דגימת דם של ורידים תת-קלאביים בחולדות מודעות
Summary
כאן אנו מציגים שילוב של הגבלת חולדות יעילה ושיטות ניקור ורידים תת-קרקעיות המאפשרות איסוף דם מהיר, בטוח וחוזר בחולדות ללא הרדמה.
Abstract
ישנן מספר שיטות מבוססות לקבלת דגימות דם חוזרות מחולדות, כאשר השיטות הנפוצות ביותר הן דגימת ורידים צידיים בזנב ללא הרדמה ודגימת ורידים ג’וגולריים בהרדמה. עם זאת, רוב השיטות הללו דורשות סיוע וציוד הרדמה ולעיתים מציבות קשיים מבחינת איסוף הדם או האיכות הירודה של דגימות הדם. בנוסף, שיטות איסוף דם אלה גוזלות זמן ומשאבי אנוש משמעותיים כאשר נדרשת דגימת דם חוזרת למספר רב של חולדות. מחקר זה מציג טכניקה לדגימת דם חוזרת בחולדות לא מורדמות על ידי אדם מיומן יחיד. דגימות דם משביעות רצון מאוד ניתן להשיג על ידי ניקוב הווריד subclavian. השיטה הדגימה שיעור הצלחה כולל מרשים של 95%, עם זמן חציוני של 2 דקות בלבד מריסון החולדות ועד להשלמת איסוף הדם. יתר על כן, ביצוע איסוף דם רצוף בטווח המיועד אינו גורם נזק לחולדות. שיטה זו שווה לקדם לאיסוף הדם, במיוחד במחקרים פרמקוקינטיים בקנה מידה גדול.
Introduction
חולדות הן אחת מחיות הניסוי הנפוצות ביותר, וישנן דרכים רבות להשיג דגימות דם. עבור ניסויים הכוללים איסוף דם יחיד בשלב הסיום, כמות מספקת של דם ניתן להשיג באמצעות ניקוב לב או איסוף דם אבי העורקים הבטני1. עם זאת, מחקרים מסוימים דורשים איסוף דם חוזר מחולדות לצורך בדיקת דם שגרתית או ביוכימית, במיוחד במחקרי פרמקוקינטיקה וטוקסיקולוגיה, שבהם נדרשת איסוף דם חוזר כדי לקבוע את הספיגה, ההפצה והמטבוליזם של תרופות2.
כיום, למרות שאיסוף דם וורידי זנב היא השיטה הנפוצה ביותר לדגימת דם מחולדות, למרות שאינה דורשת הרדמה, שיטה זו יכולה להיות מאתגרת לאיסוף חוזר, ונפח הדם שנאסף קטן יחסית 3,4. בנוסף, למרות שניתן לאסוף דם מהוורידים הספנוס והפין , כמות הדם המתקבלת מוגבלת, והרדמה נדרשת 1,5. יתר על כן, דגימות דם שנאספו ממקלעת הוורידים התת-לסתית, כמו גם ורידים תת-לשוניים, ג’וגולריים וסובקלאביים מספקים דגימות באיכות גבוהה יותר, אך בדרך כלל דורשים הרדמה או סיוע של מספר אנשים 1,6,7,8,9. לבסוף, איסוף דם רטרו-אורביטלי בסינוסים/תעלה לא רק מצריך הרדמה, אלא גם עלול לגרום לפציעה ולחץ לחולדות9.
איכות דגימות הדם המתקבלות בדרך כלל מוורידים ראשיים היא בדרך כלל ברמה הגבוהה ביותר1. כיום, מחקרים מסוימים מצאו כי מיקרו-דגימה רציפה דרך הווריד הצווארי היא שיטה מתאימה מאוד למחקר טוקסיקולוגי בחולדות, אם כי שיטה זו דורשת בדרך כלל צנתור ורידים ג’וגולרי 10,11,12. לכן, כדאי לבחון כיצד להשיג דגימות דם באיכות גבוהה בהתאם לעיקרון 3R של מחקר בבעלי חיים ללא התערבות כירורגית. מטרת המחקר הייתה להציג שיטה לשאיבה יעילה של דם מהווריד הסובקלאבי בחולדות. טכניקה זו מאפשרת איסוף מהיר של דגימות משביעות רצון באמצעות הליך של אדם אחד ללא צורך בהרדמה.
Protocol
Representative Results
Discussion
למרות שאיסוף דם של ורידים בזנב הוא השיטה הנפוצה ביותר לדגימת דם חוזרת בחולדות, הוא עשוי להיות מושפע מתרופות הרדמה, ובשל גודלו הקטן של וריד הזנב, כמות הדם שניתן לאסוף במקרה אחד מוגבלת, מה שמוביל למשך איסוף דם ארוך יותר 4,5. למרות שמערכות ספקטרומטריית מסה דו-צדד?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
מחקר זה נתמך על ידי Cuiying Plan Project של בית החולים השני של אוניברסיטת Lanzhou (מענק מס ‘. PR0121015) ומעבדת המפתח המחוזית של גאנסו לחקר מחלות מערכת השתן (מענק מס’ 0412D2).
Materials
| 0.75% normal saline | Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd. | —— | Prepared heparin sodium solution |
| 1 mL Pasteur pipette | Biosharp | BS-XG-01-NS | Blood collection |
| 1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm) | Shinva Medical Instrument Co.,Ltd. | 0.45*12RWLB | Blood collection |
| 1.5 mL Eppendorf tube | Biosharp | BS-15-M | Blood storage and collection |
| 75% medical alcohol | Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd. | —— | Disinfection of rat blood collection site |
| Centrifuge tube holder | Biosharp | BS-05/15-SM60 | —— |
| Electronic scale | Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd. | JE1002 | Weigh |
| Heparin sodium injection | Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd. | —— | Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL |
| Low temperature centrifuge | HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument Co., Ltd. | H1750R | Separation of serum |
References
- . Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022)
- Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats. The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).
- Liu, X., et al. Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier. Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).
- Zou, W., et al. Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system. Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).
- Charlès, L., et al. Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model. Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).
- Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
- Yang, H., et al. Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats. Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).
- Tochitani, T., et al. Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats. The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).
- Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
- Yokoyama, H., et al. Lack of toxicological influences by microsampling (50 µL) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study. The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).
- Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
- Lu, W., et al. Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug. Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).
- National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).
- Perciedu Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).
- Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
- Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. A review of pain assessment methods in laboratory rodents. Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).
- Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters. The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).
- Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
