Summary
Diagnostics différentiels en arthroplastie douloureux est cruciale pour la réussite du traitement. Aspiration commune est réalisée systématiquement avant l’opération. Multiplex PCR de l’aspiration commune et le fluide de la sonication, un outil possible pour la détection rapide de pathogènes de ces échantillons est décrit.
Abstract
Chez les patients orthopédiques, étrangers infections associées aux corps, surtout périprosthétique infections ostéo-articulaires (PJIs), sont une complication dévastatrice de l’arthroplastie. L’infection nécessite un traitement complex, peut résulter en une longue hospitalisation et causes des frais considérables. Plusieurs révisions chirurgicales peuvent être nécessaires chez ces patients, avec une perte de fonction ainsi que la qualité de vie.
Le diagnostic préopératoire de routine comprendre l’examen sanguin de protéine C - réactive (CRP) et autres biomarqueurs, ainsi que l’analyse conjointe aspirer pour numération cellulaire, la différenciation et la culture. Les spécimens peropératoires d’histologie et de microbiologie sont aussi procédure standard. L’examen microbiologique des implants retirés par sonication, en combinaison avec la mise en œuvre des techniques de biologie moléculaire en microbiologie, représentent deux nouvelles techniques couramment employées pour améliorer les diagnostics différentiels du PJI.
Nous présentons ici la procédure par étapes de l’analyse conjointe aspirer et fluide de la sonication, en utilisant un système de réaction en chaîne (PCR) polymérase multiplex axée sur la cartouche. Résultats ont été comparés à des cultures conventionnelles et les critères de consensus pour PJI. Les cultures microbiologiques classiques de biopsies tissulaires, conjointe d’aspirer et fluide de sonication a montré une sensibilité de 66,7 %, 66,7 % et 88,9 %, respectivement et une spécificité de 82,3 % 54,6 % et 61,5 %, respectivement. La PCR diagnostique du fluide sonication et le liquide articulaire a montré une sensibilité de 50,0 % et 55,6 %, respectivement et les deux une spécificité de 100,0 %. Les deux diagnostics PCR combinés a une sensibilité de 66,7 % et une spécificité de 100,0 %. La PCR multiplex présente donc un outil de diagnostic rapid avec sensibilité modérée mais grande spécificité dans le diagnostic des PJI.
Introduction
Arthroplasties douloureux sont un défi diagnostique en chirurgie orthopédique. Après avoir desserré aseptique, PJI est la deuxième raison de plus pour l’échec de l’implant et présente une complication dévastatrice après chirurgie arthroplastie. PJI est difficile à traiter et difficile à diagnostiquer. Diagnostic d’un PJI entraînera probablement une infection récurrente, a raté avec morbidité majeure, perte de fonction et la perte de la qualité de vie. Par conséquent, l’infection doit être écartée à tous les malades présentant une arthroplastie douloureuse, avant le début des mesures thérapeutiques.
Anamnèse, examen clinique, examen sanguin de CRP et numération leucocytaire, ainsi que la radiographie ou szintigraphy de l’articulation touchée constituent la base de diagnostic1. La routine préopératoire devrait également inclure une aspiration commune dans des conditions stériles dans la mesure du possible. L’aspirat acquis est une matière très précieuse dans les autres diagnostics.
Outre les globules et la différenciation cellulaire dans l’aspiration commune comme essais bien établi2, la détection des biomarqueurs protéiques peut-être aider dans le diagnostic différentiel3,4,5. Culture microbiologique classique demeure l’étalon-or dans la détection des pathogènes. Les biofilms, causées par des bactéries Gram-positives et Gram-négatives et adhérent à la surface de l’implant, sont un facteur pathogène majeur PJI. Donc, en 2007, la procédure de sonication a été mis en place dans le diagnostic des étrangers corps infections nosocomiales en chirurgie orthopédique, perturbant les biofilms sur les implants retirés pour permettre la détection des pathogènes. Les bactéries sont ainsi repris de leur forme au repos à une forme active, rendant la détection dans la culture possibles. La sonication des implants retirés ont montré une sensibilité plus élevée que les cultures de tissus spécimens (78,5 % contre 60,8 %)6.
Test d’amplification des acides nucléiques (NAT), comme la PCR, a récemment emménagé dans le champ d’application de cliniciens et de microbiologistes à diagnostiquer PJI. Surtout chez les patients ayant reçu une antibiothérapie avant la chirurgie, il a été démontré que la PCR diagnostique est bénéfique pour identifier les organismes étiologiques7,8,9. Récemment, un nouveau système PCR multiplex, spécialement conçu pour les infections de l’implant et les tissus (ITI), a été présenté. Ce système de cartouche offre une variété de marqueurs génomiques pour l’identification des agents pathogènes et des marqueurs de résistance aux antibiotiques. Parmi sa gamme d’application sont nombreuses indications (prothèse infections ostéo-articulaires, infections du site opératoire, des infections liées à la cardiologie, les infections associées aux cathéters, infections du pied diabétique, profonds de la peau et infections des tissus, implant, les infections et les infections de plaie-brûlure), et un large panel d’échantillons peut être utilisé pour cette technique (sonication liquide, liquide synovial, tampons, tissus, pus, aspirat/exsudat et biofilm)10,11,12.
Le plus grand avantage de la procédure, par rapport à la microbiologie classique, est la vitesse : l’agent pathogène causal peut être identifié dans les heures. En outre, ce système PCR détecte un large panel de marqueurs de résistance de gène codé, ce qui permet l’ouverture d’une antibiothérapie ciblée dès le début. Avec l’aide de la PCR, les chirurgiens peuvent être capables de distinguer entre les patients infectés et non infectés à un stade très précoce dans la procédure de diagnostic11. Nous présentons ici le protocole pour effectuer ce PCR multiplex, diagnostiquer rapidement PJI d’aspiration commune et fluide de la sonication.
Protocol
Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique local (046/09, rév. 3). Consentement éclairé et la déclaration de confidentialité de données ont été extraites de tous les patients inclus.
1. l’Aspiration
Remarque : La procédure doit être effectuée dans un théâtre chirurgical ou une salle d’intervention avec des conditions d’asepsie comparables. Aide par une infirmière ou du médecin est utile mais pas obligatoire.
- Positionner le patient en décubitus dorsal sur un lit d’examen. Assurez-vous que le joint d’intérêt est exempt de vêtements. Raccourcir les poils denses ou long à l’aide de tondeuses électriques. Ne pas enlever les poils du corps avec un rasoir. Positionner un fluoroscope dans le sens antéro-postérieur si l’articulation de la hanche doit être perforés. Si le genou doit être perforés, placer un rouleau de genou sous le genou du patient telle que le genou se repose dans une position légèrement fléchie13.
- Préparer une table de l’instrument avec le matériel stérile suivant : Écouvillons stériles, un drap housse stérile fenêtrée, un scalpel stérile jetable, lame chirurgicale pointu (type #11) et seringue stérile de 10 mL avec canule stérile (20 gauge, 80 mm). Énoncés de désinfectant alcoolique peau, tubes de prélèvement sanguin et un flacon de culture de sang pédiatrique séparément.
- Habiller une casaque, la hotte et le masque et mettez des gants stériles.
- Laver soigneusement la peau du patient sur le site de ponction (p. ex. recessus supérieure14 pour la zone portail du genou et de la face antérolatérale de la hanche) avec un désinfectant de la peau.
Remarque : L’esprit du temps d’exposition requis pour le désinfectant utilisé (généralement 90 s au niveau du genou, 120 s au niveau des hanches pour les alcooliques désinfectants). -
Couvrir le site de ponction avec un drap housse stérile fenêtrée. Identifier le site de ponction.
Remarque : Pour le genou, le site correct est 2 cm au-dessus du pôle rotule supérieur et latéral de 2 cm à la facette latérale. La hanche, trouver l’épine iliaque antéro-supérieure et se déplacer en direction caudale jusqu'à ce que, conformément à la symphyse pubienne supérieure. Assurez-vous que le site est latéral à l’artère fémorale (environ 4 cm), qui peut toujours être palpé15.- Pratiquer une incision de petit coup de couteau à travers la peau (3-4 mm large et profonde) avec la lame de bistouri pointu sur le site de ponction. Ne pas appliquer d’anesthésiques locaux car ils peuvent causer des faux négatifs dans la culture microbiologique, en raison de leur effet bactériostatique.
-
Fixer la canule à la glissade de Luer de la seringue. Insérer la canule dans l’incision de la stab. À la cavité supérieure de l’articulation du genou, viser à un angle de 45° dorsal et médial, vers la cavité inférieure du poteau supérieur de la rotule et insérer l’aiguille à une profondeur d’environ 5 cm. aspirer le liquide articulaire en s’appuyant sur le piston de la seringue.
- Utilisez fluoroscope orientation lorsque la perforation d’une articulation de la hanche. Insérer l’aiguille sur le site de ponction, visant en dedans à un angle de 60°. Dans le fluoroscope, veiller à ce que la pointe de l’aiguille est dirigée vers le col de la prothèse. Faire avancer la canule jusqu'à une profondeur de 8 cm environ (plus profonde chez les patients adipeux) lors de l’aspiration, jusqu'à ce que le liquide articulaire est atteint. Tenez l’aiguille en position lors de l’aspiration, afin d’éviter le grattage de la surface de la prothèse.
Remarque : Le Contact de la pointe de l’aiguille avec la prothèse assure un positionnement voie intra-articulaire. En général, pas plus de 5 mL de liquide peut être aspiré forme une articulation de la hanche, une articulation de genou produira plus de 10 mL. - Après le retrait de la canule, appliquer un pansement stérile à l’incision de la stab. Pour éviter la formation de l’hématome, appliquer un bandage à la jambe avec une légère compression.
- Utilisez fluoroscope orientation lorsque la perforation d’une articulation de la hanche. Insérer l’aiguille sur le site de ponction, visant en dedans à un angle de 60°. Dans le fluoroscope, veiller à ce que la pointe de l’aiguille est dirigée vers le col de la prothèse. Faire avancer la canule jusqu'à une profondeur de 8 cm environ (plus profonde chez les patients adipeux) lors de l’aspiration, jusqu'à ce que le liquide articulaire est atteint. Tenez l’aiguille en position lors de l’aspiration, afin d’éviter le grattage de la surface de la prothèse.
-
Transférer l’aspirat commun recueillie dans les contenants des échantillons. S’assurer dans l’ensemble des techniques de travail stérile.
- Pour l’inoculation de la fiole de culture de sang pédiatrique avec le liquide articulaire aspiré, désinfecter la membrane de la fiole de culture de sang pédiatrique avec un désinfectant alcoolique. Placer une canule fraîche sur la seringue et injecter 1 à 3 mL de liquide articulaire aspiré dans le flacon de culture de sang. Mélanger par agitation ou rotation douce16.
- Pour la préparation d’un spécimen d’aspirat mixte natif, retirer la canule de la seringue. Ouvrir un tube de prélèvement sanguin sans additifs et injecter 1 mL d’aspirer dans ce tube de prélèvement. Remplacer et fixer le couvercle pour analyse par PCR.
Remarque : Expédiez l’échantillon au laboratoire de microbiologie sans délai pour analyse par PCR. Partir du même échantillon, classiques cultures microbiologiques d’aérobies et anaérobies peuvent également être définies jusqu'à17. - Transférer 1 à 4 mL de l’aspiration commune dans un tube de prélèvement de sang contenant de l’EDTA pour cell count et différenciation2. Navire l’échantillon à un laboratoire de biochimie sans délai.
2. PCR Diagnostics
- Assurez-vous que tous les trois dispositifs (le lysator, l’analyseur et le poste de pilotage ; Voir la Table des matières) sont en marche correctement. Énoncé de toutes les fournitures nécessaires pour effectuer le test (la cartouche PCR, un tube de mélange principal, le tube à essais et capuchon tube échantillon, 0 - 200 µL micropipette et les pointes de pipette stérile) sur le banc de travail.
- Décongeler le tube de mélange maître avant le début de la procédure, en précisant à la température ambiante. Tous les consommables (tube de mélange maître, cartouche et tube échantillon) sont déjà prémarquées avec un code à barres.
- Retirez le capuchon du tube échantillon. Prendre 180 µL de l’échantillon recueilli (aspiration commune, voir la section 1 ; ou fluide sonication, voir la section 4) avec une pipette et transfert dans l’échantillon tube. Fermer le tube à essais avec le capuchon du tube échantillon contenant la protéine kinase K et un gène contrôle interne pour le contrôle de la qualité de l’ensemble du workflow.
- Dans le cockpit, ouvrez le logiciel d’exploitation en appuyant sur le « nouveau critère » bouton dans le coin inférieur gauche. Entrez les données du patient ou un échantillon via l’écran tactile. Pour sélectionner l’échantillon, choisissez d’abord « ITI-cartouche » dans le menu déroulant, puis « orthopédie » comme mode d’application et enfin sélectionnez « le liquide synovial » ou « fluide de sonication » comme type d’échantillon. Appuyez sur le bouton Démarrer.
- Scanner le code-barres sur la partie inférieure du tube échantillon. Insérer le tube d’échantillon dans le lysator.
Remarque : Le processus de lyse débutera automatiquement et prendre environ 30 min à la fin. Compte à rebours de la minuterie sur l’écran lysator indiquera si la lyse est terminée. - Sélectionnez l’échantillon sur l’écran du poste de pilotage pour débloquer le tube d’échantillon de la lysator. Retirer le tube échantillon de la lysator et fermez le couvercle de la lysator. Transférer le tube échantillon dans la fente de tube d’échantillon de la cartouche PCR. Insérez le tube de mastermix décongelées dans la fente de mastermix de la cartouche PCR.
- Suivez les instructions sur l’écran du poste de pilotage, analyse la cartouche PCR avec mastermix et échantillon tube.
- Insérez la cartouche de la PCR dans la fente de cartouche indiquée de l’analyseur. Une fois terminé, l’analyseur libère la cartouche.
Remarque : Les conditions de la PCR sont préréglées par le fabricant et ne peuvent être modifiées par l’utilisateur. Pour plus d’informations, voir guide d’application du fabricant. Le processus d’amplification PCR démarre automatiquement et prendre environ 4 h 10 min. - Retirer et jeter la cartouche. À l’écran tactile du poste de pilotage, choisissez « tests actuels » dans le coin inférieur gauche, puis sélectionnez l’ID d’échantillon correct pour afficher les résultats des tests. Enregistrer les résultats sur la mémoire de la machine et imprimer ou exporter (via clé USB) pour plus de renseignements.
NOTE : Un rapport de l’ACP, y compris l’identification de l’agent pathogène et la détection des marqueurs de résistance, au chirurgien sans délai. Un panneau avec 114 cibles de l’acide désoxyribonucléique (ADN) des agents pathogènes bactériens et fongiques se retrouve généralement dans les infections de l’implant et les tissus mous, ainsi que les marqueurs de résistance aux antibiotiques couramment sont analysées.
3. intervention chirurgicale : Prélèvement peropératoire
Remarque : Arthroplastie une intervention chirurgicale nécessite un niveau expert de compétences et d’expertise ; pour un aperçu complet des procédures chirurgicales, veuillez consulter manuels18 du chirurgien. Une description complète et détaillée de l’intervention chirurgicale serait bien au-delà de la portée de cet article. Ici, l’accent est sur les détails de la collecte d’échantillons et d’analyse avant. Dans la chirurgie de révision de prothèse, s’abstenir de l’administration d’une seule coup antibioprophylaxie, aussi ne pas de compromettre les résultats des échantillons microbiologiques obtenues pendant la chirurgie. Adhérant à cette règle est recommandée, bien que cette pratique est controversée19,20. Utiliser l’approche chirurgicale existant pour l’articulation lorsque cela est possible. Les approches chirurgicales supplémentaires vont compromettre des tissus mous et augmenter la formation de cicatrices.
- Disséquer les tissus jusqu'à ce que la capsule articulaire est bien exposée. Effectuer l’Arthrotomie avec une seringue à la main, donc plus liquide peut être collecté dans la seringue stérile pour une analyse ultérieure comme indiqué ci-dessus (pas 1.7.1-1.7.3).
Remarque : Aucun fluide de lavage antiseptique ne doit être utilisé jusqu'à ce que l’implant est retiré et échantillons de tissus ont été prélevés. - Enlever les implants mixtes. Immédiatement après l’enlèvement, transférer les parties de l’implant dans un contenant stérile en plastique avec un couvercle et eau-étanche à l’air.
Remarque : Les instructions détaillées pour le retrait de l’implant se trouvent dans la littérature de manuels (genou, par exemple: Wirtz et al., 16.4 du chapitre21; Hanche, par exemple: Claes et al., chapitre 14.5.122). Des instruments spécifiques peuvent être nécessaires, comme indiqué par les instructions du fabricant. La technique de retrait d’implant varie considérablement entre les implants différents types et méthodes de fixation. Un ensemble de burins et forets, un marteau coulissant et un ensemble d’enlèvement ongle intramédullaire universelle sont utiles pour éliminer les implants osseux intégré23,24. - Utiliser une curette stérile de sharp, de forceps et de rongeur pour enlever le tissu de la membrane de l’interface os-implant. Transférer un échantillon représentatif du tissu dans un contenant stérile en plastique avec un couvercle vissé, comme spécimens pour la microbiologie et l’histologie.
Remarque : Un alésoir peut être utilisé pour effacer le canal médullaire de tous les tissus mous. Aussi, prenez le tissu synovial et échantillons de capsule articulaires pour examen et stockez-les dans des contenants stériles. Au moins quatre spécimens au total doivent être recueillies. - Envoyez instantanément tous les échantillons et pièces explantées au laboratoire de microbiologie.
NOTE : Antibiotiques peuvent alors être donnés. Le choix des antibiotiques correctes est essentiel et doit être une décision individualisée25,26. Concepts thérapeutiques doivent être décidées par un groupe interdisciplinaire des chirurgiens et des microbiologistes au préalable. - Compléter le débridement de l’implant ancien en supprimant tous les tissus qui montre des signes de débris (tels que l’usure du polyéthylène, métal ou particules de ciment) ou infection et nécrose (tissus purulentes, avasculaire, fibrine-enduits, membraneux ou « boueux »). Supprimer n’importe quel OS mort ou osteitic. Enlever tous les corps étrangers tels que vis, fils, cerclages, débris de ciment osseux ou des sutures non résorbables (voir Claes et al., chapitre 14.5.322).
- Irriguer le champ opératoire à l’aide d’un désinfectant de plaies de choix à l’aide d’une seringue de 50 mL. Irriguer avec grandes quantités (au moins 3 L) de solution de ringer avec un système de lavage pulsé. Une entretoise peut être nécessaire pour stabiliser la commune27.
- Refermer la plaie à l’aide des sutures résorbables profondes antimicrobien enduit pour la capsule ou le fascia (sutures de polyglactine tressée, triclosan-enduit, USP 2) et le tissu sous-cutané (sutures polyglactine tressée, triclosan-enduit, USP 0). Fermer la peau à l’aide de non-résorption des sutures interrompus (monofilic en polypropylène, USP 0 ou USP 2-0).
4. sonication
Remarque : Veillez à travailler de façon rigoureusement aseptique. Utiliser un banc de sécurité biologique de classe II avec flux d’air laminaire pour la transformation de la matière explantée.
- Ouvrez le conteneur en plastique tenant la prothèse explantée de la salle d’opération (Voir l’étape 3.2) sous un banc de travail flux d’air laminaire et ajouter la solution de chlorure de sodium 0,9 % stérile jusqu'à ce que le corps étranger explanté est couvert au moins 80 % (env. 500-800 mL).
- Fermer le récipient en plastique. Bien agiter ou agiter le récipient en plastique à l’aide d’un Vortex à haute intensité pour transfert s. 30 le récipient en plastique dans la baignoire de sonication. Vérifier le niveau du liquide dans le bain de la sonication.
Remarque : Le niveau de liquide de bain sonication doit être identique à l’intérieur du conteneur en plastique. S’assurer que le récipient en plastique ne peut pas être inondé, et si nécessaire ajoute ou retirer le liquide du bain sonication. - Laisser agir le spécimen pendant 5 min avec une fréquence de 40 ± 2 kHz et puissance densité 0,22 ± 0.04 W/cm2. Secouer ou vortex le spécimen soigneusement pendant 30 s.
NOTE : Temps de Sonication entre 1-5 min sont les meilleurs pour dissoudre les biofilms, sans aucune influence sur la viabilité bactérienne28. - À l’intérieur du banc de la hotte à flux laminaire, recueillir 50 mL du liquide sonication et transférez-le dans un tube stérile, bien fermés.
- Pour créer un fluide concentré sonication, centrifuger le tube pendant 10 min à 4 200 x g. laissant un volume résiduel de 10 mL, jeter le surnageant restant avec une pipette. Resuspendre le culot de pipetage et mélangé au vortex.
- Ensemencer les milieux de culture approprié (par exemple la gélose au sang, gélose chocolat, gélose de Sabouraud, agar de Schaedler, gélose kanamycine-vancomycine ou bouillon thioglycolate) avec 0,5 mL de sonication concentré liquide chaque. Inoculer le flacon de culture de sang pédiatrique avec 2 mL comme décrit plus haut (voir étape 1.7.1). Transférer 1 mL de liquide concentré sonication dans un tube de prélèvement de sang sans additifs pour analyse par PCR.
- Placer les milieux de culture inoculé dans l’étuve (35 ° C, 5 % de CO2). Incuber les cultures pendant 14 jours et vérifier la croissance de tous les jours.
- Après 14 jours, jeter les cultures sans croissance et rapport négatif. Si la croissance est détectée, effectuer identification de pathogènes en utilisant des techniques standard d’identification et antibiogramme. Un rapport au chirurgien sans délai.
NOTE : Ici, identification des agents pathogènes a été effectuée à l’aide du desorbtion-ionisation LASER assistée par matrice - temps de la spectroscopie de vol (MALDI-TOF). Un antibiogramme a été réalisé avec un analyseur semi-automatique29,30,31.
Representative Results
Présence d’un PJI, tel que défini par la réunion de concertation de la société musculo-squelettiques de l’Infection (MSIS), était considéré comme prouvé quand un critère majeur, ou au moins trois des cinq critères mineurs étaient présent. Des critères importants sont la présence d’une fistule ou détection d’agents pathogènes dans deux échantillons microbiologiques distincts. Critères mineurs comprennent le nombre d’éléments positifs (> 3 000 leucocytes/µL) ou la différenciation des cellules positives (> 85 % des granulocytes neutrophiles) dans l’aspiration commune, positif taux de CRP et de la sédimentation dans le sang échantillons d’histologie positive dans les échantillons de tissus ou détection d’agents pathogènes dans un seul échantillon microbiologique19. Sensibilité et spécificité ont été calculés pour test d’amplification des acides nucléiques (NAT), par rapport à l’étalon-or MSIS. Patients plus de détails, y compris pathogènes détectés, sont donnés dans le tableau 1.
Nos propres résultats ont montré une sensibilité modérée pour PCR diagnostique de fluide de sonication et aspiration commune (50,0 % et 55,6 %) mais une très forte spécificité de 100 %11. Chaque fois que diagnostic PCR (total n = 62 essais) a montré un résultat positif dans l’aspiration commune (n = 31) ou le fluide de sonication (n = 31), le même pathogène a été détecté par la suite dans l’une des cultures microbiologiques classiques. La PCR des différents échantillons des cas d’infection non ne montrés aucun faux positif résultat (voir Figure 1).
La PCR diagnostique n’a pas pu détecter certains pathogènes qui ont fait leurs preuves avec les méthodes conventionnelles de culture microbiologique. pathogènes vrai 6 des 16 (37,0 %) dans les échantillons de fluide de sonication et les pathogènes de 5 des 13 (38,0 %) de la culture mixte de fluide ont été manqués par la détection par PCR. Pour la plupart, les diagnostics PCR raté détection des staphylocoques coagulase négative (8 sur 11). Les diagnostics PCR combinées des deux matériaux (liquide articulaire d’aspirer et de sonication, « mis en commun de la PCR ») a identifié 12 des 18 cas d’infection correctement (sensibilité 66,7 %, 95 % CI : 41,0 % à 86,7 %, voir tableau 2).
Figure 1 : Résultats Résumé de NAT. Le graphique présente les résultats résumés des échantillons de patients collective. Sur le côté droit est le groupe de patients correspondant aux critères de PJI, sur le côté gauche est le groupe qui n’a pas. Les barres représentent les méthodes d’amplification des acides nucléiques. Faux positifs et faux négatifs apparaissent en rouge comme pourcentage du total. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Articulation | Cause de révision | Critères de matches de MSI ? | Antibiothérapie antérieure ? | Culture liquide sonication | Culture mixte aspirat | Culture de sonication NAT | Aspiration commune de NAT |
| Hanche | descellement aseptique | N° | N° | ||||
| Genou | descellement aseptique | N° | N° | Staphylococcus epidermidis |
|||
| Genou | descellement aseptique | N° | N° | Dermabacter hominis |
|||
| Genou | descellement aseptique | N° | N° | ||||
| Genou | descellement aseptique | N° | N° | Leifsonia aquatica |
|||
| Hanche | descellement aseptique | N° | N° | ||||
| Genou | descellement aseptique | N° | N° | ||||
| Genou | instabilité | N° | N° | ||||
| Hanche | luxation chronique | N° | N° | Staphylococcus haemolyticus |
|||
| Genou | descellement aseptique | N° | N° | ||||
| Hanche | descellement aseptique | N° | N° | ||||
| Hanche | descellement aseptique | N° | N° | Staphylococcus epidermidis |
|||
| Genou | instabilité | N° | N° | ||||
| Genou | infection aiguë | Oui | Oui | Pseudomonas aeruginosa | Pseudomonas aeruginosa | Pseudomonas aeruginosa |
|
| Genou | infection aiguë | Oui | N° | Escherichia coli |
Escherichia coli |
Escherichia coli |
|
| Hanche | infection chronique | Oui | N° | Corynebakterium spp. |
Staphylococcus epidermidis |
||
| Genou | infection aiguë | Oui | N° | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus |
| Genou | infection chronique | Oui | N° | Streptocoque agalacticae |
Streptocoque agalacticae |
Streptocoque agalacticae |
Streptocoque agalacticae |
| Hanche | infection chronique | Oui | Oui | Staphylococcus aureus | |||
| Genou | infection chronique | Oui | N° | Staphylococcus epidermidis |
|||
| Genou | infection chronique | Oui | Oui | Staphlococcu epidermidis |
Staphylococcus epidermidis |
||
| Hanche | infection chronique | Oui | N° | Staphylococcus epidermidis |
Staphylococcus epidermidis |
||
| Genou | infection chronique | Oui | N° | Staphylococcus epidermidis |
Coagulase négative Staphylocoques |
Coagulase négative Staphylocoques |
|
| Hanche | infection chronique | Oui | N° | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | ||
| Genou | infection aiguë | Oui | N° | Staphylococcus epidermidis |
Staphylococcus epidermidis |
Coagulase négative Staphylocoques |
Coagulase négative Staphylocoques |
| Hanche | infection aiguë | Oui | N° | Staphylococcus epidermidis |
Coagulase négative Staphylocoques |
||
| Hanche | infection chronique | Oui | N° | Staphylococcus epidermidis |
Staphylococcus epidermidis |
||
| Hanche | infection aiguë | Oui | N° | Staphylococcus epidermidis |
Coagulase négative Staphylocoques |
||
| Genou | infection chronique | Oui | N° | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus | Staphylococcus aureus |
|
| Hanche | infection chronique | Oui | N° | Enterococcus faecialis |
Enterococcus faecialis |
Enterococcus spp. |
Enterococcus spp. |
| Genou | infection chronique | Oui | Oui | Enterocuccus faecalis |
Enterocuccus faecalis |
Enterococcus spp. |
Enterococcus spp. |
Tableau 1 : détails de patients et d’agents pathogènes détectés. Résultats tabulaires de détails patients, y compris la cause de la chirurgie de révision, les critères MSIS correspondant et les pathogènes détectés en microbiologie classique et analyse TAAN.
| Critères de | PCR soniquer | PCR aspirat | Mise en commun de PCR |
| Valeur P | 0,0036 | 0,0013 | 0,0001 |
| Sensibilité | 50,0 % | 55,6 % | 66,7 % |
| Spécificité | 100.0 % | 100.0 % | 100.0 % |
| Valeur prédictive positive | 100.0 % | 100.0 % | 100.0 % |
| Valeur prédictive négative | 59,1 % | 61,9 % | 68,4 % |
Tableau 2 : résultats des méthodes microbiologiques. Résultats tabulaires de l’évaluation de la PCR diagnostique de sonication liquide, aspiration commune et le PCR mis en commun. N = 31 spécimen pour aspirer et sonication, respectivement, n = 62 les données regroupées de la PCR.
Discussion
Infection à corps étranger est un problème émergent en orthopédie et chirurgie traumatologique avec traitement coûteux, longue hospitalisation et déficit fonctionnel des articulations touchées. Le diagnostic différentiel est difficile. Beaucoup de chercheurs et de cliniciens donnent attention à ce sujet, s’efforçant de trouver plus précis et infections associées aux méthodes fiables pour le diagnostic de corps étranger. A ce jour, nombreux outils diagnostiques soient évaluées et mises en œuvre dans les diagnostiques chemin32.
La procédure de sonication est une méthode précieuse, montrant une meilleure sensibilité que les cultures conventionnelles du tissu spécimens6. Dans notre étude, nous avons montré que les cultures de fluide sonication ont une sensibilité de 88,9 % avec une spécificité de 61,5 %. Les cultures conventionnelles d’échantillons de tissus et produits d’aspiration communes les deux avaient une sensibilité de 66,7 % avec une spécificité de 82,3 % et 84,6 %, respectivement. D’autres chercheurs montrent des résultats similaires pour ces méthodes microbiologiques conventionnelles6,33,34,35. Il est souvent critiqué que sonication procédure étant sujet à la contamination, il faut faire attention spéciale à la manipulation des échantillons.
La possibilité de détecter l’ADN d’un agent pathogène causal dans des échantillons de tissus ou de fluides est intrigante. NAT est une procédure rapide qui peut produire des résultats au bout de quelques heures, par rapport à des méthodes de culture microbiologique chronophage. Sans doute, NAT a une bonne sensibilité pour la détection des pathogènes, mais tenez le risque de détection des contaminants, ce manque de spécificité36. Le plus grand bénéfice de cette technique de la PCR dans le diagnostic des PJI a été documenté notamment chez les patients ayant reçu une antibiothérapie à proximité de la chirurgie ou pour une plus longue période7,8. Des études suggèrent que NAT du fluide de sonication peut accroître de sensibilité et spécificité37. Malheureusement, cette technique n’est pas couramment disponible dans les laboratoires, en raison de son flux de travail fastidieux.
En général, il y a certaines limites à la technique PCR : NAT détecte l’ADN avec aucune différenciation entre bactéries viables et non viables, rendant difficile l’interprétation des résultats. Large gamme PCR ne détectera l’acide ribonucléique ribosomique 16 s (ARNr 16 s), ne pas différencier les pathogènes37. Des systèmes plus spécifiques ne détectent pas systématiquement marqueurs codés gène de résistance aux antibiotiques. Une antibiothérapie ciblée peut donc être limitée sans autre évaluation de la sensibilité.
Le système appliqué dans la présente étude permet de surmonter certaines de ces limitations, différencier les bactéries spécifiques et d’identifier les marqueurs de résistance génétique codée. Dans l’ensemble, les tests NAT peuvent être considérées comme une complémentation rapide et utile pour confirmer PJI7,8,9,38.
Il est nécessaire de planifier à l’avance en aspiration commune et en chirurgie : contenants des échantillons doivent être stérile et prêt, et transport rapide échantillon doit être disponible. Chirurgiens devraient informer leurs microbiologistes procédures prévues et ce que d’attendre d’échantillons. Quand effectuer l’aspiration commune, des conditions rigoureusement stériles doit être assurée, pour prévenir l’infection iatrogène de l’articulation. Chez les patients adipeux, ponction commune peut s’avérer difficile et fluoroscopique peut s’avérer utile. Arthroplastie une intervention chirurgicale nécessite un très haut niveau d’expertise et ne doit être effectuée par un chirurgien qualifié. Explantés matériel ne doit pas être conservé dans la salle d’opération plus longtemps que nécessaire, mais être envoyé à la microbiologiste dès que possible. Le risque potentiel de contamination est très essentiel dans ce protocole. Non seulement tout en recueillant les échantillons, mais aussi lors de la manipulation des échantillons dans le laboratoire de microbiologie, toutes les personnes concernées (chirurgien orthopédiste, infirmières, techniciens, microbiologistes) doivent travailler rapidement et avec précision et avoir une formation adéquate dans les procédures.
Sonication et NAT sont des outils précieux pour le diagnostic des infections associées aux implants. Néanmoins, les résultats devraient toujours être remis en question avec soin. Il est recommandé de discuter des résultats dans une table ronde de chirurgiens orthopédistes, microbiologistes infectiologues et pathologistes de s’entendre sur la stratégie thérapeutique individualisée.
Pour implémenter cette technique dans le diagnostic chemin du PJI peut avoir plusieurs avantages. C’est un diagnostic rapid avec un résultat de quelques heures. En raison de l’analyse des marqueurs de résistance plusieurs gènes codés, une antibiothérapie ciblée peut intervenir à un stade très précoce dans l’évolution clinique. Comme un effet secondaire, les antibiotiques de large-gamme peuvent être enregistrées pour les indications où ils sont véritablement nécessaires. Autres types d’échantillons (par exemple les échantillons de tissus, tampons, hématome, etc.) peuvent également être étudiés selon notre protocole. La cartouche PCR étant un système fermé, sans dépannage est nécessaire ou possible sur le côté de l’utilisateur. Toute adaptation du protocole doit être implémentée par le fabricant. Changements dans les logiciels et matériels (cartouche) sont continuellement effectués par le fabricant pour améliorer le système, mais aucun détail n’est rendues publiques sur les modifications exactes dans les versions plus récentes.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs aimeraient remercier Curetis GmbH pour soutenir cette étude.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| sterile plastic container | Lock & Lock, Distributor ISI GmbH, Solingen, Germany | EAN 8803733184403 | Transport container for implants |
| Bactosonic 14.2 | Bactosonic, Bandelin, Berlin, Germany | 3290 | "Sonication machine" |
| 50ml Falcon tubes | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 352070 | Centrifugation |
| PEDS medium blood culture flasks | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 442194 | culture medium |
| Columbia agar with 5% sheep blood | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254071 | culture medium |
| Mac Conkey agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254078 | culture medium |
| chocolate agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254089 | culture medium |
| sabouraud agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254096 | culture medium |
| thioglycolate bouillon | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 221788 | culture medium |
| Schaedler agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254084 | culture medium |
| kanamycin/vancomycin agar | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 254077 | culture medium |
| Bactec FX blood culture system | Becton & Dickinson, Heidelberg, Germany | 441386/441385 | culture medium |
| Unyvero A50 Analyzer | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60001 | PCR machine |
| Unyvero L4 Lysator | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60002 | PCR machine |
| Unyvero C8 Cockpit | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 60003 | PCR machine |
| Unyvero M1 Masterix Tube | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10002 | consumables PCR |
| Unyvero i60 ITI Cartridge | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10040 | consumables PCR |
| Unyvero Sample Tube Cap | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10004 | consumables PCR |
| Unyvero Sample Tube | Curetis, Holzgerlingen, Germany | 10003 | consumables PCR |
| S-Monovette 2.7ml | Sarstedt AG, Nümbrecht, Germany | 05.1729.001 | Transport container (aspirate) |
| scalpel typ 11 | pfm medical, Cologne, Germany | 200130011 | scalpel for stab incision |
| PP Container 70mL 55x45mm | Sarstedt AG, Nümbrecht, Germany | 759,922,721 | Transport container (tissue specimen) |
| Vicryl Plus | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | VCP247H | surgical suture material |
| Prolene 0 | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | EH7920H | surgical suture material |
| Prolene 2/0 | Johnson&Johnson Medical GmbH, Ethicon Germany, Norderstedt, Germany | EH7697H | surgical suture material |
| Kodan Tinktur forte farblos | Schülke & Mayr GmbH, Norderstedt, Germany | 104005 | alcoholic skin disinfectant |
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