Abstract
Overvågning for influenza A-vira hos svin er afgørende for menneskers og dyrs sundhed, fordi influenza A-virus hurtigt udvikler sig i svin befolkninger og nye stammer løbende at opstå. Svin er i stand til at blive inficeret med diverse afstamninger af influenza A-virus gør dem vigtige værter for fremkomsten og vedligeholdelse af ny influenza A virus stammer. Stikprøver svin i forskellige indstillinger som kommercielle svinebesætninger, landbrugs messer, og levende dyr markeder er vigtigt at give et samlet overblik over aktuelt cirkulerende IAV stammer. Den nuværende guld-standard ante mortem sampling teknik (dvs. samling af podninger nasale) er arbejdskrævende, fordi det kræver fysisk tilbageholdenhed af grisene. Nasal servietter indebærer gnide et stykke stof på tværs snuden af gris med minimal eller ingen fastholdelse af dyret. Den nasale tørre procedure er enkel at udføre og ikke kræver personale med faglig veterinære eller håndtering dyr uddannelse. While lidt mindre følsomme end podninger nasale, virus afsløring og isolation satser er tilstrækkelige til at gøre nasal klude et rentabelt alternativ for prøveudtagning enkelte svin, når der kræves lav stress prøveudtagningsmetoder. Proceduren protokollen skitserer de nødvendige skridt for at indsamle en levedygtig nasal tørre fra en individuel gris.
Introduction
Influenza A-vira (IAV) forårsager respiratorisk sygdom i mange arter, herunder tamfugle, svin og mennesker. På grund reassortment af segmenterede IAV genomet hurtig viral evolution kan forekomme og nye IAV stammer ofte opstå. Svin er en art, der kan tjene som en blanding fartøj til resortering af IAVs fra flere værtsarter. 1 Der er i øjeblikket tre store undertyper af IAV almindeligt cirkulerer blandt nordamerikanske svin (H1N1, H1N2, H3N2), men flere IAV introduktioner fra mennesker har førte til omfattende IAV mangfoldighed inden for disse undertyper. 2 hurtige udvikling af IAVs inficerer svin har været tydeligt siden 1998, hvor en tredobbelt reassortant IAV indeholder gen segmenter fra menneske, fjerkræ og svin virus 3 blev udbredt blandt svin i USA. 4. Den interne gen segmenter fra den tredobbelte reassortant IAV fortsat meget udbredt blandt IAVs øjeblikket inficere svin. 5
"> Worldwide, IAV er en væsentlig årsag til luftvejssygdomme hos svin, hvor typiske kliniske tegn omfatter feber, anoreksi, sløvhed, hoste, anstrengt vejrtrækning, nysen, næseflåd og dårlig vægtøgning. IAV kan være særligt dyrt at så gårde, hvor reproduktive fejl på grund af IAV induceret feber og svage-fødte grise er blevet dokumenteret. 6,7 Inden for USA, er IAV almindeligvis registreres i kommercielle svinebesætninger og omfattende antigener og genomer diversitet og løbende udvikling blandt IAV inficere svin har hæmmet kontrol af denne virus. 8-11Folkesundheden bekymringer om fremkomsten af en pandemi IAV stamme som følge af resortering i svin blev realiseret i 2009, hvor et svin-slægt IAV indeholder gen-segmenter fra triple-reassortant nordamerikanske svin afstamning og den eurasiske aviær-lignende svin afstamning forårsagede en verdensomspændende pandemi hos mennesker. 12 pandemisk virus (A (H1N1) pdm09) har sidenreassorted med endemisk svin IAV stammer 13,14, og nogle af disse nyligt reassorted stammer er blevet overført tilbage til mennesker. 15. Hyppigheden af resortering begivenheder og fremkomsten af nye IAV stammer med pandemisk potentiale gør aktiv overvågning af cirkulerende IAV virus i svin bydende nødvendigt, især på svin-menneskelige grænseflade.
Svinene-menneskelige grænseflade er vigtig for tovejs interspecies overførsel af IAV. Menneske-til-svin transmission forekommer i kommerciel svin produktion er ansvarlig for en stor mængde af IAV mangfoldighed i øjeblikket til stede i svin befolkning. Landbrugsmesser er de største indstillinger for comingling af mennesker og svin i USA og er kendt steder til zoonotiske transmission af IAV. 15-21 i 2012 under udbruddet af en variant H3N2 IAV, 93% af tilfældene rapporteret deltagelse i en landbrugsmesse i dagene forud for indtræden af sygdom. 15. Genomisk analyseaf virale isolater fra udstilling grise sammenlignet med humane isolater bekræftet zoonotisk transmission. 21 Udstilling svin inficeret med IAV ofte ikke viser kliniske tegn på sygdom, 21-23 indikerer behovet for direkte diagnostiske tests.
Prøvetagning af synligt syge grise alene vil ikke held identificere IAV prævalens hos svin og ikke kan påberåbes for at identificere nye stammer af IAV nye blandt svin. Aktiv overvågning er absolut nødvendig for påvisning af nye stammer af IAV i svin og vurdere deres trussel for både svin og folkesundheden. De fleste IAV overvågningsaktiviteter er frivillige, og derfor er der behov for minimalt forstyrrende metoder. De tre store ante mortem procedurer for IAV inficere svin prøve kollektion er: podninger nasale, orale væsker og nasale klude. Aktuelle anbefalinger til prøveudtagning enkelte svin at opdage IAV liste indsættelse af syntetiske fibre tippes svaberprøver i næseborene som den foretrukne metodeat samle nasal sekreter og epitelceller. 24,25 Fordi svin kan forsøge at undgå denne procedure, et team af uddannet personale skal begrænse svin enten manuelt eller med en Snare, afhængigt af størrelsen af dyret. 26 tilbageholdenhed proces er besværlig for personale, og stressende for svinene. Derudover er udstillingen svin ofte involveret i flere konkurrencer på en messe, så opfattelsen af tilsat stress på en konkurrence dyr kan gøre ejere resistente over for den indsats overvågning.
Med sandsynligheder for IAV detektion i området fra 80-100% i IAV inficerede besætninger, har mundvæsker blevet et populært alternativ til nasale podninger for molekylær påvisning af IAV i populationer af svin. 27,28 Derudover kan mundvæsker tilvejebringe et bredere vindue IAV detektion end podninger nasale følgende indledende infektion. Imidlertid har IAV isolation fra orale væsker været problematisk med kun 50% af virus isolation forsøg resulterer i IAV opsving. 29
Brug nasale klude i stedet for podninger nasale løbet IAV overvågning i svin overvinder begrænsningerne beskrevet ovenfor. Nasal klude ikke kræver brug af en fastholdende snare og kan udføres uden at stresse dyrene eller vidner proceduren. Minimal teknisk uddannelse er nødvendig for at indsamle nasale klude, som tillader ikke-veterinære fagfolk, herunder svin ejere, til at indsamle overvågning prøver. Nasale klude var tidligere i forhold til podninger nasale til påvisning og isolering af influenza A-virus 30 og den detaljerede protokol for denne ikke-invasiv prøveudtagningsmetode er beskrevet nedenfor.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle svin, der anvendes i indsamlingen af de følgende data blev beskyttet i henhold til Ohio State University Institutional Animal Care og brug Udvalg (animalsk brug protokol nummer 2009A0134-R1).
1. Fremstilling af Viral Transport Medium og prøveindsamling Hætteglas
- Tilføj 37 g Brain Heart Infusion til 900 ml renset vand og blandes grundigt med en omrører og magnetisk omrører under opvarmning til 70 ° C helt at opløse pulveret.
- Autoklaver bouillonen ved 121 ° C i 15 min. Afkøl på bænken toppen, indtil væsken når stuetemperatur. Opbevares i køleskab ved 4 ° C natten over hvis nødvendigt.
- Opløs ved blanding med en magnetisk omrører, 6,02 g af Penicillin G natriumsalt og 10 g streptomycinsulfat i 50 ml renset vand ved stuetemperatur. Tilsæt yderligere renset vand til et samlet volumen på 100 ml. Opløsningen filtreres gennem et 0,22 um polyethersulfon membran i en steril flaske.
- Tilsættes aseptisk den filtrerede penicillin og streptomycin opløsning i afkølet Brain Heart Infusion Broth og blandes (omrører eller swirl kolben) for at gøre det virale transportmedium.
- Aseptisk pH i det virale transportmedium; hvis det er nødvendigt, justeres pH til 7,4 ± 0,2 under anvendelse af HCl eller NaOH.
- Udfør kvalitetssikring test på den virale transportmediet ved at teste for influenza A-virus matrix protein ved rRT-PCR, som beskrevet af Zhang og Harmon. 22
- Der afpipetteres 5 ml af det virale transportmedium i sterile high-density polyethylenflasker med 8 ml kapacitet. Mærk hætteglassene til anvendelse i marken.
- Opbevar klar til brug hætteglas i standard kryo-bokse ved -20 ° C indtil prøvetagningen.
2. Indsamling af Nasal Wipes fra Swine
- Optø nødvendige antal hætteglas umiddelbart før prøvetagning; et hætteglas vil være behov pr gris i stikprøven. Optøning ved stue-Temperaturen tager ca. 30-45 min. Hold optøede hætteglas køle af på isposer indtil brug.
- Don egnede personlige værnemidler, som dikteret af situationen (f.eks overtræksdragter, boot dækker, respirator, ørepropper osv).
- Indtast dyret området. Hvis det er nødvendigt, begrænse gris til et lille område, men ingen begrænse. Må ikke vække hvilende dyr.
- Sæt på et par engangs eksamen handsker. Pas på ikke at forurene handskerne ved at røre grise, mennesker, eller livløse genstande.
- Brug en behandskede hånd til at fjerne en steril 5,08 cm x 5,08 cm (2 i. × 2 i.) Bomuld gaze fra indpakningen. Bør anvendes når det er muligt steril gaze trædepuder. Individuelt indpakket gazetamponer er mere bekvemt at bruge end de omviklet med to gazetamponer pr pakke.
- Hold bomuldsgaze puden med fingerspidserne på den ene hånd at udsætte så meget af puden som muligt til prøveudtagning.
- Tør gaze på tværs af grisens tryne, idetekstra pleje for at indtaste de eksterne næsebor, hvis muligt. Saml synlige nasale sekreter (ca. 1 ml) med samme gaze.
- Med samme hånd, folde gaze sig selv for at lette placering i hætteglas indeholdende viral transport medium.
- Brug den anden side, skal du fjerne hætten fra hætteglasset og placer den foldede gaze ind i hætteglasset. Rekapitulere hætteglasset og ryst hætteglasset for at sikre blanding af gaze og viral transport medium.
- Fjern handsker og anbring dem i en beholder. Skift handsker mellem hver gris.
- Kontroller hætteglasset identifikator. Optag gris identifikationsnummer, alder, køn, kliniske tegn, og andre noter af investigator skønnes nødvendige.
- Chill prøverne umiddelbart efter indsamlingen. Overveje at gøre portioner af prøven før nedfrysning til forhindre flere fryse-tø cykler. Så hurtigt som muligt efter indsamlingen, placere prøverne på tøris til transport til laboratoriet. Opbevar hætteglassene ved -80° C indtil test påbegyndes.
3. Påvisning af influenza A-virus Nucleic Acid
- Optø prøverne i en 37 ° C tør kugle bad i 5 minutter og derefter slutte optøning af prøverne i laboratoriet ved stuetemperatur i 20-30 min. Den samtidige tilsætning af flere hætteglas til perlerne vil medføre badet over for varme; bør der udvises forsigtighed for ikke at overophede hætteglassene.
- Fjern 100 pi viral transport medium for RNA-ekstraktion.
- Brug en high-throughput (96 brøndsplade format) magnetiske perler platform til ekstraktion af RNA fra et stort antal prøver. 31
- Brug realtid revers transkriptase PCR-assays til hurtig påvisning influenza A virus. 31
4. Isolering af influenza A-virus fra Nasal Wipes
- Optø prøverne som beskrevet ovenfor i afsnit 3.1
- Forkæl optøede prøver med gentamicin sulfat (1.000ug / ml), amphotericin B (22,5 ug / ml) og kanamycin-sulfat (325 ug / ml).
- Inokulering i Madin Darby Canine-nyre (MDCK) epitelceller som tidligere beskrevet. 32
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vellykket anvendelse af denne metode giver rRT-PCR resultater, ledsaget med anvendelse af en intern kontrol i RNA-ekstraktion og PCR-rRT, viste prøverne ikke indeholder PCR-hæmmere fra enhver miljømæssig snavs plukket under prøveudtagning. Efter prøve podning, bør virusisolering brønde være fri for synlige miljømæssige snavs fra prøven. Der er rimelig enighed mellem rRT-PCR resultater og virus isolation resultater med den forståelse, at PCR ofte giver en højere IAV positiv end virusisolering fordi PCR registrerer viral nukleinsyre, ikke nødvendigvis levedygtigt virus.
Resultater viser, at nasale servietter er et nyttigt alternativ til nasal svaberprøver, som er den nuværende guldstandarden sampling teknik til IAV. Edwards et al. Udført en sammenligning af snude klude og vatpinde nasale, der blev indsamlet fra svin på landbrugsmesser i USA i løbet af 2013. I denne undersøgelse blev grise udtaget prøver med både nasalpodninger og nasale Gazeviskere og prøverne var test parallelt med rRT-PCR og virus isolation. Edwards et al. rapporterede konkordansen for både påvisning og isolering af IAV af rRT-PCR og virusisolation i dyrkede celler blev demonstreret ved en sammenligning af 553 parrede næsepodning og nasal tørre prøver. 30 af disse testede prøver, 93,5% (517/553) af rRT-PCR testresultater var enige (tabel 1) og 92,4% (511/553) var enige hjælp virusisolation i MDCK celler (tabel 2). 21. Den estimerede rRT-PCR følsomhed til nasale klude i forhold til nasale podninger var 92,9%, og den anslåede IAV isolation følsomhed til nasale klude sammenlignet med nasale podninger var 82,9%. Edwards et al., Tidligere bemærket, at nasale klude, der var positive både rRT-PCR og virusisolering gennemsnit en lavere Ct-værdi (24,32) end nasale klude, der var positive ved rRT-PCR, men negativ for virus isolation (Ct = 31.96). 21
Tabel 1: rRT-PCR påvisning af influenza A-virus fra podninger nasale og snude servietter indsamlet fra svin på 29 amt messer (fra Edwards et al (2014) Utility af snude tørre prøver til influenza A-virus overvågning i udstillingen svin befolkninger Influenza og.. Andre Respiratory Vira 8 (5), 574-579.
Tabel 2: Isolering af influenza A-virus fra podninger nasale og snude servietter indsamlet fra svin på 29 amt messer (fra Edwards et al (2014) Utility af snude tørre prøver til influenza A-virus overvågning i udstillingen svin befolkninger Influenza og andre respiratoriske virus.. 8 (5), 574-579.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Indsamling af prøver fra svin ved hjælp af polyester-tippes nasale podninger har vist sig nyttig i at gennemføre IAV overvågning; Men brugen af næsepodning procedure hindrer overvågning indsats på grund af den krævede brug af en snare til tilbageholdenhed. Nasal servietter repræsenterer en videreudvikling af de nuværende prøveudtagning svin teknikker til at mindske stress på mennesker og svin under prøveindsamling. Mens metoden er blevet udviklet til og valideret i indstillingerne udstilling svin, kan det nemt overføres til andre situationer, hvor det er nødvendigt detektion før slagtning af IAV hos svin (dvs. kommercielle svin, levende dyr markeder, biomedicinsk forskning osv)
Som nævnt ovenfor, har den største drivkraft for denne sampling teknik været udstillingen svin befolkning. Under landbrugsmesser, svin ejere konkurrerer om at tjene finansielle priser og berygtet baseret på den samlede sammensætning af gris. Anekdotiske beviser tyder på, at hvis en gris viser ikke godt, owners kan tilskrive det til grisens stressniveau under tilbageholdenhed og prøve kollektion. Nasal servietter er nyttige for overvågning indsats, der involverer prøvetagning enkelte dyr i indstillinger, der kræver lav dyr stress. Evnen til at undgå snaring og synligt pinefulde grise, mens de udfører den nasale tørre teknik har forbedret offentlig accept af IAV overvågning indsats i udstillingen svin. 33. Den lave spænding karakter af nasale aftørringsmetoden gør det også velegnet til kommercielle svinebesætninger. Desuden den nasale tørre metode kan bidrage til at reducere omkostningerne, fordi det kræver færre medarbejdere og ikke mandat specialiseret uddannelse.
Ud over nasal svaberprøver anden almindeligt anvendte form for påvisning af patogener i kommercielle svin involverer tillader svin, der er opstaldet sammen at tygge på et stykke reb, der er blevet placeret i deres pen. De deponere orale væsker, der kan indsamles fra rebet. 27,34,35 Oral væskeansamling produces resultater, der er baseret på prøver indsamlet fra en gruppe af dyr, og har begrænsninger for patogen udbredelsen eller transmission undersøgelser. Derudover har IAV isolation fra orale væsker været dårlige. 29 Mundtlige væsker er blevet brugt til individuel svin, men den tid, der kræves til at hænge reb og for grisene at mætte rebene kan være ineffektiv til personaleressourcer. 36 Brug nasale servietter giver mulighed for hurtig evaluering af de enkelte dyr. Evnen til både at påvise og isolere IAV fra nasale servietter giver en klar fordel i forhold orale væsker. Ligesom prøvetagning andre metoder, kan nasal klude være mest effektiv i højsæsonen virusudskillelse.
Der er nogle begrænsninger forbundet med den nasale aftørringsmetoden, der bør overvejes, før gennemførelsen af proceduren. Grise er nysgerrige dyr, udrydde med deres snuder. Ofte er der mere snavs opsamles på en nasal tørre, sammenlignet med nasale podninger, på grund af det fugtige, snavsede miljøservietten kontakter på ydersiden af svin snude. Kontakten mellem den nasale servietsubstratmaterialet og grisen er begrænset til en mere ydre overflade af luftvejene end nasale podninger, en situation, der ofte resulterer i utilsigtet aflejring af miljømæssige snavs (dvs. strøelse, foder, gødning, etc.) på den nasale klude. Disse miljøbelastende stoffer kan hæmme PCR eller forårsage cellulær toksicitet under virale isolation forsøg. Renholdelse af placering prøvetagning og niveauer af miljømæssige snavs kan være nødvendigt at blive evalueret, før du fortsætter med nasal tørre protokoller. Forekomsten af miljøforurening af nasale servietter betyder også, at IAV detekteres med denne metode ikke kan have været kaste af det afprøvede dyr, men var til stede i miljøet. Mens muligheden for at tilskrive en IAV isolere til et bestemt dyr kan ikke være en bekymring for overvågningsaktiviteter eller besætning baseret diagnostik, kan dette være en begrænsning til at overveje for laboratoriet baseret transmission undersøgelser.
Et andet spørgsmål, der skal løses, før du vælger denne metode er den øgede opbevaring og transport plads at et stort antal nasal tørre prøver vil kræve. Hætteglassene anvendes til vådservietter er meget større end standard 2 ml kryogene opbevaring hætteglas anvendes til næsepodning opbevaring og vil tage cirka tre til fire gange mere fryser plads til langtidsopbevaring og køligere rum for transport tilbage til laboratoriet. Opbevaring af prøver i længere tidsperioder ved stuetemperatur, under afkøling, eller fryse-optøning af prøverne vil alle resulterer i et fald i virus levedygtighed. Ekstra pleje skal tages, når optøning disse prøver. Fordi gaze absorberer meget af den virale transportmedium, vil prøver overophedet hurtigt i et tørt perle bad. Uforvarende overophedning prøverne under optøningen kan også resultere i et fald i virus levedygtighed. Også, på grund af nedsat IAV genopretning in vitro fra klude compARED til podninger, anbefales det, at nasal ikke klude anvendes i situationer, der kræver høj følsomhed for levedygtigt virus opsving. 30
Vellykket brug af IAV overvågning i svin efter den nasale tørre metode kan resultere i større lethed for prøveudtagning, øget accept af overvågning indsats, og mindre stress på dyrene. I fremtiden kan det være nyttigt for prøveudtagning svin ved indgangen til en messe eller for lav-stresstest af de enkelte svin i kommercielle svinebesætninger. Denne metode kunne undersøges til brug detektere andre respiratoriske patogener hos svin. Fordi svin spiller en kritisk rolle i fremkomsten af nye IAV stammer fortsat aktiv overvågning for IAV hos svin er kritisk. Som sådan kan denne metode hjælpe ved påvisning og epidemiologisk undersøgelse af emergente stammer af nye IAVs.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BBL Brain Heart Infusion | Becton, Dickinson and Company | 211059 | |
| Penicillin G Sodium Salt | MP Biomedicals, LLC | 021194537 | 1500 u/mg |
| Streptomycin Sulfate | AMRESCO LLC | 0382 | |
| Gentamicin Solution | Mediatech, Inc. | 30-005-CR | 50 mg/ml |
| Amphotericin B Solution | Fisher | S 24 25 | 250 ug/ml |
| Kanamycin Sulfate | Teknova | K2105 | 5000 ug/ml |
| TPP Rapid Filtermax System | TPP Techno Plastic Products AG | 99150 | |
| Nalgen Diagnostic Bottles | Thermo Scientific | 342002-9025 | HDPE with white PP closure |
| Dermacea Gauze Sponge, 8 ply | Covidien | 441211 | 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) |
| Nitrile Exam Gloves | Saftey Choice | 19-170-010 (A-D) |
References
- Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
- Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
- Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
- Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
- Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
- Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
- Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
- Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
- Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
- Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
- Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
- Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
- Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
- Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
- Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
- Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
- Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
- Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
- Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
- Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
- Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
- Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).
- Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).
- Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. Animal Restraint for Veterinary Professionals. , Mosby. (2006).
- Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
- Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
- Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
- Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
- Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).
- Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).
- Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
- Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
- Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
- Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
