu olarak, yakın zamanda yapılan bir çalışma, arteriyovenöz metabolomikleri fare düzeyinde BAT’yi incelemek için başarıyla uyarladı ve farklı koşullar altında BAT’deki metabolit değişim aktivitelerinin kantitatif analizini sağladı42. Bu makale, bir C57BL/6J fare modelinde GC-MS kullanılarak BAT hedefli bir arteriyovenöz metabolomik protokol sunmaktadır.

Protocol

Tüm deneyler Sungkyunkwan Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi’nin (IACUC) onayı ile gerçekleştirilmiştir. Fareler, günlük 12 saatlik bir aydınlık/karanlık döngüsünün ardından 22 °C ve nemde ayarlanmış bir temiz odada bulunan IACUC onaylı bir hayvan tesisine yerleştirildi. Havalandırmalı raflarda tutuldular ve standart bir yemek diyetine ( karbonhidrat, protein ve %3 yağ içeren) erişebildiler. Yatak ve yuvalama malzemeleri haftalık olarak değiştirildi. Bu ?…

Representative Results

Şekil 1 , BAT için optimize edilmiş AV metabolomiklerinin deneysel şemasını göstermektedir. Protokol bölümünde belirtildiği gibi, diferansiyel olarak uyarılmış kahverengi yağ dokuları elde etmek için fareler, kemirgen inkübatörleri kullanılarak sıcaklığa alıştırılır veya β-adrenerjik reseptör agonistleri gibi farmakolojik uygulama alırlar. Daha sonra fareler uyuşturulur ve metabolomik analiz için kan örnekleri alınır (Şekil 1A</strong…

Discussion

BAT’ın tüm vücut enerji dengesindeki metabolik potansiyelini anlamanın kritik bir adımı, hangi besinleri tükettiğini, metabolik olarak nasıl işlendiğini ve dolaşıma hangi metabolitlerin salındığını tanımlamaktır. Bu protokol, yakın zamanda Park ve ark.42 tarafından geliştirilen ve onaylanan C57BL/6J farelerde interskapular BAT venöz vaskülatürüne ve sistemik arteriyel vaskülatüre erişim sağlayan özel bir arteriyovenöz örnekleme tekniğini tanıtmaktadır. Aşağı…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Metodolojik tartışma için Choi ve Jung laboratuvarlarının tüm üyelerine teşekkür ederiz. Tavsiye ve geri bildirimleri için C. Jang ve D. Guertin’e teşekkür ederiz. Makaleyi eleştirel bir şekilde okuduğu için M.S. Choi’ye teşekkür ederiz. Bu çalışma NRF-2022R1C1C1012034 tarafından S.M.J.’ye finanse edilmiştir; NRF-2022R1C1C1007023’ten DWC’ye; NRF-2022R1A4A3024551’den S.M.J. ve D.W.C.’ye Bu çalışma W.T.K. için Chungnam Ulusal Üniversitesi tarafından desteklenmiştir. Şekil 1 ve Şekil 2 BioRender (http://biorender.com/) kullanılarak oluşturulmuştur.

Materials

0.5-20 µL Filter Tips Axygen AX.TF-20-R-S
1 mL Syringe with attached needle – 26 G 5/8" BD Biosciences 309597
Agilent 5977B GC/MSD (mass selective detector) Agilent G7077B
Agilent 7693A Autosampler Agilent G4513A
Agilent 8890 GC System Agilent G3542A
Agilent J&W GC column (Capilary column) HP-5MS UI Agilent 19091S-433UI
Agilent MassHunter Workstation software_MS Quantitative analysis(Quant-My-way) Agilent G3335-90240
C57BL/6J mouse DBL C57BL/6JBomTac
CentriVap -50 °C Cold Trap (with Stainless steel Lid) LABCONCO  7811041
DL-Norvaline Sigma-Aldrich N7502-25G
Eppendorf centrifuge 5430R Eppendorf 5428000210
Eppendorf Safe-Lock Tubes 1.5 mL Eppendorf 30120086
Glass insert 250 μL  Agilent 5181-1270
Methanol (LC-MS grade) Sigma-Aldrich Q34966-1L
Methoxyamine hydrochloride Sigma-Aldrich 226904-5G
Microvette 200 Serum, 200 µL, cap red, flat base Sarstedt 20.1290.100
MTBSTFA Sigma-Aldrich 394882-100ML
Pyridine(anhydrous, 99.8%) Sigma-Aldrich 270970-100ML
Refrigerated CentriVap Complete Vaccum Concentrators LABCONCO  7310041
Rodent diet SAFE SAFE R+40-10
Rodent incubator Power scientific RIT33SD
Ultra-Fine Pen Needles – 29 G 1/2" BD Biosciences 328203
Vial Cap 9 mm Agilent 5190-9067
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL Agilent 5190-9063
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL+A2:C40 Axygen PCR-02-C
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol Rev. 84 (1), 277-359 (2004).
  2. Ikeda, K., et al. UCP1-independent signaling involving SERCA2b-mediated calcium cycling regulates beige fat thermogenesis and systemic glucose homeostasis. Nat Med. 23 (12), 1454-1465 (2017).
  3. Kazak, L., et al. A creatine-driven substrate cycle enhances energy expenditure and thermogenesis in beige fat. Cell. 163 (3), 643-655 (2015).
  4. Rahbani, J. F., et al. Creatine kinase B controls futile creatine cycling in thermogenic fat. Nature. 590 (7846), 480-485 (2021).
  5. Ukropec, J., Anunciado, R. P., Ravussin, Y., Hulver, M. W., Kozak, L. P. UCP1-independent thermogenesis in white adipose tissue of cold-acclimated Ucp1-/- mice. J Biol Chem. 281 (42), 31894-31908 (2006).
  6. Chen, K. Y., et al. Opportunities and challenges in the therapeutic activation of human energy expenditure and thermogenesis to manage obesity. J Biol Chem. 295 (7), 1926-1942 (2020).
  7. Wolfrum, C., Gerhart-Hines, Z. Fueling the fire of adipose thermogenesis. Science. 375 (6586), 1229-1231 (2022).
  8. Seki, T., et al. Brown-fat-mediated tumour suppression by cold-altered global metabolism. Nature. 608 (7922), 421-428 (2022).
  9. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  10. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  11. Yoneshiro, T., et al. Recruited brown adipose tissue as an antiobesity agent in humans. J Clin Invest. 123 (8), 3404-3408 (2013).
  12. Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol. 13 (1), 26-35 (2017).
  13. Villarroya, J., et al. New insights into the secretory functions of brown adipose tissue. J Endocrinol. 243 (2), R19-R27 (2019).
  14. Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocr Rev. 41 (1), 53-65 (2020).
  15. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nat Rev Endocrinol. 15 (9), 507-524 (2019).
  16. Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (2), E444-E452 (2007).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. N Engl J Med. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  19. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N Engl J Med. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  20. Saito, M., et al. High incidence of metabolically active brown adipose tissue in healthy adult humans: effects of cold exposure and adiposity. Diabetes. 58 (7), 1526-1531 (2009).
  21. Labbe, S. M., et al. In vivo measurement of energy substrate contribution to cold-induced brown adipose tissue thermogenesis. FASEB J. 29 (5), 2046-2058 (2015).
  22. Yoneshiro, T., et al. BCAA catabolism in brown fat controls energy homeostasis through SLC25A44. Nature. 572 (7771), 614-619 (2019).
  23. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. J Clin Invest. 122 (2), 545-552 (2012).
  24. Jung, S. M., et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 36 (4), 109459 (2021).
  25. Wang, Z., et al. Chronic cold exposure enhances glucose oxidation in brown adipose tissue. EMBO Rep. 21 (11), e50085 (2020).
  26. Hui, S., et al. Quantitative fluxomics of circulating metabolites. Cell Metab. 32 (4), 676-688 (2020).
  27. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  28. Held, N. M., et al. Pyruvate dehydrogenase complex plays a central role in brown adipocyte energy expenditure and fuel utilization during short-term beta-adrenergic activation. Sci Rep. 8 (1), 9562 (2018).
  29. Panic, V., et al. Mitochondrial pyruvate carrier is required for optimal brown fat thermogenesis. Elife. 9, e52558 (2020).
  30. Winther, S., et al. Restricting glycolysis impairs brown adipocyte glucose and oxygen consumption. Am J Physiol Endocrinol Metab. 314 (3), E214-E223 (2018).
  31. Lynes, M. D., et al. The cold-induced lipokine 12,13-diHOME promotes fatty acid transport into brown adipose tissue. Nat Med. 23 (5), 631-637 (2017).
  32. Shamsi, F., Wang, C. H., Tseng, Y. H. The evolving view of thermogenic adipocytes – ontogeny, niche and function. Nat Rev Endocrinol. 17 (12), 726-744 (2021).
  33. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Lett. 104 (1), 13-16 (1979).
  34. Foster, D. O., Frydman, M. L., Usher, J. R. Nonshivering thermogenesis in the rat. I. The relation between drug-induced changes in thermogenesis and changes in the concentration of plasma cyclic AMP. Can J Physiol Pharmacol. 55 (1), 52-64 (1977).
  35. Foster, D. O., Frydman, M. L. Nonshivering thermogenesis in the rat. II. Measurements of blood flow with microspheres point to brown adipose tissue as the dominant site of the calorigenesis induced by noradrenaline. Can J Physiol Pharmacol. 56 (1), 110-122 (1978).
  36. Foster, D. O., Frydman, M. L. Tissue distribution of cold-induced thermogenesis in conscious warm- or cold-acclimated rats reevaluated from changes in tissue blood flow: the dominant role of brown adipose tissue in the replacement of shivering by nonshivering thermogenesis. Can J Physiol Pharmacol. 57 (3), 257-270 (1979).
  37. Lopez-Soriano, F. J., Alemany, M. Effect of cold-temperature exposure and acclimation on amino acid pool changes and enzyme activities of rat brown adipose tissue. Biochim Biophys Acta. 925 (3), 265-271 (1987).
  38. Cereijo, R., et al. CXCL14, a brown adipokine that mediates brown-fat-to-macrophage communication in thermogenic adaptation. Cell Metab. 28 (5), 750-763 (2018).
  39. Jang, C., Chen, L., Rabinowitz, J. D. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 173 (4), 822-837 (2018).
  40. Murashige, D., et al. Comprehensive quantification of fuel use by the failing and nonfailing human heart. Science. 370 (6514), 364-368 (2020).
  41. Jang, C., et al. Metabolite exchange between mammalian organs quantified in pigs. Cell Metab. 30 (3), 594-606 (2019).
  42. Park, G., et al. Quantitative analysis of metabolic fluxes in brown fat and skeletal muscle during thermogenesis. Nat Metab. 5 (7), 1204-1220 (2023).
  43. Skop, V., Xiao, C., Liu, N., Gavrilova, O., Reitman, M. L. The effects of housing density on mouse thermal physiology depend on sex and ambient temperature. Mol Metab. 53, 101332 (2021).
  44. Himms-Hagen, J., et al. Effect of CL-316,243, a thermogenic beta 3-agonist, on energy balance and brown and white adipose tissues in rats. Am J Physiol. 266 (4 Pt 2), R1371-R1382 (1994).
  45. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. J Lipid Res. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  46. Smith, R. E., Roberts, J. C. Thermogenesis of brown adipose tissue in cold-acclimated rats. Am J Physiol. 206, 143-148 (1964).
  47. Mestres-Arenas, A., Cairo, M., Peyrou, M., Villarroya, F. Blood sampling for arteriovenous difference measurements across interscapular brown adipose tissue in rat. Methods Mol Biol. 2448, 273-282 (2022).
  48. Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), e21230 (2011).
  49. Kaluarachchi, M., et al. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted (1)H NMR spectroscopy and UPLC-MS. Metabolomics. 14 (3), 32 (2018).
  50. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat Protoc. 2 (11), 2692-2703 (2007).
  51. Gonzalez-Dominguez, R., Gonzalez-Dominguez, A., Sayago, A., Fernandez-Recamales, A. Recommendations and best practices for standardizing the pre-analytical processing of blood and urine samples in metabolomics. Metabolites. 10 (6), 229 (2020).
  52. Jung, S. M., et al. Stable isotope tracing and metabolomics to study in vivo brown adipose tissue metabolic fluxes. Methods Mol Biol. 2448, 119-130 (2022).
  53. Ngo, J., et al. Mitochondrial morphology controls fatty acid utilization by changing CPT1 sensitivity to malonyl-CoA. EMBO J. 42 (11), e111901 (2023).
  54. Yoo, H. J., et al. MsrB1-regulated GAPDH oxidation plays programmatic roles in shaping metabolic and inflammatory signatures during macrophage activation. Cell Rep. 41 (6), 111598 (2022).
  55. Straw, J. A., Fregly, M. J. Evaluation of thyroid and adrenal-pituitary function during cold acclimation. J Appl Physiol. 23 (6), 825-830 (1967).
  56. Silva, J. E., Larsen, P. R. Potential of brown adipose tissue type II thyroxine 5′-deiodinase as a local and systemic source of triiodothyronine in rats. J Clin Invest. 76 (6), 2296-2305 (1985).
  57. Wilkerson, J. E., Raven, P. B., Bolduan, N. W., Horvath, S. M. Adaptations in man’s adrenal function in response to acute cold stress. J Appl Physiol. 36 (2), 183-189 (1974).
  58. Wagner, J. A., Horvath, S. M., Kitagawa, K., Bolduan, N. W. Comparisons of blood and urinary responses to cold exposures in young and older men and women. J Gerontol. 42 (2), 173-179 (1987).
  59. Lee, P., et al. Mild cold exposure modulates fibroblast growth factor 21 (FGF21) diurnal rhythm in humans: relationship between FGF21 levels, lipolysis, and cold-induced thermogenesis. J Clin Endocrinol Metab. 98 (1), E98-E102 (2013).
  60. Ameka, M., et al. Liver derived FGF21 maintains core body temperature during acute cold exposure. Sci Rep. 9 (1), 630 (2019).
  61. Shimano, M., Ouchi, N., Walsh, K. Cardiokines: recent progress in elucidating the cardiac secretome. Circulation. 126 (21), e327-e332 (2012).
  62. Planavila, A., Fernandez-Sola, J., Villarroya, F. Cardiokines as modulators of stress-induced cardiac disorders. Adv Protein Chem Struct Biol. 108, 227-256 (2017).
  63. Dettmer, K., Aronov, P. A., Hammock, B. D. Mass spectrometry-based metabolomics. Mass Spectrom Rev. 26 (1), 51-78 (2007).
  64. Lu, W., et al. Metabolite measurement: pitfalls to avoid and practices to follow. Annu Rev Biochem. 86, 277-304 (2017).
  65. Collins, S. L., Koo, I., Peters, J. M., Smith, P. B., Patterson, A. D. Current challenges and recent developments in mass spectrometry-based metabolomics. Annu Rev Anal Chem (Palo Alto Calif). 14 (1), 467-487 (2021).
  66. Beale, D. J., et al. Review of recent developments in GC-MS approaches to metabolomics-based research). Metabolomics. 14 (11), 152 (2018).
  67. Bae, H., Lam, K., Jang, C. Metabolic flux between organs measured by arteriovenous metabolite gradients. Exp Mol Med. 54 (9), 1354-1366 (2022).
  68. Paulus, A., Drude, N., van Marken Lichtenbelt, W., Mottaghy, F. M., Bauwens, M. Brown adipose tissue uptake of triglyceride-rich lipoprotein-derived fatty acids in diabetic or obese mice under different temperature conditions. EJNMMI Res. 10 (1), 127 (2020).
  69. Ohlson, K. B., Mohell, N., Cannon, B., Lindahl, S. G., Nedergaard, J. Thermogenesis in brown adipocytes is inhibited by volatile anesthetic agents. A factor contributing to hypothermia in infants. Anesthesiology. 81 (1), 176-183 (1994).
  70. Ohlson, K. B., et al. Inhibitory effects of halothane on the thermogenic pathway in brown adipocytes: localization to adenylyl cyclase and mitochondrial fatty acid oxidation. Biochem Pharmacol. 68 (3), 463-477 (2004).
  71. Ohlson, K. B., Lindahl, S. G., Cannon, B., Nedergaard, J. Thermogenesis inhibition in brown adipocytes is a specific property of volatile anesthetics. Anesthesiology. 98 (2), 437-448 (2003).

Tags

Keywords: Arteriovenous MetabolomicsMetabolite ExchangeEnergy ExpenditureThermogenesisMouse ModelGas Chromatography-based Metabolomics
check_url/66012?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lee, S., Lim, G., Kim, S., Kim, H., Roh, Y. J., Kim, W., Choi, D. W., Jung, S. M. Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (200), e66012, doi:10.3791/66012 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image