Summary
Implantation sous-cutanée de pompes osmotiques fournit une approche pratique pour la livraison prolongée et cohérente de composés. Cette approche a été largement utilisée pour étudier les deux anévrismes aortiques abdominaux et thoraciques chez la souris.
Introduction
Les anévrismes aortiques présentent l'expansion luminale permanente de l'aorte qui laisse présager une rupture et conduit habituellement à la mort. Cette maladie survient dans les deux régions de l'aorte abdominale et thoracique, qui sont désignées comme des anévrismes de l'aorte abdominale (AAA) et les anévrismes de l'aorte thoracique (TAA), respectivement. En raison d'une compréhension incomplète des mécanismes moléculaires et des processus physiopathologiques, il n'y a aucune thérapie médicale éprouvée qui peut empêcher l'expansion ou la rupture de l'autre type de anévrismes de l'aorte. Comme il est difficile d'acquérir des échantillons de patients et de réaliser des expériences chez l'homme directement, la recherche se concentrant sur la définition de mécanismes de AAA a souvent été extrapolées à partir de modèles animaux. Un modèle animal couramment utilisé est perfusion sous-cutanée de l'angiotensine II (Angll) dans des souris. Par rapport à d'autres approches chirurgicales pour induire AAA chez la souris, telles que la perfusion intra-aortique de l'élastase ou l'application péri-aortique de chlorure de calcium qui nécessitent une laparotomie 1,2, ce méthod ne nécessite pas d'entrée dans la cavité du corps et requiert une expertise chirurgical minimal 3,4.
Perfusion sous-cutanée de AngII par des pompes osmotiques pour induire AAA a été initialement présentée dans la faible densité des lipoprotéines (LDL) - / - souris nourries une graisse enrichie alimentation saturée 3, et ensuite dans ApoE - / - souris nourris avec un régime normal de laboratoire 4. De nombreuses études récentes ont également démontré que AngII AAA induit chez la souris normolipidémiques 5-7. L'approche d'infuser AngII a été appliquée pour induire AAA et d'explorer les mécanismes moléculaires ainsi que le développement de stratégies thérapeutiques potentiels (par exemple, 5-15) puisque ce modèle reprend de nombreuses caractéristiques observées dans AAA humains. Par exemple, les facteurs de risque de AAA humains tels que le tabagisme, le vieillissement et le sexe masculin AAA augmentent également AngII-induites chez les souris 16,17. L'association de l'hypercholestérolémie avec AAA chez les humains nécessite une clarification. Toutefois, il a êtreen uniforme qui l'hypercholestérolémie augmente AngII induite AAA chez la souris 18. Pathologies de AAA AngII-induites chez la souris sont très hétérogènes et sont caractérisées par l'infiltration des macrophages profonde, la dégradation du collagène, la formation thrombotique et de la résolution, et la néovascularisation 19-21. Contrairement à l'emplacement de l'aorte sous-rénale la plus courante des AAA chez les humains, AngII induite AAA chez la souris se produisent dans la région aortique surrénale. Une autre caractéristique omniprésente de AAA AngII-induite est la pause médiane transmurale, menant à la thrombose transmurale. Il est difficile de savoir si transmurale élastine rupture se produit chez l'homme car le développement pathologique des AAA chez les humains n'a pas été exclusivement étudié raison du manque de tissus anévrysmales de stades antérieurs.
AngII perfusion à des souris entraîne également l'expansion de la région profonde de l'aorte thoracique, qui est essentiellement limité à l'aorte ascendante qui est la région la plus fréquente chez l'homme pour TAA
L'objectif global de la perfusion sous-cutanée à des souris AngII est d'étudier les caractéristiques pathologiques et les mécanismes moléculaires de l'AAA et TAA.
Protocol
Déclaration éthique: Des études sur souris sont exécutées avec l'approbation de l'Université du Kentucky institutionnel de protection des animaux et l'utilisation Comité (IACUC numéro de protocole: 2006-0009). Les souris sont euthanasiées à la cessation en utilisant un cocktail surdose de kétamine (~ 210 mg / kg) et de xylazine (~ 30 mg / kg).
1. Calcul du montant AngII
NOTE: Ce protocole utilise l'exemple de la perfusion de AngII (1,000 ng / kg / min) pendant 4 semaines à 4 récepteur des LDL mâle - / - souris nourris avec un régime pauvre en graisses saturées enrichi.
- Peser étudier souris avant de calculer le montant de AngII nécessaire pour perfusion.
- Utilisez le modèle (tableau 1) pour calculer la masse AngII nécessaire pour l'expérience. Utilisez le "Mean taux de pompage", a indiqué dans l'Instruction de pompes que le «taux de pompage" à l'étape 4 du modèle. Dans le modèle, fiche étapes: 1 - 5 manuellement, et les étapes 6 - 10 sont calculées automatiquement.
- Dans le modèle, on suppose quesouris gagnera 1 g de poids corporel pendant la perfusion de AngII 1000 ng / kg / min pendant 4 semaines.
NOTE: Chaque souris peut avoir gain de poids de corps très différents qui dépendra de nombreuses variables, comme souche de souris et l'alimentation. Nous utilisons régulièrement "0" ou "1 g" sur la base de notre propre expérience des études précédentes. - Calculer un 300 pi volume total de solution AngII pour chaque souris puisque chaque pompe nécessite environ 250 pi.
- Dans le modèle, on suppose quesouris gagnera 1 g de poids corporel pendant la perfusion de AngII 1000 ng / kg / min pendant 4 semaines.
2. Dissolution de AngII
- Magasin lyophilisé flacons Angll à -20 ° C. Equilibrer flacons Angll à RT avant l'ouverture.
- Peser la masse AngII calculée (7,3 mg, comme indiqué dans le tableau 1) dans un tube en plastique stérile.
REMARQUE: Par Merck Index, ne pas utiliser des tubes de verre pour la dissolution depuis une solution aqueuse de AngII a une forte affinité pour la liaison au verre. - Ajouter le volume calculé de solution saline stérile (1.200 μl) dans le tube en plastique contenant le lyophilisé AngII, casquette, et bien mélanger par inversion jusqu'à ce que la solution est claire.
- Numéros étiquette de souris n ° 1, n ° 2, n ° 3 et n ° 4 sur les tubes en plastique stériles individuels avec des bouchons (0,5 - 1,5 ml). Préparer la solution AngII sous une hotte laminaire pour chaque souris par rapport au poids corporel, tel que calculé à l'étape 1.2 et le Tableau 1.
- Par exemple, une pipette 3,6 solution saline stérile ul dans le tube n ° 1, puis la solution AngII 296,4 pi, et bien mélanger par aspiration et doucement.
- Numéros étiquette de la souris sur des tubes en plastique avec des bouchons (4 ml; stérile). Ceux-ci seront utilisés pour l'incubation de pompes comme décrit à l'étape 3.13.
3. pompe osmotique Remplissage
- Obtenir pompes en deux parties distinctes: le corps principal de la pompe et le modérateur d'écoulement (Figure 1). Chaque boîte a 10 organes de la pompe et les modérateurs de flux qui sont emballés individuellement. Notez le numéro de lot.
NOTE: Toujours porterdes gants parce que les huiles transférés des mains à l'enveloppe extérieure de pompes seront négativement affecter la fonction de pompage. Utilisez des gants stériles, de la gaze, des tubes, l'aiguille de remplissage, et peser bateaux pour préparer les pompes, pour éviter le risque d'infection de l'implant. - Ouvrez seulement le nombre de corps de pompe et les modérateurs de flux nécessaires à l'étude, que ceux-ci ne peuvent pas être stockées une fois ouvert. Si plus de 10 pompes sont nécessaires, veiller à ce que les numéros de lot des pompes sont les mêmes pour une étude, puisque les pompes de différents numéros de lot ont différente volume moyen de remplissage et pompe Taux.
- Peser chaque pompe (comprenant à la fois le corps principal et le modérateur d'écoulement), et noter le poids à 4 décimales (par exemple, 1,1443 g de la souris n ° 1). Ce poids, appelé "Poids Pompe vide" dans le modèle (tableau 1), sera utilisé pour calculer le ratio rempli.
- Fixez l'aiguille de remplissage de la pompe à une seringue stérile de 1 cc et remplissez soigneusement la seringue avec une solution AngII de la manière appropriéetube en plastique numérotée. Il est important d'éviter l'aspiration d'air dans la seringue.
- Retirez toutes les bulles d'air de la seringue soigneusement tandis que l'aiguille est positionnée vers le bas. Gardez l'aiguille / seringue dans cette position pour empêcher l'introduction de bulles dans la pompe.
- Insérez délicatement l'aiguille de remplissage dans le corps de la pompe. Avancer la pointe de l'aiguille dans la pompe. Ne posez pas la pointe de l'aiguille fermement sur le fond de la pompe.
- Poussez le piston de la seringue lentement à remplir la pompe avec une solution AngII. Une ombre sombre à l'intérieur de la pompe indique le niveau de remplissage. Le volume de remplissage est d'environ 246 pi, selon les instructions.
- Arrêter de remplir la pompe et retirer délicatement l'aiguille dès qu'un cordon de fluide monte sur la pompe.
- Insérez le modérateur d'écoulement dans la pompe à travers le trou sur le dessus du corps de la pompe jusqu'à pas d'écart est observée entre la tête du modérateur d'écoulement et le haut du corps de la pompe (Figure 1).
- Insertion de moderatou dans le corps de pompe conduit à une certaine fuite de fluide à partir de l'ouverture du modérateur d'écoulement. Épongez soigneusement tout le fluide supplémentaire qui aurait fui pendant le placement de modérateurs.
- Peser pompe remplie. Noter le poids sous la rubrique «Pompe Poids rempli" dans le modèle.
- Calculer le taux de remplissage (en%) = (Pompe Poids "rempli" - "vide") x 1,000 / signifie le volume de remplissage x 100.
- Calculer le taux de remplissage, comme indiqué dans le tableau 1. Idéalement, le taux de remplissage doit être égale ou supérieure à 100%. Pompe de recharge si le taux de remplissage est <95% (impliquant que les bulles d'air peut être présent dans la pompe).
- Placez la pompe remplie dans le tube étiqueté 4 ml (étape 2.5) avec la tête de modérateur vers le haut. Ajouter un volume suffisant de solution saline stérile pour couvrir la pompe. Maintenez la pompe dans le tube de solution saline jusqu'à l'implantation.
- Placer les tubes dans un incubateur à 37 ° C. Incuber pompes O / N (au moins 12 h) afin de permettre l'amorçage partiel, puis implanter dans des souris. PompeING du AngII commence environ 24 heures après l'implantation, ce qui permet aux souris de se remettre de la chirurgie avant toute contrainte potentielle découlant pendant la perfusion AngII.
4. Préparation de la pompe Implantation
- Autoclave (mode de gravité, le cycle de séchage, 15 min) de la gaze, des cotons-tiges et les outils chirurgicales, y compris ciseaux, hémostatique, pinces, agrafes, et agrafeuse au moins 1 jour avant la chirurgie.
- Dans une pièce de procédure, préparer vaporisateur pour l'anesthésie à l'isoflurane. Ouvrez champs stériles dans une hotte à flux laminaire, et placez cône de nez pour isoflurane. Placez la bétadine, 70% d'éthanol, de l'eau stérile, stérilisateur à billes, hydro antiseptique, tampons, de la gaze, et les pompes remplis dans une hotte laminaire.
- Don d'un masque et blouse, puis ouvrent un champ externe dans une hotte laminaire avec les mains propres. Mettez des gants stériles et d'ouvrir le pack intérieur stérile.
5. Procédure chirurgicale d'implantation des pompes
- Placez la souris dans une cham d'inductionBer afflux de l'isoflurane à un taux de 1,5 de débit - 2%. Surveiller la souris pour un 2 supplémentaire - 3 min après décubitus. Rasez une zone de la taille d'un quart, sur l'épaule gauche ou à droite.
- Placer la souris dans une hotte laminaire, avec son nez en affleurement avec un cône relié à écoulement isoflurane (Figure 2A). Placez la tête de la souris vers la main dominante du chirurgien. Utilisez vétérinaire pommade sur les yeux de souris pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie. Assurez-vous que la souris n'a pas de réponse à la stimulation de la douleur avant la chirurgie. Par exemple, la réponse de la pédale est un bon indicateur pour la douleur.
- Swab et essuyez zone rasée avec de la bétadine, suivie de trois lingettes avec 70% d'éthanol. Don ou changer de gants stériles.
- Utiliser un scalpel chirurgical pour faire une incision de 1 cm ~ derrière l'oreille sur l'omoplate de la jambe avant. Cette incision doit être perpendiculaire à la queue. Utilisez soin de couper les tissus que la peau et non sous-jacent.
- Maintenez forcEPS dans une main pour ouvrir l'incision, et utiliser l'autre main pour faire un tunnel sous-cutanée sous la peau à l'aide d'une pince hémostatique (figure 2B).
- Avancez pointe hémostatique vers la queue, et de créer une poche pour la pompe. Ceci est réalisé en ouvrant soigneusement les mâchoires de la pince hémostatique sous la peau pour ouvrir une poche. Retirer la pince hémostatique de l'incision.
- Insérez la pompe dans l'incision avec la tête de modérateur positionné à l'arrière de la souris (figure 2C). Poussez doucement la pompe complètement dans la poche. Il devrait y avoir suffisamment d'espace libre pour fermer la plaie sans tension ou étirement de la peau.
- Une fois que la pompe a été insérée, pincez fermement les deux côtés de l'incision, de sorte redresser les bords se rencontrent, et placer 1 ou 2 clips pour fermer la plaie (figure 2D). Inspecter le site de l'incision pour assurer qu'il y ait une fermeture complète de la plaie, et que la pompe est en appui directement sur le site.
- Appliquer la crème de lidocaïne(4% en poids / poids) avec un chiffon propre souris coton swab.Remove du cône de nez, et le placer sur un coussin chauffant jusqu'à ce qu'il reprenne conscience. Après la récupération, la souris est ramené dans sa cage.
- Placez les instruments chirurgicaux dans un stérilisateur à billes pendant 10 secondes entre les souris. Autoriser les appareils se refroidir avant de l'utiliser. Gants propres avec hydro antiseptique entre les souris. Surveiller toutes les souris jusqu'au rétablissement complet est atteint.
- Surveiller de près les souris après la chirurgie. Injecter un bolus de solution saline stérile (0,2 - 0,3 ml) sous-cutanée si une souris montre des signes de détresse, de déshydratation ou de la perte de poids apparent. Respecter les souris au moins deux fois par jour pendant les 10 premiers jours, et au moins une fois par jour par la suite. Effectuer une autopsie immédiatement si des souris meurent pendant la perfusion AngII. Retirer clips plaies entre 7 - 14 jours après la chirurgie.
6. récolte, Fixation, nettoyage, et d'imagerie de aortes
- Couper ouvrir le thorax de la souris et de la cavité abdominale ventrale, couper OPEn oreillette droite, perfuser avec une solution saline à travers le ventricule gauche du cœur pour enlever le sang dans l'aorte, puis récolter l'aorte 27.
- Placer aortes récoltés dans des tubes en plastique contenant au moins 3 ml de paraformaldehyde à 4% ou 10% de formaline tamponnée neutre à 24 - 48 h 27.
- Retirez soigneusement les tissus de l'adventice. Aorte Pin sur la cire noire avec des épingles. Acquérir les images de l'aorte avec même grossissement. Inclure une règle dans chaque image pour l'étalonnage, comme le montre la figure 3.
7. En face d'imagerie aortes
- Couper aorte ouverte longitudinalement à travers la courbure extérieure et intérieure de l'arc aortique, et couper les grosses branches ouvertes, y compris innommé, l'artère carotide gauche, et de gauche artère sous-clavière. Pin aorte plat avec adventice externe portant adjacente à la cire noire.
- Acquérir de face l'image de la surface de l'intima de l'aorte au même grossissement. Inclure une règle dans chaque image pour l'étalonnage, comme le montrentn sur la figure 4.
Representative Results
Les 4 récepteurs LDL mâle - / - souris décrites dans la section Protocole ont été euthanasiés après 4 semaines de perfusion AngII. Les aortes ont été récoltées, nettoyées, et imagées pour visualiser les dilatations de l'aorte. Comme le montre la Figure 3, les aortes ont plusieurs caractéristiques différentes, y compris l'expansion de la région surrénale (AAA; Figure 3A), l'expansion de la région ascendante (TAA; Figure 3B), ou d'expansion des deux régions (présence de deux AAA et TAA; Figure 3C), alors que la morphologie d'une souris a été grossièrement normale (Figure 3D). La dilatation de l'aorte abdominale est quantifiée en mesurant la largeur maximale ex vivo de la région surrénale, comme illustré par la ligne rouge sur la figure 3A. Pour mesurer dilatation de l'aorte ascendante, aortes ont été coupés ouvert et épinglé comme le montre la figure 4. Surface intimale a été mesurée dans la région de l'aorte ascendante (zone entourée par ee lignes rouges dans la figure 4A) pour quantifier TAA. Une règle a été inclus dans chaque image pour normaliser des mesures, comme représenté sur les deux figures 3 et 4.
. Figure 1. Représentant l'image de pompe osmotique rempli Chaque pompe contient deux parties distinctes: un corps principal et un modérateur d'écoulement. Après le remplissage du corps de pompe avec AngII, le modérateur d'écoulement est inséré pour sceller la pompe.
Figure 2. Procédé de la chirurgie d'implantation pompe (A) de la souris est placée dans une hotte laminaire avec un cône de nez qui est continuellement libérant l'isoflurane et de l'oxygène. (B) Un hémostatique droite est inséré dans l'incision de la peau pour faire un tunnel sous-cutané; (C) de la pompe est insérée à travers le incision de la peau en douceur; (D) L'incision cutanée est agrafé après l'insertion de la pompe.
Figure 3. images aortique (ex vivo) de souris perfusées avec AngII AngII 1000 ng / kg / min a été perfusé en récepteur des LDL mâle -. / - Souris pendant 28 jours. (A) AAA accompagné par une thrombose; La ligne rouge (2,05 mm) montre la mesure de la largeur maximale de l'aorte dans la région surrénale. (B) Croissant dilatation de l'aorte (TAA) avec aorte abdominale grossièrement normale; (C) des dilatations profonde des deux ascendants et les régions de l'aorte surrénales (TAA et AAAS); (D) de l'aorte grossièrement normale sans dilatation apparente de croissant ou surrénale région aortique.
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Figure 4. FR des images de visages des régions de l'aorte thoracique de souris perfusées avec AngII Angll 1000 ng / kg / min a été perfusé en récepteur des LDL mâle -. / - Souris pendant 28 jours. Surface souligné par une ligne rouge représente la région de l'aorte ascendante y compris une partie de la crosse aortique.
| 1 | Dose requise | 1000 | ng / kg / min | ||||
| 2 | Lancer de poids corporel (le plus grand de la souris) | 24,8 | g | ||||
| 3 | Gain de poids corporel total estimé | 1 | g | ||||
| 4 | Débit de pompage | 0,25 | ul / h | ||||
| 5 | Numbre de souris | 4 | |||||
| 6 | Dose par heure pour animaux | 1518 | ng | ||||
| 7 | Conc nécessaire | 6072 | ng / pl | ||||
| 8 | Pour 300 ul solution | 1.82 | mg / 300 ul | ||||
| Solution nécessaire | |||||||
| 9 | AngII totale (mg) | 7.3 | mg | ||||
| 10 | Dissous dans une solution saline &# 160; | 1200 | pl | ||||
| Souris | Poids du corps | Facteur de dilution | Volume (pi) | Pompe Poids (g) | Ratio rempli | ||
| # | (g) | AngII | Saline | Vide | Rempli | (%) | |
| 1 | 24,5 | 10 | 296,4 | 3.6 | 1,1443 | 1,3877 | 99 |
| 2 | 23,0 | 0,9 | 278,2 | 21,8 | 1,1677 | 1,4145 | 100 |
| 3 | 24,8 | 10 | 300,0 | 0.0 | 1,1438 | 1,3904 | 100 |
| 4 | 21,8 | 0,9 | 263,7 | 36,3 | 1,1438 | 1,3904 | 100 |
| Facteur de dilution = poids corporel du poids souris / le plus grand corps de souris | |||||||
| Souris | Poids du corps | Facteur de dilution | Volume (pi) | Pompe Poids (g) | Ratio rempli | ||
| # | (g) | AngII | Saline | Vide | Rempli | (%) | |
| 1 | 24,5 | 10 | 296,4 | 3.6 | 1,1443 | 1,3877 | 99 |
| 2 | 23,0 | 0,9 | 278,2 | 21,8 | 1,1677 | 1,4145 | 100 |
| 3 | 24,8 | 10 | 300,0 | 0.0 | 1,1438 | 1,3904 | 100 |
| 4 | 21,8 | 0,9 | 263,7 | 36,3 | 1,1438 | 1,3904 | 100 |
Tableau 1: Calcul pour perfusion de 28 jours au moyen de pompes osmotiques.
Discussion
Les pompes osmotiques délivrant AngII voie sous-cutanée est une approche de routine pour induire anévrismes de l'aorte chez les souris. Basé sur des données provenant de nombreux laboratoires, il ya eu des résultats cohérents que cette est une méthode fiable et reproductible pour étudier à la fois AAA 3,4 et TAA 22-26 chez la souris. Par conséquent, ce modèle de souris est considéré comme un modèle qui récapitule quelques éléments sur les anévrismes aortiques humaines et fournit des indications mécanistes dans ces maladies dévastatrices.
Alors que le vieillissement est un facteur de risque pour le AAA chez les humains, il n'a pas été systématiquement étudié pour AAA AngII-induites chez la souris. Cependant, il semble incidence et la gravité des AAA AngII-induits sont similaires chez la souris à l'âge de 8 - 48 semaines 4,5,7. Actuellement, il ya seulement quelques études rapportant TAA AngII-induites chez la souris à l'âge de 8 - 24 semaines 22-26, qui ne montrent pas de différences apparentes liées à l'âge sur la formation TAA.
Des souris femelles ont une incidence beaucoup plus faible de l'AAA que les souris mâles infusé avec AngII 4,28. Il est également intéressant de noter que l'incidence des AAA AngII-induite est beaucoup plus élevé que les souris en hyper normo-cholestérolémiques, ce qui est plus de 50%, contre moins de 30%, respectivement. En outre, la rupture de l'aorte est fréquente (environ 10 - 30%) à la fois dans les souris hypercholestérolémiques normo- et pendant la perfusion AngII. Infusion de AngII à un taux de 1,000 ng / kg / min chez des souris hypercholestérolémiques, tels que le récepteur de LDL - / - souris nourris avec un régime alimentaire occidental ou apolipoprotéine (apo) - / - souris nourris avec un régime alimentaire normal ou occidentale, a des effets maximaux sur AAA développement 3,4,29. Ce taux de perfusion est optimal pour une étude dans laquelle la manipulation d'un gène d'intérêt dans des souris hypercholestérolémiques devrait réduire AAA. Si une souris hypercholestérolémique en manipulation est prévu pour augmenter AAA, il est recommandé d'insuffler AngII à un taux de 500 ng / kg / min ou inférieur à 30. A la différence de AAA, il n'y a pas de démonstrationnstrated association entre le sexe masculin ou de l'hypercholestérolémie et AngII induite TAA 25. Cependant, de façon similaire à l'AAAS, si on prévoit que la manipulation d'un gène d'intérêt à augmenter TAA, nous recommandons une vitesse de perfusion inférieure à 1000 ng / kg / min pour perfusion AngII.
Il est également important de savoir que l'incidence et la gravité des anévrismes de l'aorte AngII induites varient selon les souris individuelles et entre les études. Si la souris ne développent pas anévrismes de l'aorte, une possibilité potentielle est que AngII aurait pas été livré avec succès des souris. Pour la validation d'un débit de perfusion élevé de AngII, tels que 1000 ng / kg / min, la mesure de la pression artérielle est recommandée avant et pendant la perfusion AngII utilisant une méthode Queue-coiffe non-invasive 31. AngII perfusion à un débit de 1 000 ng / kg / min augmente la pression artérielle systolique chez les souris. En outre, les concentrations plasmatiques de rénine peuvent être mesurées pendant la perfusion AngII ou à la cessation depuis AngII a une rétroaction négative sur rla sécrétion enin. Par conséquent, la perfusion AngII conduit à la réduction des concentrations plasmatiques de rénine. Si une souris infusé avec AngII n'a pas de pathologies apparentes aortiques, aucune augmentation de la pression artérielle, et aucune diminution de la concentration plasmatique de la rénine, cela indiquerait que AngII n'a pas été livré de manière efficace grâce à la mini pompe osmotique implantée. Nous recommandons la suppression de cette souris à partir de l'étude. Il est également important de noter que certaines souris ne développent pas les anévrismes aortiques malgré l'augmentation de la pression artérielle systolique et les concentrations plasmatiques de rénine diminué. Ces souris devraient rester dans l'étude.
En résumé, la perfusion AngII est réalisé par implantation sous-cutanée à l'aide de pompes osmotiques pour induire anévrismes de l'aorte chez les souris. Cette méthode offre AngII constamment à un taux défini pour des durées désignés qui sont utilisés pour étudier les deux AAA et TAA.
Disclosures
Publication de cet article est sponsorisé par Alzet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Angiotensin II | Bachem | H-1705 | compound used to induce aortic aneurysms |
| Alzet Osmotic Pumps | DURECT Corporation | Alzet Model 2004 | feasible for 28-day infusion in mice weighed > 20 g |
| Saturated fat-enriched diet | Harlan Teklad | TD.88137 | 42% calories/calories to stimulate hypercholesterolemia in LDL receptor -/- mice |
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