Summary
Dit manuscript beschrijft een gedetailleerd protocol voor het verzamelen van de druk-volume data van de muis.
Abstract
Inzicht in de oorzaken en de progressie van hart-en vaatziekten presenteert een belangrijke uitdaging voor de biomedische gemeenschap. De genetische flexibiliteit van de muis geeft een groot potentieel om hartfunctie staand op moleculair niveau. De muis kleine formaat doet presenteren een aantal uitdagingen met betrekking tot het uitvoeren van gedetailleerde cardiale fenotypering. Miniaturisatie en andere ontwikkelingen in de technologie hebben vele methoden van cardiale evaluatie mogelijk in de muis gemaakt. Van deze, de gelijktijdige ophaling van de druk en het volume van gegevens geeft een gedetailleerd beeld van de hartfunctie die niet beschikbaar is via een andere modaliteit. Hier een gedetailleerde procedure voor het verzamelen van de druk-volume curve data is beschreven. Inbegrepen is een bespreking van de uitgangspunten van de metingen en de mogelijke bronnen van fouten. Verdoving management en chirurgische benaderingen worden in detail besproken als ze zijn beiden van cruciaal belang voor het verkrijgen van hoge kwaliteit hemodynamische metings. De principes van hemodynamische protocol ontwikkeling en relevante aspecten van data-analyse worden ook aan de orde.
Introduction
Cardiovasculaire ziekte blijft een belangrijke oorzaak van mortaliteit en morbiditeit wereldwijd 1. Ziekten van het hart te presenteren bijzonder moeilijke uitdagingen in de ontwikkeling van nieuwe therapieën. Waarmee genetica voorzien in de mogelijkheid om een groot aantal potentiële genetische bijdragen identificeren voor de ontwikkeling van hartaandoeningen. De integrerende aard van het cardiovasculaire systeem de bedoelde genetische targets gevalideerd in intacte diermodellen. De genetische flexibiliteit en lage woonlasten van de muis hebben het bracht op de voorgrond voor de beoordeling van de fysiologische rol van een bepaald gen. Het kleine formaat van de muis presenteert een aantal unieke uitdagingen voor de beoordeling van de hartfunctie. Er zijn verschillende modaliteiten die informatie over hartfunctie, maar alleen de gelijktijdige meting van ventriculaire druk en volume maakt druk-volume (PV) lusanalyse van ventriculaire functie. PV lussen alleow hartfunctie onafhankelijk van de aansluiting op het vaatstelsel te analyseren; Een belangrijke factor bij het bepalen van de functionele rol van een bepaald genetisch element.
De beoordeling van de druk-volume lussen is experimenteel en klinisch gebruikt voor vele jaren uitgebreide literatuur bestaat over de analyse van deze gegevensverzamelingen 2,3. De aanpassing van PV lus technologie om de muis is een belangrijke vooruitgang voor het begrijpen van muizen hartfysiologie 4-6 geweest. Katheter gebaseerde PV lus technologieën stel een drukomzetter en het gebruik geleidingstijd ventriculaire volume schatten. De ventriculaire volume wordt bepaald door het onderzoeken van veranderingen in een elektrisch veld dat door de katheter. Deze werkwijze modelleert de ventrikel als een cilinder, is waarvan de hoogte bepaald door de afstand tussen de elektroden op de katheter en de straal wordt berekend uit geleiding van een elektrisch veld door het bloedhet ventrikel 7-9. De geleidingssignaal gemeten door de katheter twee componenten. De eerste is de geleiding van het bloed; dit is afhankelijk van het volume van de hartkamer en vormt het primaire signaal gebruikt om ventriculaire volume bepalen. De tweede component gevolg van geleiding door en langs de wand van de hartkamer. Dit heet parallelgeleiding en dienen om de absolute ventriculaire volume bepaald worden verwijderd. Er zijn twee commercieel beschikbare systemen voor het verzamelen van de druk-volume data in het onderzoekslaboratorium en de gebruikte methode voor het berekenen en verwijder de parallelgeleiding is het belangrijkste verschil tussen hen 6,10,11. Conductantie catheters vereist de injectie van hypertone zoutoplossing voor de berekening van de parallelgeleiding. Deze injectie tijdelijk verandert de geleidbaarheid van het bloed in de ventrikel, terwijl de geleiding van de wand constant blijft. Uit deze gegevens is het mogelijk de vastcomponent van de geleiding signaal dat afkomstig is van het bloed en wat van de ventriculaire wand. Deze werkwijze veronderstelt dat parallelgeleiding niet variëren tijdens de hartcyclus. Het toelaten werkwijze berust op faseveranderingen in het elektrisch veld om de bijdrage van de ventriculaire wand tot het totaalvolume signaal beoordelen. Deze werkwijze berust op een verscheidenheid van vooraf bepaalde constanten voor de geleidbaarheid van het bloed en myocard op het eindvolume te bepalen, maar maakt continue metingen van parallelconductantie tijdens de hartcyclus. Beide systemen goede schatting van linkerventrikelvolume en de verschillen tussen hen waarschijnlijk geen fysiologisch significant. De cilindrische vorm van de hartkamer en andere aannames maken deze katheter gebaseerde benaderingen niet zo nauwkeurig als andere modaliteiten, maar deze informatie wordt op een slag-voor-slag basis die essentieel is voor de beoordeling van opgedrukte maatregelen van hartfunctie.
De hier beschreven procedure wordt gebruikt in mijn laboratorium en heeft gegevens voor een groot aantal studies die de fundamentele pathofysiologische mechanismen van dystrofische cardiomyopathie 12-18 voorzien. Procedure te volgen één van twee die gebruikt kunnen worden om PV loop te verkrijgen. Hoewel veel van de principes die van toepassing zijn voor een van beide benadering, zal dit protocol gericht op een open kist apicale aanpak; een gesloten kist protocol is elders 19,20 gedetailleerd. Terwijl de procedure nader wordt beschreven, de belangrijke principes overkoepelende zijn naar het hart bloot met minimale schade ontstaan aan het hart of de longen. Gehele protocol is het belangrijk om te onthouden dat een niet-overleving procedure en dat een goede belichting van het hart is van cruciaal belang voor de juiste plaatsing van de katheter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Voordat u een van de in dit protocol beschreven procedures, het verkrijgen van goedkeuring door de lokale institutionele dierlijke zorg en het gebruik commissie.
1. Instellen van de Experimentele Rig
Opmerking: Deze procedure wordt uitgevoerd op verdoofde dieren en de kwaliteit van de gegevens is evenredig aan de kwaliteit van het verdovingsmiddel steun geboden aan het dier. Het eerste deel zal detail de apparatuur en procedures die nodig zijn om de anesthesie te verstrekken aan de muis tijdens het uitvoeren van dit protocol.
- Selecteer een verdoving protocol. Inhalatie anesthetica hebben vele gunstige eigenschappen voor het uitvoeren van PV-loop-analyse, hoewel sommige injecteerbare protocollen eveneens zijn gebruikt. Zie de discussie voor meer informatie over het kiezen van een verdoving regime.
- Secure gecomprimeerde zuurstoftanks aan de chirurgische tafel of muur bij de chirurgische plaats.
- Bij gebruik van inhalatie-anesthetica, gebruik dan een verdamper om te verzekerenjuiste dosering. Kalibreren vaporizers jaarlijks te zorgen dat ze zijn het verstrekken van de juiste dosis van het verdovingsmiddel gas. Verbinding vaporizers een debietmeter die controle over de snelheid waarmee gas de verdoving circuit toelaat. Ingesteld op 0,5-1,0 l / min.
- Gebruik een verdeelstuk aan gerichte stroming van gas verdoving op 1) de inductie kamer, 2) een masker, en 3) de ventilator toe. Wegvangen verdoving gas is van cruciaal belang en moet worden uitgevoerd door een actief systeem dat ofwel openingen in een zuurkast (of een ander soortgelijk gebouw infrastructuur) of via een bus ontworpen om narcosegassen te verwijderen.
Opmerking: Informeer bij de lokale gezondheid ambtenaren om de naleving van alle lokale regelgeving. - Handhaaf kerntemperatuur van het lichaam met behulp van verwarming pads en / of opwarming lampen. Continu te controleren lichaamstemperatuur met een rectale thermometer. Dit maakt proactief stijgingen of dalingen van verwarmen tot een fysiologische lichaamstemperatuur waarborgen (ͭ6; 37 ° C) tijdens het verzamelen van hemodynamische data.
- Zorg voor vocht steun aan bloedverlies en gevoelloos volume verlies tegen te gaan.
- Bereid een 10% oplossing van albumine in 0,9% NaCl door middel van 1 ml 25% albumine en toevoegen van 1,5 ml 0,9% NaCl in een spuit.
- Bereid een lage restvolume intravasculaire katheter.
- Gebruik een tang om de plastic hub van een 0,5 inch 30 gauge naald te verpletteren. Met behulp van de naald houders, het grijpen van de naald en verwijder de hub. Schraap de resterende lijm van de naald met behulp van een hemostaat. Plaats het stompe einde van de naald in een lengte van microbore buis. Met minder dan 20 inch lengte van de buis.
- Gebruik een injectiepomp om nauwkeurige volumes te leveren.
- Zorg voor een goede ventilatie voor de collectie van hoge kwaliteit PV data. Er zijn verschillende muis ventilatoren verkrijgbaar. -Drukgestuurde ventilatoren zorgen voor de gesloten omgeving die nodig is voor een inhalatienesthetic gassen en een betere controle van de ventilatie tijdens de procedure.
- Zorgen dat inspiratoire druk beperkt tot <15 cm H2O tot barotrauma voorkomen. Stel het beademingsapparaat de inspiratoire puls geleverd gedurende 35% van de ademhalingscyclus. Het gebruik van Positive End Expiratory Pressure (PEEP) in een gehalte van 4-5 cm H2O zal sterk verbeteren van de ventilatie van de muis, door te voorkomen dat atelectase van de long en ondersteunende gasuitwisseling.
- Beperk de dode ruimte distaal van de Y-verbinding in de ademhaling circuit. Dit is essentieel omdat ademvolume van de muis is zeer klein en dode ruimte trekt de aanvoer van vers ingeademde lucht.
- Maak een muis sized endotracheale (ET) buis door het snijden van de tip van een 20 gauge inwoning intravasculaire katheter. Dit levert een scherp punt voor eenvoudiger inbrengen. Plaats het afgesneden uiteinde in de Y-gewricht van de verdoving circuit.
- Gebruik flexibele slang in de luchtwegencircuit. Elke structurele geheugen in de slang zal externe krachten die het potentieel heeft om de endotracheale tube uit de luchtwegen van de muis te trekken hebben te maken.
- Laat de muis bepalen de ademhaling met behulp van het laagste tarief dat de endogene ademhalingscentrum onderdrukt. Begin bij een relatief langzame ademfrequentie van ongeveer 60 ademhalingen per minuut.
Opmerking: Met de juiste ventilatie mag de muis zeer weinig inspanning om te ademen te maken. Indien onvoldoende ventilatie, de opbouw van CO2 in het bloed ademhalingsinspanning door de muis te leiden. Als dit wordt waargenomen, het verhogen van de ademhaling is een straight-forward manier om de alveolaire ventilatie te verhogen. Het is vaak noodzakelijk om ademhalingssnelheid reactie op verhogingen van cardiale belasting geassocieerd met beta-adrenergische receptor stimulatie te verhogen. - Zodra de luchtwegen circuit bereid drukproef het systeem sluiten het uiteinde van de endotracheale (ET) tubemet een vinger. Zorgen voor een druk in de luchtwegen van ≈10 cmH 2 O. Deze test moet worden uitgevoerd voorafgaand aan elke procedure.
2. Chirurgische Approach
- Gebruik kleine pincet en schaar en ander materiaal uit tabel 1. Alle instrumenten zijn vrij klein om gemakkelijk gebruik in het vergrote operatiegebied. Gebruik een chirurgische stereomicroscoop voldoende vergroting voorzien in verscheidene aspecten van de chirurgische procedure.
- Gebruik een cauterisatie om hemostase te maximaliseren tijdens de procedure.
Let op: Er zijn een paar van de grote klassen van cauterisatie. Thermocautery verwarmt een dunne metalen element dat door middel van spierweefsel zal snijden en het bloeden te stoppen. Deze systemen zijn aanvankelijk relatief goedkoop; het is echter belangrijk op te merken dat de draad uiteinden zowel fragiel en relatief kostbaar. Elektrocauterisatie systemen zijn duurder aanvankelijk schaffen, maar de uiteinden zijn zeer stevig en niet te worden vervangend. - Inductie en Chirurgische Voorbereiding
- Het verkrijgen van het lichaamsgewicht van de muis.
- Plaats de muis in een inductie kamer die is gevuld met 5% isofluraan.
Opmerking: De muis kan niet overleven meer dan een paar minuten in deze omgeving. Slechts 45-60 seconden nodig voor de muis om de oprichtreflex (inspanningen omklappen wanneer geplaatst op de achterkant of zijkant) verliest. - Zodra de oprichtreflex verloren, verminderen de isofluraan concentratie 2% en open de anesthesie gas aan het masker.
- Vlug de muis overbrengen naar de operatietafel en deze in rug gelegd met de neus in het masker.
- Bij gebruik van elektrocauterisatie, gebruik dan een zoutoplossing gedrenkt gaasje voor het elektrisch koppelen van de muis naar de aarding pad van het elektrocauterisatiesysteem.
- Zet de ledematen met chirurgische tape. Deze tape biedt hechtende eigenschappen, zelfs als het nat is.
- Plaats een rectaal thermoprobe voor het toezicht op kerntemperatuur van het lichaamtemperatuur. Zet vast met tape.
- Breng een ontharingscrème aan de hals en de borst van de muis. Wacht 2-3 minuten voor de ontharingscrème om te werken, en verwijder vervolgens de vacht van deze gebieden met behulp van een wattenstaafje en / of laboratorium doekjes.
Opmerking: Draping van het chirurgische veld is niet vereist, aangezien dit een niet-overleving procedure, maar kan gewenst zijn om de blootstelling van de chirurg om de cauterisatie aardingspad beperken, indien gebruikt. - Zodra de muis wordt voorbereid voor chirurgie, beoordeelt de chirurgische vlak van de muis maken door de toe-pinch. Zodra verzekerd van een geschikt anestheticum diepte de muis is klaar voor de eerste incisie.
- Het verkrijgen van controle van de luchtweg door middel van orale intubatie of tracheotomie. Tracheotomie is een geschikte benadering die relatief eenvoudig uit te voeren.
Let op: In deze procedurebeschrijving alle richtingen en oriëntaties ten opzichte van de chirurg zal zijn.- Maak een insnijding in de level van het borstbeen inkeping zich uitstrekt van ≈ 5 mm rechts van het midden van de lijn naar ≈ 5 mm links van de middellijn.
- Voeg een tweede snede zich langs de rechterrand van de eerste insnijding rostraal uitstrekt tot een niveau ≈ 2 mm caudaal van het einde van de onderkaak.
- Maak een derde incisie uitstrekt vanaf het rostrale einde van de tweede incisie naar ≈ 5 mm links van middellijn. Trek de resulterende huid klep naar links aan de onderliggende weefsels bloot te leggen.
- Scheid de parotis en submandibulaire speekselklieren bij de middenlijn door stompe dissectie. Dit zal de onderliggende spieren bovenop de luchtpijp bloot.
- Botweg scheiden de rechter en linker sternohyoideus spieren de luchtpijp bloot.
- Laat een ≈10 cm stuk van 3-0 zijden hechtdraad onder de luchtpijp, zorg ervoor dat niet de slokdarm.
- Identificeer locatie voor tracheotomie: net caudaal van de larynx er een gat voor de eerste trachea ring, dit ideel locatie om de tracheotomie uit te voeren.
- Stel het spruitstuk om verdoving gas leveren aan de ventilator en zet de ventilator.
- Controleer op lekkage door de stekker van het uiteinde van de endotracheale (ET) buis met een vinger. Zorgen voor een druk in de luchtwegen van ≈10 cmH2O.
- Met behulp van een 20 gauge naald als een scalpel, incise de luchtpijp. Maak de incisie relatief breed, omdat de ET buis een groot deel van het tracheale lumen zal vullen.
- Snel bewegen, verwijder het masker en voorzichtig steek de ET buis in de luchtpijp. Forceer als de weefsels zeer broos en breken door de wand van de luchtpijp kan leiden tot een pneumothorax.
Opmerking: Onmiddellijk na het inbrengen, moet borst excursies duidelijk worden. - Zet de ademhaling circuit met tape om te voorkomen dat de ET buis van wordt uitgetrokken.
- Bind een halve knoop in de 3-0 hechtdraad om een afdichting rond de ET buis te vormen.
Opmerking: Op dit punt op de borst excursions moeten duidelijk zichtbaar zijn. Als niet het gewoonlijk de plaatsing van de endotracheale tube in de trachea dat het probleem. Trek de ET tube terug en probeer het te verplaatsen, met de nadruk op de oriëntatie van de luchtpijp als een gids.
- Voorbereiding van de halsader Site
- Trek de linker speekselklieren rostrale-lateraal blootstellen van de externe halsader.
- Halveer de dunne spier (sternomastoideus) die de ader met stompe dissectie. Dit zal het buitenoppervlak van de halsader bloot.
- duidelijk voorzichtig van belangrijke stukjes weefsel, hoewel voorzichtigheid worden gebruikt als de wanden van de ader erg dun. Zodra deze taak is voltooid, bedek de halsader met de speekselklieren haar voor canulatie later behouden.
- thoracotomie; het invoeren van de pleuraholte zonder schade aan het hart of de longen
- Verwijdert veel van de huid die de borst verlenging van de rechterrand van deoriginele huidincisie tot op het niveau van de processus xiphoideus, vandaar over de middellijn tot ≈ 1,5 cm links van de middellijn.
Let op: Voorzichtigheid is geboden bij het snijden door de externe borstklieren schepen, die een belangrijke bron van bloeden kan zijn. Dichtschroeien van deze vaten voordat ze snijden zal grotendeels voorkomen dat dit bloeden. - Met behulp van stompe dissectie, trekken de huid flap zijdelings aan de onderliggende spieren bloot te leggen.
- Isoleer het inbrengen van de pectoralis major rechts nabij de caudale kant van het borstbeen gebruik schip verwijden tang. Cauterize en snijd de spier.
- Snijd door de grote borstspier langs zijn gehechtheid aan het borstbeen. Cauterize de snijkanten om hemostase te verzekeren.
- Volgende ondermijnen latissimusdorsi aan dezelfde zijde, dat een groot vel spieren die de laterale zijde van de muis. Cauterize en snijd deze spier en dan trekken de cut einde craniaal. Dit kan enige botte vereisendissectie.
Opmerking: De ribben zijn nu duidelijk zichtbaar en het hart kan ook zichtbaar in sommige muizenstammen zijn. In de meeste muizen, het invoeren van de kist in de caudale helft van de vierde intercostale ruimte zal een goede toegang tot het hart te bieden. De vierde intercostale ruimte is de tweede meest caudale ruimte. - Om de borst te voeren, gebruik dan een paar scherpe tang om zorgvuldig te ontleden naar beneden door de intercostale spieren lagen.
- Zodra de pleuraholte is geopend, zorgvuldig steek de-botte getipt vaatdilatatoren. Met behulp van de vaatdilatatoren te zacht opwaartse kracht op de borstwand te bieden, gebruik maken van de stomp uiteinde veer schaar om voorzichtig incise de rest van de intercostale spieren.
- Eerste snede lateraal, dat evenwel niet tot de longen kwab eronder te snijden. Volgende uitbreiding van de incisie mediaal, maar blijf 3-4 mm lateraal van de middellijn van de interne borstslagader voorkomen.
Opmerking: De interne mammaire vaartuigen parallel aan het borstbeenen kan leiden tot aanzienlijke bloedverlies wanneer ze per ongeluk snijden. - cauterize voorzichtig de afgesneden rand van de intercostale spieren, met behulp van een klein wattenstaafje om het weefsel te rollen naar boven om cautery contact met gesneden weefsel mogelijk te maken zonder in contact te komen met de longen en het hart.
- Plaats een zoutoplossing gedrenkte klein wattenstaafje door de incisie te wijzen in de richting van de middellijn. Zorgen voor een zachte opwaartse trekkracht naar de borstwand weg te trekken van de onderliggende structuren. Begin het dichtschroeien van de borstwand aan de mediale rand van de incisie en eindigend ≈ 1 cm lateraal van de middellijn aan de linkerkant.
- Advance de applicator naar links, zodat het continu onder de cautery tip.
- Zodra het weefsel grondig wordt dichtgeschroeid, met een schaar zorgvuldig te snijden door het borstbeen. De apex van het hart moet duidelijk zichtbaar op dit punt.
- Met behulp van stompe dissectie, verstoren het hartzakje en identificeren van de caudale vena cava.
- Controleer of er bewijs van enig bloeden en cauterize het nu. Zodra alle bloeden is aangepakt, verwijder voorzichtig elke draperen, de cautery aarden pad, en de zoutoplossing gedrenkt gaasje.
- Verwijdert veel van de huid die de borst verlenging van de rechterrand van deoriginele huidincisie tot op het niveau van de processus xiphoideus, vandaar over de middellijn tot ≈ 1,5 cm links van de middellijn.
- Het plaatsen van de halsader katheter
- Sluit de katheter in stap 1.6.2 om de spuit met 10% albumine door voorzichtig glijden de buis over een 30 gauge naald.
- Infusie begint het albumine door de katheter.
- Richt de katheter zodanig dat de naald ligt bij de halsader op zijn eigen, met de naald bevel op. Indien nodig een naaldhouder om de naald te roteren in de buis om de afschuining te verplaatsen naar de juiste stand.
- Wanneer de katheter volledig gespoeld Stop de infusie.
- Pak de katheter naald met een tang. De andere kant, gebruikt een tissue tang om de speekselklier trekken visualisatie van de halsader mogelijk. Pas lichte trekkracht aan de weefsels rond het distale jugulaireader creëren spanning op de vaatwand. Met behulp van een ondiepe invalshoek, zorgvuldig steek de naald in de ader. Schuif de punt van de naald 3-4 mm in het vat.
- Voor het vrijgeven van de katheter naald zet de katheter buis met een stukje tape, zal deze limiet elke beweging van de naald een keer vrijgegeven.
- Laat de naald en trek terug op de zuiger om te bevestigen dat de katheter in het lumen van het vat, door het visualiseren van bloed in de lijn.
- Eenmaal gepositioneerd behoren de katheter te beveiligen met chirurgische lijm om de naald hechten aan de onderliggende speekselklieren.
- Bereken het totale volume te worden toegediend. Als er geen significant bloedverlies een volume van 5 ul / g lichaamsgewicht voldoende. Indien ingrijpende bloedverlies infusie 6 was - 6,5 gl / g nodig zijn. Stel het debiet zodanig dat de gehele infusie voltooid in 10 zal zijn - 15 min.
- PV-katheter in deLinker hartkamer
- Tijdens de chirurgische procedure hierboven beschreven, zet de PV katheter in een spuit met een zoutoplossing om te equilibreren.
- Net voor plaatsing, bewegen de spuit en catheter naast de muis. De katheterpunt op ongeveer dezelfde hoogte als het hart, op nul drukmeting.
- Met behulp van een zoutoplossing gedrenkte klein wattenstaafje, manoeuvreren het hart om visualisatie van de apex mogelijk te maken.
- Met behulp van een 25 gauge naald, maakt een incisie zo dicht mogelijk bij het midden van de punt mogelijk.
- Na verwijdering van de naald snel een katheter door de incisie. Het maakt niet veel kracht te nemen om de katheter in te brengen, dus laten zien terughoudendheid bij het voortbewegen van de katheter in de hartkamer. Soms is het noodzakelijk een extra incisie voeren. Indien dit noodzakelijk is, trachten de daaropvolgende incisie uitgevoerd bij de eerste locatie om schade aan het hart verminderen.
Niete: Zodra de katheter wordt voortbewogen in de hartkamer de definitieve plaatsing is van cruciaal belang. De ventriculaire druk tracing zal duidelijk zijn door een lage diastolische druk (<10 mmHg) en een hoge systolische druk (> 80 mmHg op dit punt). Idealiter wordt de katheter gecentreerd in de hartkamer met de buitenelektroden net binnen de ventrikel. Fijnafstelling in katheterpositie kan worden uitgevoerd door het observeren van de PV-loop gegevens naar een doosvormige tracing met ≈ 90 ° hoek tussen de zijden.
3. Procedurele Details
Opmerking: Wanneer de katheter op zijn plaats is een korte stabilisatieperiode (10-15 min) die nodig is om het dier te herstellen van enkele acute chirurgische spanning en tijd voor de infusie van vloeistoffen toelaten. Na deze periode stabilisatie van de werkelijke protocol kan beginnen.
- Zodra de PV katheter geplaatst en chirurgische manipulatie opgehouden,turn down de isofluraan tot ≈ 1% als de behoefte aan een diepe chirurgische vlak van anesthesie is verminderd.
- Gedurende deze periode zorgvuldig toezien op de muis om ervoor te zorgen dat een passend niveau van anesthesie wordt gehandhaafd. Zorgvuldig te beoordelen elke beweging; beweging van de ademhalingsspieren suggereert een niveau van hypoventilatie en kan door het verhogen van de ademhaling van de ventilator gericht. Bewegingen van ledematen of trekkingen van snorharen zijn tekenen dat de muis wordt te licht en vereist meer verdoving.
Opmerking: Er zijn diverse permutaties van behandelingen die kunnen worden gebruikt in combinatie met dit protocol. Veel van deze behandelingen infusie van geneesmiddelen vereisen. Het is essentieel om de dode-ruimtevolume te beheren. Oplossing schakelaars kunnen worden bereikt door er met de katheterbuis van de naald van een injectiespuit pomp naar de andere. Hierdoor kort voor het einde van het eerdere infusie kan de katheterbuis te worden geladenmet de volgende geneesmiddelen. Het is noodzakelijk om het volume binnen de katheterbuis kennen om de timing van de oplossing schakelaar vast. De invoering van een kleine luchtbel in de lijn laat de precieze timing van de infusie switch te bepalen; deze bubbel toegediend in de veneuze circulatie wordt goed verdragen.
- Gedurende deze periode zorgvuldig toezien op de muis om ervoor te zorgen dat een passend niveau van anesthesie wordt gehandhaafd. Zorgvuldig te beoordelen elke beweging; beweging van de ademhalingsspieren suggereert een niveau van hypoventilatie en kan door het verhogen van de ademhaling van de ventilator gericht. Bewegingen van ledematen of trekkingen van snorharen zijn tekenen dat de muis wordt te licht en vereist meer verdoving.
- Verander de belastingscondities van het hart door het verlagen van voorbelasting en het verhogen van afterload.
- Verminder de voorspanning door het blokkeren van de veneuze terugkeer naar het hart. In dit preparaat, visualiseren en afsluiten caudale vena cava wanneer het vanuit het middenrif naar het hart. Voer deze occlusie soepel en relatief snel, gedurende niet meer dan 2-3 sec. Verhoging van de linker hartkamer afterload kortstondig door het uitvoeren van een lichte abdominale compressie blijvende 1-2 sec.
- Tijdens deze veranderingen in belasting van het hart, ademhaling onderbreken één artefacten geïntroduceerd door de ventilator weg.
- IJk het volume signaal met behulp van the conductantie catheters. Deze procedures zijn niet nodig bij gebruik van katheters toelating technologie.
- Na het experimentele protocol injecteren 5-10 pl hypertone zoutoplossing (20% NaCl) aan de parallelgeleiding berekenen.
- Verzamelen van bloed door het verwijderen van de katheter en trekken bloed uit het linkerventrikel in een gehepariniseerde injectiespuit. Plaats dit bloed in cuvetten met volume en gebruik de katheter om de geleidbaarheid te meten.
- Gebruik de cuvette geleiding maatregelen om de geleiding signaal te converteren naar volume en de parallelgeleiding moet de absolute volume gemeten door de katheter te bepalen.
- Nadat het protocol is voltooid, euthanaseren de muis door het verwijderen van het hart na doorsnijding van de vena cava en de aorta bijlagen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Volgens afspraak wordt het volume uitgezet op de X-as en de druk op de Y-as in figuur 1. De druk-volume loops gevolg van het uitzetten druk tegen volume moet een rechthoek lijken de verticale randen die isovolumische drukveranderingen (dwz wanneer beide mitralisklep en de aortaklep zijn gesloten). De onderste horizontale vertegenwoordigt ventriculaire vullen door de mitralisklep en de bovenste horizontale deel ten ventriculaire legen via de aortaklep. In een gezonde wildtype muis linker ventriculaire druk van 90-110 mmHg verwacht met maximale dP / dt van 8000 - 12.000 mmHg / sec (zie Tabel 1 voor reeksen normale hemodynamische parameters). De normale waarden die in de tabel zijn gebaseerd op waarden verkregen uit wildtype C57BL / 10 en C57BL / 6-muizen; Het is echter belangrijk op te merken dat er aanzienlijke verschillen tussen de stammen 21. De procedure oHier utlined oog op de ontwikkeling van een apicale incisie om de katheter te positioneren binnen de linker ventrikel. Een andere populaire benadering is om de katheter retrograde door de aortaklep volgende inbrengen van de katheter in de rechter halsslagader voegen. De retrograde benadering het voordeel dat het kan worden uitgevoerd met een gesloten kist, waardoor de handhaving van normale intrathoracale druk; echter worden de dieren vaak geventileerd tijdens deze procedure dit voordeel beperkt. De gesloten kist naderingslimieten controle over de katheter oriëntatie binnen het ventrikel, terwijl de open kist aanpak biedt meer mogelijkheden om de katheter te manoeuvreren binnen de hartkamer. Een mogelijk probleem met retrograde inbrenging van de katheter is het potentieel voor uitstroom spoor obstructie. De diameter van de muisaorta varieert 0,8-1,2 mm 22,23, de diameter van commercieel beschikbare druk-volume katheters varieert van 0,33 (1,0 French) tot 0,47 mm (1,4 FreNCH). De relatieve afmetingen van deze catheters in de context van een gevarieerde aorta zijn afgebeeld in figuur 2. De fractie van het uitstroomkanaal geblokkeerd door de katheter die de aorta kan een belangrijk probleem in kleinere harten worden en rekening moet worden gehouden bij het uitvoeren PV loop studies in kleine harten. Er zijn verschillende voorwerpen van de meting dat de analyse van PV data, een van de meest voorkomende compliceren is katheter insluiting. Dit is duidelijk een piek in de druk eind systole waarschijnlijk gevolg van directe compressie van de druktransductor een papillaire spier of andere dynamische structuur binnen de ventrikel (figuur 3). Dit is problematisch, omdat de meeste werkwijzen voor het bepalen van de systolische functie van de maximale druk. De systolische druk en de maximale afgeleide van druk (dP / dt) van datasets met katheter beknelling nauw moeten worden onderzocht en de analyse moet mogelijk worden veranderd om zinvolle gegevens te verkrijgen.
Druk-volume loops kan worden gebruikt in een grote verscheidenheid aan protocollen voor hartfunctie. Deze omvatten evaluaties van cardiale reserve via β-adrenerge stimulatie 12,14,16,17. Een grote verscheidenheid aan geneesmiddelen kan worden toegediend aan een acute effecten op de cardiale fysiologie. Controle van de luchtweg maakt ook de toediening van gewijzigde gasmengsels waardoor de effecten van hypoxie en / of acidose hartfunctie direct 24-27 worden aangepakt. Bovendien is de analyse van deze PV-gegevens kan ook een gedetailleerde beoordeling van de passieve eigenschappen van de linker hartkamer, die aanzienlijk veranderd kan worden in verschillende ziektebeelden 12.
| Parameter | Normaal bereik |
| systolische druk | 90-110 mmHg |
| diastolische druk | 4-10 mmHg |
| Maximum dP / dt | 8.000 - 12.000 mmHg / sec |
| Minimum dP / dt | -8.500--12.000 MmHg / sec |
| tau | 5-6 sec |
| Hartslag | 550-600 bpm |
| cardiac output | 10 - 13 ml / min |
| ejectiefractie | 40 - 60% |
Tabel 1. De normale waarden voor Selected hemodynamische parameters.
Figuur 1: Vertegenwoordiger druk-volume Loops van een wild-type C57BL / 10 Mouse representatieve gegevens die werd verzameld met behulp van de procedures in thi beschreven.s manuscript. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Schematische weergave van het belang van de aorta diameter en mogelijke uitstroom Track Obstructie Schematische tekening van de relatieve grootte van de muis aorta en de commercieel beschikbare druk-volume katheters voor muizen.. Deze gegevens onderstrepen het belang van aandacht voor de uitstroom spoor obstructie bij de beoordeling van kleinere muizen met behulp van een retrograde katheter inbrengen aanpak. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Er zijn drie cruciale stappen in deze procedure: 1) de plaatsing van de endotracheale buis en geschikte afzuiging, 2) het deponeren van de jugulaire IV katheter, en 3) de juiste plaatsing van de PV katheter in de linkerventrikel. Het bepalen van de juiste ademhaling is een belangrijk onderdeel van het verstrekken van beademing. Bewuste muizen in het algemeen te handhaven alveolaire ventilatie met een snelle oppervlakkige ademhalingen. In het algemeen zal geventileerde muizen veel groter teugvolumes hebben. Dus een lagere ademfrequentie vereist. Dit is belangrijk omdat onvoldoende ventilatie resulteren in respiratoire acidose en teveel ventilatie tot respiratoire alkalose beide voorwaarden die hartfunctie zal veranderen. Een eenvoudige manier om het optimaliseren van de ademhalingsfrequentie is om signalen te nemen van de luchtwegen inspanning van de muis en gebruik de laagste ademfrequentie dat respiratoire inspanning van de verdoofde muis elimineert.
Een kritisch kenmerk van PV-loopanalyse is om een voldoende niveau van verdoving te handhaven zonder significante verlaging van de hartfunctie. Er zijn vele anesthetische regimes die met succes kunnen worden toegepast op PV lus analyse. Deze kunnen worden onderverdeeld in twee grote categorieën: inhalatie en injecteerbare anesthetica. Binnen deze laatste groep zijn verschillende mengsels die kunnen worden gebruikt, maar veel van deze mengsels hebben potentiële cardio-depressieve effecten 19. Van de injecteerbare cocktails, urethaan gebaseerd anesthetica hebben de minste cardio-depressieve effecten 4,19. Zorg ervoor dat blootstelling van personeel urethaan te beperken omdat het een verdacht carcinogeen 28. Isofluraan en sevofluraan zijn de momenteel beschikbare inhalatie-anesthetica. Beide middelen hebben cardio-depressieve effecten bij doseringen voldoende voor chirurgische manipulatie. Belangrijk is, kan geïnhaleerde anesthetica worden getitreerd om effect. Dit maakt het mogelijk een hogere dosis pijnstiller tijdens de chirurgische voorbereiding en vervolgens een lagere Sedative dosis voor het meten van de hartfunctie, dus het minimaliseren van de cardio-depressieve effecten van deze verbindingen.
Als de hemodynamische parameters onder het normale niveau, zijn er verschillende gemeenschappelijke oorzaken. Ten eerste is laag bloedvolume, secundair aan bloedverlies of verdamping. Deze complicatie is over het algemeen gericht met de vochttoediening uiteengezet in paragraaf 2.7. Zoals vermeld in paragraaf 1.5, het onderhoud van de kerntemperatuur van het lichaam is ook erg belangrijk voor de beoordeling van hemodynamische functie. Zo zorgvuldige controle van essentieel belang is, kan een digitaal feedbacksysteem nuttig zijn voor het handhaven van de lichaamstemperatuur tijdens het opnemen zijn. Ervoor zorgen dat de verdoving goed is verlaagd gedurende de meetfase is ook een belangrijk aspect van de hartfunctie verbeteren.
Meten belasting-onafhankelijke parameters van contractiliteit is een van de belangrijkste voordelen van PV lusanalyse. De real-time gelijktijdige ophaling van druk en volume gegevens levert de unieke capaciteit om de hemodynamische veranderingen in respons te bepalen in verschillende belastingstoestanden op het hart. Deze analyse maakt de contractiele functie van het hart te isoleren van de acties van de vaten. Verlagingen van voorbelasting tot occlusie van veneuze zijn gebruikt om belasting-onafhankelijke metingen van contractiliteit beoordelen verschillende diermodellen en mensen 4,7,12-16,18,29-32. In kleine knaagdieren, deze procedure resulteert in een gebogen eind-systolische druk-volume relatie 4,31,33. Dat waarschijnlijk het gevolg van de vermindering van coronaire perfusie die dramatisch versnelt de daling van de systolische functie 34. In de muis, 2-3 sec zachte abdominale compressie resulteert in een verschuiving naar rechts van de PV lussen. Dit vloeit voort uit zowel een stijging van de afterload en voorspanning 12. Langdurige verhogingen afterload tot een toename in contractiele functie, een fenomeen genaamd Anrep effect 35. Echter, dekorte duur van de abdominale compressie gebruikt in deze studies blijkt dat de Anrep effect heeft geen invloed op de hartfunctie met deze procedure. In andere studies, acute aorta vernauwing bij honden werd aangetoond contractiliteit te verhogen, maar dit werd verondersteld het gevolg van de effecten van verminderde perfusie systemisch 36. Opnieuw de duur en ernst van de verstoring van de doorstroming van de aorta gevolg van abdominale compressie, zoals hier beschreven, is niet voldoende om significant toenemen contractiele functie secundair aan hypo-perfusie van systemische weefsels. Analyse van PV loops verkregen door abdominale compressie af te stemmen goed met PV-lussen kort verkregen na caudale vena cava occlusie. Samen vormen deze waarnemingen tonen aan dat de transiënte abdominale compressie beschreven de contractiliteit van het hart niet significant wijzigt. Bovendien is deze procedure voorziet in een belangrijke methode om de passieve eigenschappen van het hart over een breder liep beoordelenge van de eind-diastolische volumes.
De analyse van lastonafhankelijk vereist het selectie van specifieke PV lussen worden opgenomen in de analyse. Het is uitermate belangrijk dat deze consequent worden gedaan over een experimentele data set. Positieve drukventilatie creëert een hemodynamische artefact tot respiratoire afhankelijke veranderingen van voorspanning aan de linker ventrikel 37. Om dit artefact te voorkomen, moet PV lussen worden verzameld gedurende korte periodes van apneu (3-4 sec). Pauzes in de ademhaling zijn bijzonder bruikbaar omdat zij betere controle van experimentele veranderingen in belasting van het hart. Het is belangrijk om deze perioden van apneu kort om hypoventilatie voorkomen houden. De in dit manuscript beschreven procedures verzamelen lastonafhankelijk data van twee verschillende procedures, caudale vena cava occlusie en abdominale compressie, verzameld op ongeveer hetzelfde tijdstip. De lussen geïsoleerd uit deze twee procedures moeten worden gecombineerd en geanalyseerd together zij meten beide de functie van dezelfde hart onder ruwweg dezelfde omstandigheden. Er zijn een aantal principes te overwegen bij het selecteren van lussen voor analyse. Vermijd aritmische beats. De beat na een scheidsrechtersbal beat is altijd abnormaal groot en premature slagen abnormaal klein; zowel de analyse van de gegevens verstoren. Vermijd beats waar de druk afneemt, maar het volume is constant. Deze zijn gebruikelijk in de muis na occlusie van de caudale vena cava en waarschijnlijk secundaire slechte doorbloeding van het myocard. Tot slot, alleen data van beats direct na de verandering bij het laden; de beats tijdens de herstelperiode worden waarschijnlijk beïnvloed door veranderingen in sympathische zenuwstelsel activiteit secundair aan veranderingen in de systemische bloeddruk als gevolg van manipulatie van de belastingscondities van het hart.
PV lus analyse zorgt voor een uiterst gedetailleerde beoordeling van de hartfunctie. Wanneer toegepast in samenhang met de genetische flexbaarheid en lage woonlasten van de muis kan een praktisch middel van het beoordelen van de cardiale fysiologie op moleculair niveau. Er zijn verschillende belangrijke beperkingen die moeten worden overwogen bij het bepalen van deze assays. Ten eerste is een invasieve procedure waarbij muizen worden verdoofd, die belangrijke aspecten van de hartfunctie kunnen beïnvloeden. Bovendien interpretatie van PV loop data vereist een gedetailleerd begrip van de cardiale fysiologie zowel om patronen in de gegevens en de mogelijke verstorende variabelen te identificeren. Bovendien, omdat deze assays zijn terminal kunnen niet worden gebruikt om dezelfde muis herhaaldelijk beoordelen. De ventrikels afgeleid van PV katheters meestal minder nauwkeurig dan de anatomische ventrikels door MRI zijn. Dit is niet verrassend omdat PV katheters model van de ventrikel als een cilinder, die duidelijk een schatting van het totale volume van de hartkamer. De werkelijke sterkte is de mogelijkheid om deze hoeveelheid gegevens te verzamelen met een hoge frequentie, waardoor slag-op-slag analyse van veranderingen in ventriculaire volume.
Het verzamelen en analyseren van de PV-gegevens van de muis kan een uitdaging zijn, maar de methode geeft informatie over de hartfunctie die niet beschikbaar is via een andere methodologie. Deze werkwijze biedt een zo volledig beeld van hartfunctie verkrijgbaar en het gebruik ervan in het muizenmodel een belangrijk platform voor de bepaling van de moleculaire onderbouwing van complexe cardiale ziekten verschaffen zoals hartfalen en erfelijke cardiomyopathieën. Dit manuscript bevat gedetailleerde informatie over de meest kritische aspecten van het uitvoeren van deze procedure. Echter, net als alle ingewikkelde procedures, vereist de praktijk microchirurgische vaardigheden die nodig zijn om deze experimenten succesvol uitgevoerd worden gebouwd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
De auteur wil graag financiering uit NHLBI (K08 HL102066 en R01 HL114832) erkennen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont 5/45 (2) | Fine Science Tools | 11251-33 | |
| Vessel Dilating Forceps | Fine Science Tools | 18153-11 | |
| Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor | Roboz Instruments | RS-5668 | |
| Octogon Forceps - Serrated/Curved | Fine Science Tools | 11041-08 | |
| Octogon Forceps - Serrated/Straight | Fine Science Tools | 11040-08 | |
| Dissector Scissors- Heavy Blade | Fine Science Tools | 14082-09 | |
| Transpore Surgical Tape | 3M | 1527-1 | |
| 3-0 Silk Suture | Fine Science Tools | 18020-30 | |
| TOPO Ventilator | Kent Scientific | TOPO | |
| Martin ME 102 Electrosurgical Unit | Harvard Apparatus | PY2 72-2484 | |
| Syringe Pump | Lucca Technologies | GenieTouch | |
| Stereomicroscope with boom stand | Nikon | SMZ-800N | |
| Thermocouple Thermometer | Cole Parmer | EW-91100-40 | |
| T/Pump Warm Water Recirculator | Kent Scientific | TP-700 | |
| ADVantage Pressure-Volume System | Transonic | ADV500 | |
| Data Acquision and Analysis | DSI | Ponemah ACQ-16 |
References
- Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).
- Katz, A. M. Influence of altered inotropy and lusitropy on ventricular pressure-volume loops. J Am Coll Cardiol. 11 (2), 438-445 (1988).
- Kass, D. A., Maughan, W. L. From "Emax" to pressure-volume relations: a broader view. Circulation. 77 (6), 1203-1212 (1988).
- Georgakopoulos, D., et al. In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (4 Pt 2), H1416-H1422 (1998).
- Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
- Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (4), H1698-H1707 (2000).
- Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
- Salo, R. W., Wallner, T. G., Pederson, B. D. Measurement of ventricular volume by intracardiac impedance: theoretical and empirical approaches. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (2), 189-195 (1986).
- Wei, C. L., et al. Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole. IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).
- Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Exp Physiol. 98 (6), 1092-1101 (2013).
- Kottam, A., Dubois, J., McElligott, A., Henderson, K. K. Novel approach to admittance to volume conversion for ventricular volume measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2514-2517 (2011).
- Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
- Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle. Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).
- Townsend, D., et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).
- Strakova, J., et al. Dystrobrevin increases dystrophin's binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress. J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).
- Yasuda, S., et al. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).
- Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging. Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).
- Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex. FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. J Vis Exp. (100), e52618-e52618 (2015).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiol Genomics. 42A (2), 103-113 (2010).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283 (5), H1829-H1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
- Palpant, N. J., Day, S. M., Herron, T. J., Converso, K. L., Metzger, J. M. Single histidine-substituted cardiac troponin I confers protection from age-related systolic and diastolic dysfunction. Cardiovasc Res. 80 (2), 209-218 (2008).
- Palpant, N. J., D'Alecy, L. G., Metzger, J. M. Single histidine button in cardiac troponin I sustains heart performance in response to severe hypercapnic respiratory acidosis in vivo. FASEB J. 23 (5), 1529-1540 (2009).
- Palpant, N. J., et al. Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).
- Townsend, D. Diastolic dysfunction precedes hypoxia-induced mortality in dystrophic mice. Physiol Rep. 3 (8), e12513 (2015).
- Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice. Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).
- Freeman, G. L., Little, W. C., O'Rourke, R. A. The effect of vasoactive agents on the left ventricular end-systolic pressure-volume relation in closed-chest dogs. Circulation. 74 (5), 1107-1113 (1986).
- Reyes, M., et al. Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation. Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).
- Segers, P., et al. Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).
- Townsend, D., et al. Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs. J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).
- Sato, T., Shishido, T., et al. ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).
- Sunagawa, K., et al. Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart. Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).
- Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. The Anrep effect: 100 years later. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).
- Baan, J., van der Velde, E. T. Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs. Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).
- Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs. Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).
