Summary
Цель настоящего Протокола заключается в демонстрации размещение задержки сжимает устройства (Удав ameroid) вокруг коронарные артерии в свином модели. Это устройство создает ишемические области сердца, что является полезным для изучения новых методов диагностики изображений и новые методы лечения.
Abstract
Сердечно-сосудистые заболевания остаются основной причиной смертности в Соединенных Штатах. Существует множество подходов к лечению этих заболеваний, но независимо от подхода, в естественных условиях модель необходима для тестирования каждого курса лечения. Свинья является одним из наиболее часто используемых крупных животных моделей для сердечно-сосудистых заболеваний. Его сердце весьма схожа анатомии и функции человека. Ameroid размещение техника создает ишемические области сердца, которая имеет множество полезных приложений в изучении инфаркт миокарда. Эта модель использовалась для хирургических исследований, фармацевтических исследований, методы визуализации и клеточной терапии.
Существует несколько способов заставить ишемического районе в самом сердце. Каждый имеет свои преимущества и недостатки, но размещение ameroid удав по-прежнему остается наиболее широко используемый метод. Основные преимущества использования ameroid являются его распространенности в существующих исследованиях, его доступность в различных размеров для размещения анатомии и размера судна, быть ограниченными, операция является относительно простой процедурой и послеоперационного наблюдения является минимальным, поскольку Есть нет внешних устройств для поддержания. Этот документ содержит подробный обзор правильной техники для размещения ameroid удав.
Introduction
Болезни коронарной артерии (CAD), что приводит к ишемии миокарда, является ведущей причиной инвалидности, смерти, и расходов на здравоохранение во всем мире4 и объясняется для примерно 1 из каждых 3 смертей в США1,2 , 3 , 4 , 5 , 6. Несмотря на многие достижения в чрескожной и хирургического лечения, как одна треть пациентов, страдающих от CAD непригодной для этих методов лечения из-за возраста, плохое состояние здоровья или неоптимальной анатомии4, 5 , 6 , 7. для того чтобы оценить новые методы диагностики изображений или лечения, развитие соответствующей модели животных имеет решающее значение.
При разработке животной модели для болезней, индуцированного расстройство тесно следует эмулировать анатомические и физиологические характеристики расстройства у людей8,9. Одним из наиболее широко используемых крупных животных для сердечно-сосудистых исследований является свинья. Сердца свиньи наиболее тесно аналогом человеческого сердца с точки зрения размера, анатомии и физиологии3,6. Подобно человеческого сердца, сердечной мышцы сердца свиньи не обладает обширной коллатеральное кровообращение6. Вследствие этого сердца свиньи не переносят острой коронарной окклюзии хорошо, но она может терпеть постепенно коронарной окклюзии. Если коронарной артерии медленно закрыта, она может использоваться как модель для хронической ишемии миокарда, хронические инфаркт миокарда и сердечной недостаточности5,6,9,10, 11 , 12 , 13. Имплантация стента или размещение гидравлических окклюдера, окклюдера фиксированной стеноз или удав ameroid может быть наведено хронической ишемии миокарда. Есть преимущества и недостатки для всех этих методов, которые изложены подробно в различных публикаций6,9,13 , но наиболее часто используемым методом является ameroid размещения5, 6,10,11.
Удав ameroid состоит из материала казеина, заключенная внутри из нержавеющей стали, пластика или титана кольцо. После того, как размещены вокруг артерии (обычно левой передней нисходящей коронарной артерии (LAD) или циркумфлекс левой коронарной артерии (LCX)), казеина материал поглощает окружающих жидкости, вызывая внутренний просвет сузить постепенно, подражая медленно стеноз артерии и в результате наконец в полной окклюзии9,,1314. Эта процедура используется сам по себе или в сочетании с другими методами результаты в регионе хронической ишемии миокарда и/или миокарда левого желудочка сердца, что было полезным для разработки и оценки новых методов обработки изображений8, 10,15, терапевтического лечения7,16,17,18 и хирургических процедур19,20.
Protocol
описанные здесь процедуры были одобрены Национальной сердца, легких и институт крови животных уход и использование Комитетом на национальных институтов здравоохранения и соответствовать политики, изложенных в политике службы общественного здравоохранения на Гуманной помощи и использования лабораторных животных, животных закона, и руководство для ухода за и использования лабораторных животных.
Примечание: Цель этой хирургической процедуры является производить животной модели хронической ишемии миокарда, который может использоваться для разработки процедур, которые клинически значимых для пациентов с тяжелой CAD. Это не может быть выполнена с использованием модели в vitro.
1. животных
- использовать мужской Йоркшир свиней весом между 12 и 15 кг.
2. процедуры pre-surgical
- для профилактического Антибиотик, используйте амоксициллина и клавуланата калия (15 мг/кг) устно дважды в день, начиная за 24 часа до хирургии.
Примечание: Этот устный антибиотик запускается перед хирургии чтобы убедиться, что свиньи будут глотать его и убедиться, что они не будут иметь аллергическая реакция на лекарства постоперационно. - Удержать пищу и воду из свинья 12 ч до операции.
- В день операции, анестезировать свиньи с бокалом коктейля кетамин (33 мг/кг), мидазоламом (0,5 - 0,75 мг/кг) и гликопирролат (0,01 мг/кг), учитывая внутримышечно (IM).
- Место 20 Г внутривенно (IV) катетер в Вену уха и интубировать животное с 7.0 эндотрахеальной трубки Fr.
Примечание: Отрегулируйте размер IV катетера и эндотрахеальной трубки в зависимости от размера свиньи. - Удаление волос (бритье) на левой стороне свиньи от плеча до пупка и брюшной midline к позвоночному столбу.
- Администрирование профилактическое применение антибиотиков (пиперациллин и тазобактам: 100 мг/кг IV) и боль лекарства (бупренорфин устойчивый выпуска: 0,2 мг/кг подкожно (SC) или Фентанил трансдермальных патч 25-50 мкг/ч).
Примечание: Антибиотик IV дается потому что животные постились за 12 ч до операции и в это время, не получают ранее упомянутых устный антибиотик. - Транспорт свиньи к операционной комнате и соедините эндотрахеальной трубки анестезия машины оснащен датчиком малогабаритный для мониторинга дыхательных газов. Механически проветривать свиньи, используя дыхательный объем 10 мл/кг в качестве отправной точки и не превышать давление в дыхательных путях 30 см H 2 O. набора частоты дыхания, между 10-20 вдохов в минуту (bpm) и корректировать по мере необходимости держать конца Приливные (CO 2 PetCO 2) уровнях между 28 и 35 мм Hg. поддержания анестезии с изофлюрановая (1-3%) или севофлюран (2-5%).
- Позиция справа свиньи вниз на операционном столе. Приложите все необходимые датчики для мониторинга температуры тела (BT), Электрокардиограмма (ЭКГ), пульс оксиметрии (SpO 2), и т.д.
- подготовить хирургической сайта через три чередующихся скрабы с 2% chlorohexidine и 70% спирта (применяются в круговыми движениями, начиная с центра и перемещение наружу).
- Драп хирургической сайта, используя асептической техники 21.
3. Хирургическая процедура
- разоблачить сердца через левая торакотомия.
- Сделать разрез параллельно 4 th и 5 й межреберное пространство около 8-9 см в длину, с помощью лезвия скальпеля № 10.
- Прорваться через широчайшая мышца спины и зубчатой брюшной мышцы с помощью пары изогнутые ножницы Metzenbaum и Adson Браун щипцами. Гемостаза при необходимости использовать электрокоагуляции.
- Введите плевральной полости через межреберные мышцы между 4 th и 5 го ребра с Metzenbaum Ножницы вырубные вдоль передней аспект 4 й ребра. Чтобы уменьшить вероятность случайного повреждения легких, выключите вентилятор на выдохе просто перед входом в плевральную полость. После того, как был нарушен плевральной полости, включите вентилятор.
- Использовать небольшой Finochietto втягивающего для распространения ребер, подвергая сердце.
- Debakey использования щипцов для восприятия и поднимите перикарда. Используйте ножницы Поттс, чтобы сделать небольшое отверстие в перикард, позволяя воздуху войти в перикард пространство. Продолжите Поттс ножницы разрез на стыке лад и LCX артерий.
- Использование Babcock щипцы отозвать левую придаток предсердий. Использование Debakey и небольшие угловые щипцы, вскрыть LCX артерии от окружающих тканей до или проксимальной тупые маргинальные ветви 1 ст.
- Место две петли судно под расчлененных LCX артерии, одному на каждом конце. Держите удав ameroid 3,0 мм размер с небольшой правый угол щипцами и поднять судно петли, чтобы мягко руководство LCX артерии путем открытия удав. Осторожно поверните удав, чтобы открытие вверх. Удаление судна петли. Рисунок 1.
Примечание: Адекватные рассечение артерии имеет важное значение для предотвращения излом. Выберите соответствующего размера удав для каждого животного. Соответствующего размера удав тесно обогнет судна без первоначально сжимает судна. Внутренние свиней весом от 12 до 15 кг требуют ameroid удавами размером 2,5-3,5 мм. Расположение ameroid Удав на судне зависит от желаемого размера области ишемической. - Повторно приблизительное перикарда и закрыть с полипропиленовых нитей 4-0.
- Восстановить отрицательным грудной давление, вставив 12 пт грудь трубки или эквивалент в плевральную полость с конца выхода из между слоями закрытия, как правило два межреберные пространства кзади торакотомия сайта.
Примечание: Наблюдать за ателектаз легких перед закрытием ребер. Если наблюдаются какие-либо признаки underinflation, повторное нагнетание воздуха в легких вручную до давления 30 мм Hg. - Закройте груди с помощью 1 полипропиленовые швы для межреберные слой, 0 полипропилен швы для зубчатой и Фасциальных слоев, 2-0 полипропилен швы для подкожного слоя и полипропилена швов 3-0 для subcuticular слоя. Сшивание или шовные кожу.
- Прикрепить петух остановки 3 путь к концу трубки груди и эвакуации воздуха в грудь с помощью шприца cc 40-60, до тех пор, пока отрицательный уплотнение достигается. Ролл животное на его грудины или противоположной стороне для облегчения удаления весь воздух. Как только грудь поддерживает отрицательное давление, удалить грудь трубки и шовные выхода сайта. Если животные размещены отдельно постоперационно, разрез можно перевязаны в течение нескольких дней.
4. Послеоперационные
- после закрытия, проникнуть разрез вдоль обеих сторон сайта торакотомия с 0,25% бупивакаин.
- Отучить животное от вентилятора и отключать анестезией. Удаления эндотрахеальной трубки, когда животное дышит самостоятельно и глотании.
- Мониторинг животного до тех пор, пока он полностью восстанавливается (бодрствовать и грудины). Там должно быть без отклонений или аритмии на ЭКГ, БТ должна быть 38,7-39.8 ° C, SpO 2 должно быть 95-100% и частота дыхания должно быть 32-58 bpm.
- Администрирование амиодарон (100 мг, устно дважды в день) и клопидогрель Бисульфат (75 мг, устно один раз в день) для предотвращения тромбоза и аритмий. Продолжить с амоксициллина и клавуланата калия (15 мг/кг) устно дважды в день для 10 дней после операции. Послеоперационная боль контролируется с бупренорфином SR (Устойчивый выпуска) 0,2 мг/кг. SQ каждые три дня. Бупренорфин SR может быть дополнена carprofen (4,4 мг/кг) один раз и затем PO (2,2 мг/кг) или IM BID.
- Хранить все постельное белье и нагула материал из животного ' s, жилом районе до тех пор, пока разрез полностью исцелен.
Representative Results
После анализа данных, полученных от ameroid размещения операций выполняются в нашем учреждении в течение двух лет, мы нашли выживаемость составляет 80%. Процедура была выполнена на 25 Йоркшир свиней весом от 12-15 кг. 25 свиней 20 дошли до процедуры последующих действий, 2 фибриллированная и умер вскоре после закрытия, 2 были умерщвлены для тяжелой сердечной недостаточности и отек легких, и 1 был обезболивающий смерти в течение последующих рентгенограмме. Вскрытие показало infarcted области левого желудочка в животных, которые погибли в течение 24 часов после процедуры. Он подозревается, но не может быть подтверждено, что артерии, изломами благодаря наличию ameroid с Люмене ameroid все еще открыт. Были рассмотрены ameroids, получены от животных, которые были умерщвлены из-за сердечной недостаточности. Было полное закрытие просвета на 18 дней.
Живых животных были образы, магнитно-резонансная томография (МРТ) в 28 дней пост ameroid размещения для оценки функции сердца и размер области ишемической. Рисунок 2 и на рисунке 3 показаны МРТ снимки, полученные из свиньи с ameroid титана заключенная и свиньи с пластиковой заключенная ameroid, соответственно. После съемки, второй торакотомия была исполнена для инъекции клеток или фиктивный процедуры. Животные были соблюдены покуда 16 недель пост ameroid размещения.
Рисунок 1: изображения свиньи сердца во время процедуры размещения ameroid. (A) изображение сердца свиньи, показывая парень, LCX и тупые маргинальных артерии (ом). (B) изображение расчлененных LCX артерии до размещения ameroid. (C) изображение правильного размещения ameroid вокруг LCX с открытием ameroid, стоящих перед вверх или от сердца. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2: МРТ изображение сердца свиньи с титана, заключенная ameroid. МРТ изображение принято четыре недели после размещения удав заключенная ameroid титана на LCX артерии сердца свиньи. Стрелка указывает на артефакт, созданные титана. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3: МРТ изображение сердца свиньи с пластиковым помещены ameroid. МРТ изображение принято четыре недели после размещения пластиковых заключенная ameroid Удав на LCX артерии сердца свиньи. Стрелка указывает на ameroid удав. Наблюдается не артефакт. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Discussion
Ameroid змей широко использовались для создания животных моделей хронической ишемии миокарда, хронические инфаркта миокарда и сердечной недостаточности5,6,7,9,10 , 11 , 12 , 13 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. Хотя эти модели могут быть созданы с помощью стентов, гидравлические occluders или фиксированной стенозом occluders, распространенность использования ameroid в научной литературе позволяет исследователям более точно сравнивать результаты их работы с ранее опубликованные исследования5,6,7,9,10,11,12,13, 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. еще одно преимущество использования ameroid удав, что процедура относительно проста и могут быть успешно выполнены кем-то с разумными хирургических навыков и требует без специальных инструментов. Вышеупомянутые методы требуют больше технических навыков и, в случае гидравлических окклюдера, требует интенсивной послеоперационной мониторинга благодаря externalized устройство6,13.
Основное ограничение использования удав ameroid является изменчивость темпов окклюзии9,13. В целом большинство исследований с использованием ameroid удав нашли скорость стенозом быть высокий в первые две недели и затем постепенно сокращаться до полной окклюзии происходит2423,. Ex vivo исследования непосредственно измерения скорости закрытия просвета ameroid подтвердили, что наибольшее сокращение диаметр просвета происходит в первые две недели и замедляет последующий25,26. Однако эти же исследования показали также, что окружающие концентрации глюкозы и белка может повлиять на скорость и полноту ameroid закрытия, тем самым предлагая, что условия в vivo скорее отвечают за изменчивость в ameroid окклюзии ставки25,26. Другие исследователи полагают, что механическая травма, воспаление, фиброза и образование тромбов, вызванные сама процедура размещения ameroid может способствовать этой изменчивости5,6,25 . Последний сценарий, скорее всего причиной преждевременной смерти и сердце неудач в этом исследовании. Она не может быть переоценить важность ведения деликатный, но достаточное, рассечение артерии с обеих сторон ameroid для предотвращения излом судна.
Правильное размещение удав ameroid важно развивать ишемические области сердца, достаточно большой, для лечения, но не настолько большое, что это приводит к смерти. Размещение ameroid Удав на LCX, прежде чем первый тупой маргинальные ветви, по-видимому, лучше всего работают в Йоркшир свиней. Как сообщалось в других местах, это привело к ишемической площадь около 25-30% левого желудочка6. Размещение ameroid любой ниже приведенных в ишемического области, которая была недостаточной для специфического лечения, который в настоящее время расследуются в этом исследовании.
Аритмии, происходящих во время хирургической процедуры редки. Управление устный амиодарон после операции до конца исследования, может предотвратить аритмий в течение 2-3 недели после операции, когда закрыв ameroid. Кроме того забота и медицинский персонал должны быть особенно бдительны в отмечая любой кашель в это время, которое может быть ранним признаком Легочный отек/сердечной недостаточности.
Годами были улучшены дизайн ameroid удав. Ameroids в настоящее время доступны в многочисленных размеров, позволяя хирурга для выбора ameroid, соответствующий диаметр судна будет закрыта. Внешнее кольцо ameroid доступен в нержавеющей стали, титана или пластика. Это особенно важно при оценке пострадавших сердца с помощью МРТ. Все металлические вызовет артефакт на изображениях МРТ. Титана ameroids вызывают меньше артефакта, чем из нержавеющей стали, а пластиковые оставляет ни один на всех. МРТ изображения показаны различия между титана ameroid и пластиковых ameroid показаны на рисунке 2 и на рисунке 3, соответственно. Артефакт в правой части сердца на рисунке 2 это вызвано титана кольцо, обшивка ameroid. До недавнего времени, сдерживания кольцо на пластиковые ameroid был слишком громоздким для место вокруг коронарных артерий без излом судна. Удав ameroid, используемые в данном исследовании (см. Таблицу материалов) является гораздо более рациональный вариант, который имеет же наружный диаметр как металла ameroids.
Disclosures
Авторы имеют никакого конфликта интересов раскрыть.
Acknowledgments
Очных финансирование было предоставлено для этого проекта Отдела интрамуральных исследований, национальной сердца, легких и крови института национальных институтов здравоохранения. Мы хотели бы признать д-р Джеймс Хокинс, д-р Роберт Хойт, NIH отдел ветеринарных ресурсов и сотрудников программы кардиоторакальной хирургии исследований на низ.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia: ketamine | Putney, INC | Dose: 25mg/kg, IM | |
| Anesthesia: midazolam | App Pharmaceuticals | Dose: 0.75mg/kg, IM | |
| Anesthesia: isoflurane | Baxter | Dose: 1-3%, INH | |
| Antibiotics: amoxicillin and clavulanate potassium | WG Critical Care | Dose: 15mg/kg, IV | |
| Antibiotics: piperacillin and tazobactam | Fresenius Kabl | Dose: 100mg/kg, PO | |
| Analgesia: buprenorphine (sustained release) | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Analgesia: fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Analgesia: bupivicaine 0.25% | Hospira | Give SC at incision site for analgesia | |
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | for scrubbing surgical site |
| Chlorhexidine scrub 2% | Vet One | 510083 | for scrubbing surgical site |
| Datex-Ohmeda Aestiva /5 anesthesia machine | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Pediatric anesthesia circuit | Westmed | 7-8901 | www.westmedinc.com |
| Water blanket | Cincinnati Sub Zero | Blanketrol 2 | |
| EKG | Medtronics- Physiocontrol | LifePak 20 | |
| Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Temperature probe | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Electrical cautery unit | Valley Labs | Force 2 | Cut-30 Coag-40 |
| Endotracheal tube | Hudson RCI | HUD510312 | Hudson brand - appropriate size for animal |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology, Inc | SC-360097 | Fluid and drug administration |
| Lactated Ringers Solution | Hospira | NDC 0409-7953-03 | |
| Macro IV drip set 15 drops/ml | Hospira | 12672-28 | |
| Surgical gowns | Kimberly Clark | 90142 | |
| Utility drapes | Kimberly Clark | 89731 | |
| Adult laparotomy drape | Medline | DYNJP3004 | |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Size 7 - use appropriate size for surgeon |
| Needle mat - sterile | Medline | NC30MBR | |
| Cautery pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Suction tip; Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Suction cannister | Cardinal Health (Allegiance) | 65651-220 | |
| Ameroid constrictors sizes 2.5mm -3.5mm | Research Instruments SW, Inc. | 760-764-9411 | Types: Stainless steel, titanium, or plastic |
| 3-way stopcock | Cardinal Health (Allegiance) | 455991 | For chest tube |
| Stomach tube - 18 Fr | Cardinal Health (Allegiance) | DC4418 | For chest tube |
| 60cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35060LL | For chest tube |
| 3cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35003LL | For post-op analgesia injection |
| Skin stapler - 35W | Ethicon Endo-Surgery | PMW 35 | skin closure |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Mini silicone vessel loops 1 Pak | Aspen Surgical | 011001PBX | for elevating circumflex artery to apply ameroid |
| 1 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8425H | close ribs |
| 2-0 (polypropylene) taper | Ethicon | SH #8523 | close muscle layers |
| 4-0 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8581H | close pericardium |
| 20 gauge needle | Cardinal Health (Allegiance) | 81-200219 | post-op analgesia injection |
| antimicrobial drape | 3M | 6640EZ | |
| Finochietto rib retractor - infant size | Codman | 50-8057 | |
| Potts-Smith scissors | Roboz | RS-6043 | |
| Babcock forceps | Roboz | RS-8022 | |
| Pean hemostatic forceps curved | Codman | 30-4565 | |
| scalpel handle #7 | Codman | 11-5534 | |
| Brown Adson forceps | Roboz | RS-5231 | |
| Debakey forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Mayo scissors | Roboz | RS-6870SC | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5011 | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5016 | |
| Mayo-Hegar needle holder | Codman | 36-2017 | |
| Ryder needle holder | Codman | 36-3012 | |
| Kelly hemostatic forceps | Roboz | RS-7130 | |
| Reynolds hemostatic forcep | Roboz | RS-7211 | |
| Weitlander retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Yorkshire domestic pigs |
References
- Mozaffarian, D., et al. Executive Summary: Heart Disease and Stroke Statistics--2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 447-454 (2016).
- Heron, M. Deaths: Leading causes for 2014. National Vital Statistics Reports. 65 (5), Public Health Service. Washington, DC. (2016).
- Tsang, H. G., Rashdan, N. A., Whitelaw, C. B. A., Corcoran, B. M., Summers, K. M., MacRae, V. E. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochem Funct. 34 (3), 113-132 (2016).
- Lassaletta, A. D., Chu, L. M., Sellke, F. W. Therapeutic neovascularization for coronary disease: current state and future prospects. Basic Res Cardiol. 106 (6), 897-909 (2011).
- Tuzun, E., et al. Correlation of Ischemic Area and Coronary Flow With Ameroid Size in a Porcine Model. J Surg Res. 164 (1), 38-42 (2010).
- Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational Physiology: Porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 689-701 (2003).
- Sabe, A. A., et al. Investigating the effects of resveratrol on chronically ischemic myocardium in a swine model of metabolic syndrome: a proteomics analysis. J Med Food. 18 (1), 60-66 (2015).
- Santos, A., et al. Cardiovascular imaging: what have we learned from animal models? Front Pharmacol. 6, 227 (2015).
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74 (1), 29-38 (2007).
- Tarkia, M., et al. Cardiac remodeling in a new pig model of chronic heart failure: Assessment of left ventricular functional, metabolic, and structural changes using PET, CT, and echocardiography. J Nucl Cardiol. 22 (4), 655-665 (2015).
- Caillaud, D., et al. Echocardiographic analysis with a two-dimensional strain of chronic myocardial ischemia induced with ameroid constrictor in the pig. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 10 (5), 689-693 (2010).
- Unger, E. F. Experimental evaluation of coronary collateral development. Cardiovasc Res. 49 (3), 497-506 (2001).
- Giordano, C., Kuraitis, D., Beanlands, R. S., Suuronen, E. J., Ruel, M. Cell-based vasculogenic studies in preclinical models of chronic myocardial ischaemia and hibernation. Expert Opin Biol Ther. 13 (3), 411-428 (2013).
- St Louis, J. D., et al. An Experimental Model of Chronic Myocardial Hibernation. Ann Thorac Surg. 69 (5), 1351-1357 (2000).
- Green, J. D., et al. Comparison of X-ray fluoroscopy and interventional magnetic resonance imaging for the assessment of coronary artery stenoses in swine. Magn Reson Med. 54 (5), 1094-1099 (2005).
- Qiu, Q., Lin, Y., Xiao, C., et al. Time-Course of the Effects of QSYQ in Promoting Heart Function in Ameroid Constrictor-Induced Myocardial Ischemia Pigs. Evid Based Complement Alternat Med. , (2014).
- Zhou, Y., et al. Direct Injection of Autologous Mesenchymal Stromal Cells Improves Myocardial Function. Biochem Biophys Res Commun. 390 (3), 902-907 (2009).
- Radke, P. W., et al. Evaluation of the porcine ameroid constrictor model of myocardial ischemia for therapeutic angiogenesis studies. Endothelium. 13 (1), 25-33 (2006).
- Estvold, S. K., et al. Does laser type impact myocardial function following transmyocardial laser revascularization? Lasers Surg Med. 42 (10), 746-751 (2010).
- Kumar, A. H., et al. Intravascular cell delivery device for therapeutic VEGF-induced angiogenesis in chronic vascular occlusion. Biomaterials. 35 (32), 9012-9022 (2014).
- JoVE Science Education Database. Essentials of Lab Animal Research: Considerations for Rodent Surgery. , JoVE, Cambridge, MA. Available from: https://www.jove.com/science-education/10285/considerations-for-rodent-surgery (2017).
- Cao, X., et al. Coronary artery vasospasms in a microminipig occurred after placing an ameroid constrictor. J Vet Med Sci. 78 (7), 1213-1216 (2016).
- Sereda, C. W., Adin, C. A. Methods of Gradual Vascular Occlusion and Their Applications in Treatment of Congenital Portosystemic Shunts in Dogs: A Review. Veterinary Surgery. 34, 83-91 (2005).
- Ikonen, T. S., et al. Ligation of ameroid-stenosed coronary artery leads to reproducible myocardial infarction--a pilot study in a porcine model. J Surg Res. 142 (1), 195-201 (2007).
- Adin, C. A., Gregory, C. R., Kyles, A. E., Griffey, S. M., Kendall, L. Effect of Petrolatum Coating on the Rate of Occlusion of Ameroid Constrictors in the Peritoneal Cavity. Veterinary Surgery. 33, 11-16 (2004).
- Griffin, M. A., Hunt, G. B., Epstein, S. E. Behavior of plastic and metal ameroid constrictors during in vitro incubation in physiologic solutions of varying glucose concentration. Res Vet Sci. 105, 165-170 (2016).
