Summary

Subclavia vene blodprøvetaking i bevisste rotter

Published: November 03, 2023
doi:

Summary

Her presenterer vi en kombinasjon av effektive rotterestriksjoner og punkteringsmetoder i subklaviske vener som muliggjør rask, sikker og gjentatt blodoppsamling hos rotter uten bedøvelse.

Abstract

Det finnes flere etablerte metoder for å ta gjentatte blodprøver fra rotter, der de mest brukte metodene er lateral prøvetaking av haleårer uten bedøvelse og prøvetaking av halsvene med anestesi. Imidlertid krever de fleste av disse metodene hjelp og bedøvelsesutstyr og utgjør noen ganger vanskeligheter når det gjelder blodinnsamling eller dårlig kvalitet på blodprøver. I tillegg forbruker disse metodene for blodinnsamling betydelig tid og menneskelige ressurser når gjentatt blodprøvetaking er nødvendig for et stort antall rotter. Denne studien presenterer en teknikk for repeterende blodprøvetaking hos ikke-bedøvede rotter av en enkelt dyktig person. Meget tilfredsstillende blodprøver kan tas ved punktering av vena subclavia. Metoden viste en imponerende total suksessrate på 95%, med en mediantid på bare 2 minutter fra rottesikring til fullføring av blodinnsamling. Videre forårsaker det ingen skade på rottene å utføre påfølgende blodsamlinger innenfor det angitte området. Denne metoden er verdt å fremme for blodinnsamling, spesielt i store farmakokinetiske studier.

Introduction

Rotter er et av de vanligste forsøksdyrene, og det er mange måter å få tak i blodprøver på. For eksperimenter som involverer en enkelt blodsamling i sluttfasen, kan en tilstrekkelig mengde blod oppnås gjennom hjertepunktering eller abdominal aorta blodinnsamling1. Noen studier krever imidlertid gjentatt blodinnsamling fra rotter for rutinemessig blod eller biokjemisk analyse, spesielt i farmakokinetikk- og toksikologiske studier, hvor gjentatt blodinnsamling er nødvendig for å bestemme absorpsjon, distribusjon og metabolisme av legemidler.

For tiden, selv om blodinnsamling i halevene er den vanligste metoden for blodprøvetaking fra rotter, til tross for at det ikke krever anestesi, kan denne metoden være utfordrende for gjentatte samlinger, og volumet av blod som samles inn er relativt lite 3,4. I tillegg, selv om blod kan samles fra saphenøse og penile årer, er mengden blod oppnådd begrenset, og anestesi kreves 1,5. Videre gir blodprøver samlet fra submandibulær venøs plexus, samt sublinguale, jugular, og subclavian vener høyere kvalitet prøver, men vanligvis krever anestesi eller hjelp av flere individer 1,6,7,8,9. Endelig krever retro-orbital sinus / kanalblodinnsamling ikke bare anestesi, men kan også potensielt forårsake skade og stress for rotter9.

Kvaliteten på blodprøver som vanligvis oppnås fra store vener er generelt av høyeste standard1. For tiden har noen studier funnet at kontinuerlig mikroprøvetaking gjennom halsvenen er en svært egnet metode for toksikologisk forskning hos rotter, selv om denne metoden vanligvis krever jugularveterisering 10,11,12. Derfor er det verdt å utforske hvordan man får blodprøver av høy kvalitet i samsvar med 3R-prinsippet for dyreforsøk uten kirurgisk inngrep. Hensikten med denne studien var å presentere en metode for effektivt å ekstrahere blod fra vena subclavia hos rotter. Denne teknikken muliggjør rask innsamling av tilfredsstillende prøver gjennom en enkeltpersonsprosedyre uten behov for anestesi.

Protocol

Denne studien fulgte retningslinjene som er skissert i den 8. utgaven av Veiledning for stell og bruk av forsøksdyr13. Forskningen mottok godkjenning fra etikkomiteen ved Lanzhou University Second Hospital og ble dokumentert i samsvar med The ARRIVE guidelines 2.014. Tolv friske Wistar-rotter (seks hanner som veide 290-330 g og seks hunner som veide 250-280 g) i alderen 12-16 uker ble innkvartert i GLP Animal Laboratory ved Lanzhou University i 3 dager før selve forsøket…

Representative Results

Plasmaprøver av høy kvalitet viser en blekgul nyanse, klarhet og gjennomsiktighet, uten rødt skjær eller koagulering, som vist i figur 2A. Figur 2B viser hemolyse (venstre side) eller koagulasjon (høyre side) som følge av henholdsvis feilaktige prosedyrer. I løpet av 96 blodinnsamlingsøkter innen 4 dager var gjennomsnittlig innsamlingstid for enkelt blod for gruppe A og B henholdsvis 119,87 ± 33,62 s og 123,28 ± 30,96 …

Discussion

Selv om blodinnsamling i halevene er den vanligste metoden for gjentatt blodprøvetaking hos rotter, kan den påvirkes av anestesimedisiner, og på grunn av den lille størrelsen på halevenen er mengden blod som kan samles inn i et enkelt tilfelle begrenset, noe som fører til en lengre blodinnsamlingsvarighet 4,5. Selv om høyytelsesvæskekromatografi (HPLC) -tandem massespektrometri (MS / MS) -systemer kombinert med kapillær mikrosampling (CMS) av rottehaleå…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne studien ble støttet av Cuiying Plan Project of Lanzhou University Second Hospital (Grant nr. PR0121015) og Gansu Provincial Key Laboratory of Urinary System Disease Research (Grant No. 0412D2).

Materials

0.75% normal saline Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd. —— Prepared heparin sodium solution
1 mL Pasteur pipette  Biosharp BS-XG-01-NS Blood collection
1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm) Shinva Medical Instrument Co.,Ltd. 0.45*12RWLB Blood collection 
1.5 mL Eppendorf tube Biosharp BS-15-M Blood storage and collection
75% medical alcohol Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd. —— Disinfection of rat blood collection site
Centrifuge tube holder Biosharp BS-05/15-SM60 ——
Electronic scale Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd. JE1002 Weigh
Heparin sodium injection Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd. —— Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL
Low temperature centrifuge HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument  Co., Ltd.  H1750R Separation of serum

References

  1. . Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022)
  2. Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats. The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).
  3. Liu, X., et al. Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier. Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).
  4. Zou, W., et al. Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system. Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).
  5. Charlès, L., et al. Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model. Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).
  6. Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
  7. Yang, H., et al. Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats. Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).
  8. Tochitani, T., et al. Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats. The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).
  9. Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
  10. Yokoyama, H., et al. Lack of toxicological influences by microsampling (50 µL) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study. The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).
  11. Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
  12. Lu, W., et al. Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug. Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).
  13. National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).
  14. Perciedu Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).
  15. Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
  16. Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. A review of pain assessment methods in laboratory rodents. Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).
  17. Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters. The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).
  18. Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
check_url/66075?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zhang, X., Peng, S., Pei, Z., Sun, J., Wang, Z. Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats. J. Vis. Exp. (201), e66075, doi:10.3791/66075 (2023).

View Video