Summary
O propósito do presente protocolo é demonstrar a colocação de um dispositivo constringentes retardada (um ameroid constrictor) em torno de uma artéria coronária em um modelo de suíno. Este dispositivo cria uma área isquêmica do coração que é útil para estudar novas técnicas de diagnósticos de imagens e de novos métodos de tratamento.
Abstract
Doença cardiovascular continua a ser a principal causa de mortalidade nos Estados Unidos. Existem várias abordagens para o tratamento destas doenças, mas independentemente da abordagem, um modelo in vivo é necessário testar cada tratamento. O porco é um dos mais utilizados modelos animais grandes para a doença cardiovascular. Seu coração é muito semelhante em anatomia e função, a de um humano. A técnica de colocação de ameroid cria uma área isquêmica do coração, que tem muitos aplicativos úteis no estudo de infarto do miocárdio. Este modelo tem sido usado para pesquisa cirúrgica, estudos farmacêuticos, técnicas de imagem e terapias celulares.
Existem várias maneiras de induzir uma área isquêmica no coração. Cada um tem suas vantagens e desvantagens, mas a colocação de um constrictor ameroid continua a ser a técnica mais amplamente utilizada. As principais vantagens de usar o ameroid são sua prevalência em estudos existentes, sua disponibilidade em vários tamanhos para acomodar a anatomia e tamanho do vaso a ser constrito, a cirurgia é um procedimento relativamente simples e o pós-operatório de monitoramento é mínima, uma vez que não há nenhum dispositivo externo para manter. Este documento fornece uma visão geral detalhada da técnica adequada para a colocação de ameroid constrictor.
Introduction
Doença arterial coronariana (DAC), que leva à isquemia miocárdica, é a principal causa de invalidez, morte e os custos de cuidados de saúde ao redor do mundo4 e atribuíveis para aproximadamente 1 em cada 3 mortes em os E.U.1,2 , 3 , 4 , 5 , 6. embora tenha havido muitos avanços em tratamentos percutâneas e cirúrgicos, até um terço dos pacientes que sofrem de CAD não são elegíveis para estes tratamentos devido à idade, saúde pobre ou anatomia suboptimal4, 5 , 6 , 7. a fim de avaliar novos métodos de diagnóstico por imagem ou tratamento, o desenvolvimento de um modelo animal adequado é fundamental.
Ao desenvolver um modelo animal para uma doença, o transtorno induzido perto deve emular as características anatômicas e fisiológicas da doença em seres humanos8,9. Um dos grandes animais mais amplamente utilizados para estudos cardiovasculares é o porco. O coração do porco é mais estreitamente análogo ao coração humano em termos de tamanho, anatomia e fisiologia de3,6. Semelhante ao coração humano, o miocárdio do coração do porco não possui uma extensa circulação colateral6. Por isso, o coração de porco não tolera bem oclusão coronária aguda, mas pode tolerar uma gradual oclusão coronária. Se uma artéria coronária é obstruída lentamente, ele pode ser usado como um modelo de isquemia miocárdica crônica, crônica do miocárdio e insuficiência cardíaca5,6,9,10, 11 , 12 , 13. isquemia miocárdica crônica pode ser induzida através de implante de stent ou a colocação de um Oclusor hidráulico, um Oclusor de estenose fixa ou um ameroid constrictor. Há vantagens e desvantagens para todos esses métodos que são descritas em detalhes em várias publicações6,9,13 , mas o método mais comumente utilizado é a colocação de ameroid5, 6,10,11.
O constritor ameroid consiste de material de caseína, envolvida em um aço inoxidável, plástico ou anel de titânio. Uma vez colocado em torno de uma artéria (geralmente esquerda artéria descendente anterior coronária (LAD) ou da artéria coronária esquerda circunflexa (LCX)), o material de caseína absorve o fluido circundante, causando o lúmen interno de reduzir gradualmente, imitando a estenose lenta de uma artéria e resultando finalmente na completa oclusão9,13,14. Este procedimento usado por si só ou em conjunto com outros métodos resulta em uma região de isquemia miocárdica crônica e/ou infarto do ventrículo esquerdo do coração que tem sido útil para o desenvolvimento e avaliação de imagens novas técnicas8, 10,15, tratamentos terapêuticos7,16,17,18 e procedimentos cirúrgicos19,20.
Protocol
os procedimentos descritos aqui foram aprovados pelo nacional do coração, pulmão e Instituto de sangue Animal conta e uso do Comité do National Institutes of Health e estão em conformidade com as políticas apresentadas na política de serviço de saúde pública na Crueldade e utilização de animais de laboratório, o ato do bem-estar Animal e o guia para o cuidado e utilização de animais de laboratório.
Nota: O objectivo deste procedimento cirúrgico é produzir um modelo animal de isquemia miocárdica crônica que pode ser usada para desenvolver tratamentos que são clinicamente relevantes para pacientes com DAC grave. Isso não pode ser realizado usando um modelo in vitro.
1. animais
- usar macho Yorkshire suína pesando entre 12 e 15 kg.
2. procedimentos de pre-surgical
- para um antibiótico profilático, usar amoxicilina e clavulanato de potássio (15 mg/kg) por via oral duas vezes por dia, começando 24 h antes da cirurgia.
Nota: Este antibiótico oral é iniciado antes da cirurgia para certificar-se de que o porco vai engoli-lo e também ter a certeza que eles não terão uma reação alérgica à medicação pós-operatório. - Reter comida e água do porco 12 h antes da cirurgia.
- No dia da cirurgia, anestesia o porco com um coquetel de cetamina (33 mg/kg), midazolam (0,5 - 0,75 mg/kg) e glicopirrolato (0,01 mg/kg) dado intramuscular (IM).
- Colocar o cateter 20G por via intravenosa (IV) em uma veia da orelha e entubar o animal com um tubo endotraqueal 7.0 de Fr.
Nota: Ajuste o tamanho do cateter IV e o tubo endotraqueal conforme apropriado para o tamanho do porco. - Remover o cabelo (barba), no lado esquerdo do porco do ombro para o umbigo e da linha média abdominal à coluna vertebral.
- Administrar os antibióticos profiláticos (piperacillin e tazobactama: 100 mg/kg IV) e analgésicos (buprenorfina sustentado lançamento: 0,2 mg/kg subcutâneo (SC) ou um transdermal fentanyl patch 25-50 µ g/h).
Nota: O antibiótico IV é dada porque os animais são jejum por 12h antes da cirurgia e não receber o antibiótico oral mencionado anteriormente durante este tempo. - o porco para a sala de operações de transporte e conecte o tubo endotraqueal para a máquina de anestesia equipada com um sensor sidestream para monitorar os gases das vias respiratórias. Mecanicamente ventilar o porco usando um volume corrente de 10 mL/kg como ponto de partida e não exceder uma pressão da via aérea de 30 cm H 2 Set O. a frequência respiratória entre 10-20 respirações por minuto (bpm) e ajustar conforme necessário para manter o end-tidal CO 2 ( Níveis de PetCO 2) entre 28 e 35 mm Hg. Maintain a anestesia com isoflurano (1-3%) ou sevoflurano (2-5%).
- Posição porco-lado direito para baixo na mesa de operação. Anexar todos os testes necessários para monitorar a temperatura do corpo (BT), eletrocardiograma (ECG), oximetria de pulso (SpO 2), etc.
- preparar o sítio cirúrgico através de três scrubs alternadas com 2% de chlorohexidine e 70% de álcool (aplicam-se em um movimento circular, começando pelo centro e movendo-se para o exterior).
- Drape local cirúrgico utilizando técnica asséptica 21.
3. Procedimento cirúrgico
- expor o coração através de uma toracotomia esquerda.
- Fazer uma incisão de pele paralelo 4 th e 5 th intercostal espaço cerca de 8-9 cm de comprimento, usando uma lâmina de bisturi n º 10.
- Cortar através do músculo grande dorsal e serratus ventralis músculos usando um par de tesoura de Metzenbaum curva e pinça Adson Brown. Usar o eletrocautério para manter a hemostasia conforme necessário.
- Entrar na cavidade pleural através dos músculos intercostais entre 4 th e 5 th costelas com o corte de tesoura de Metzenbaum ao longo da face anterior da costela 4 th. Para reduzir a chance de danificar acidentalmente o pulmão, desligue o ventilador na expiração antes de entrar na cavidade pleural. Uma vez que a cavidade pleural foi transgredida, volte a ligar o ventilador.
- Usar um afastador de Finochietto pequeno para espalhar as costelas, expondo o coração.
- Uso Debakey pinças para agarrar e levantar o pericárdio. Use a tesoura de Potts para faça um pequeno furo no pericárdio, permitindo que o ar entre no espaço pericárdico. Continuar a incisão com a tesoura de Potts ao longo da junção das artérias LAD e LCX.
- Pinça Babcock uso para retrair o apêndice atrial esquerdo. Usando Debakey e pequeno ângulo direito fórceps, dissecar a artéria LCX no tecido circundante antes ou proximal ao ramo marginal obtuso 1 st.
- Coloque dois loops de navio sob a artéria LCX dissecada, um em cada extremidade. Segure um constrictor de ameroid de 3,0 mm de tamanho com a pinça de pequeno ângulo direito e levante os loops de navio para orientar delicadamente a artéria LCX através da abertura de constrictor. Assim que a abertura está virada para cima, Rode suavemente a constrictor. Remova os loops de navio. Veja a Figura 1.
Nota: Adequada dissecação da artéria é essencial para evitar a formação de dobras. Selecione o constrictor tamanho adequado para cada animal. O constritor tamanho apropriado estreitamente cobrirá o navio sem constrição inicialmente o navio. Pesando entre 12 e 15 kg de suínos domésticos exigem constritores ameroid 2.5-3.5 mm de tamanho. A localização de constrictor ameroid a bordo do navio depende do tamanho desejado da área isquêmica. - Re-aproximar o pericárdio e fechar com sutura de polipropileno 4-0.
- Restabelecer a pressão negativa torácica através da inserção de um dreno de tórax 12 Fr ou equivalente no espaço pleural com o final saindo entre as camadas de fechamento, geralmente dois espaços intercostais posteriores ao site toracotomia.
Nota: Observe o pulmão para atelectasia antes de fechar as costelas. Se forem observados sinais de underinflation, re-inflar os pulmões manualmente até uma pressão de 30 mm Hg. - Fechar o peito usando 1 sutura de polipropileno para a camada intercostal, 0 polipropileno suturas para o serrátil e camada fascial, suturas de polipropileno 2-0 para a camada subcutânea e sutura de polipropileno 3-0 para a camada subcuticular. Grampo ou sutura da pele.
- Anexar uma torneira de três vias para a extremidade do tubo no peito e evacuar o ar no peito com uma seringa de 40-60 cc até um selo negativo é alcançado. Role o animal para o seu lado esterno ou oposto para facilitar a remoção de todo o ar. Uma vez que o peito mantém pressão negativa, remova o tubo torácico e suture o local de saída. Se os animais são alojados individualmente no período pós-operatório, a incisão pode ser enfaixada por vários dias.
4. Pós-operatório
- após encerramento, infiltrar a incisão ao longo de ambos os lados do site toracotomia com bupivacaína 0,25%.
- Desmamar o animal desligar o aparelho e desligue a anestesia. Remover o tubo endotraqueal, uma vez que o animal está respirando por conta própria e deglutição.
- Monitorar o animal até que ele está totalmente recuperado (acordado e esterno). Não deve haver nenhuma anormalidade ou arritmias no ECG, o BT devem ser 38,7-39,8 ° C, a SpO 2 deve ser 95-100% e a taxa respiratória deve ser 32-58 bpm.
- Administrar amiodarona (100 mg, por via oral, duas vezes por dia) e o bissulfato de clopidogrel (75 mg, por via oral uma vez por dia) para evitar a trombose e arritmias. Continuar com amoxicilina e clavulanato de potássio (15 mg/kg) por via oral, duas vezes por dia para pós-operação de 10 dias. Dor pós-operatória é controlada com buprenorfina SR (liberação sustentada) 0,2 mg/kg. SQ em três dias. A buprenorfina SR pode ser completada com carprofeno (4,4 mg/kg) uma vez e então (2,2 mg/kg) PO ou IM oferta.
- Mantenha os materiais de cama e forrageamento fora o animal ' s área de habitação, até que a incisão é totalmente curada.
Representative Results
Depois de analisar os dados obtidos em cirurgias de colocação de ameroid realizadas nas nossas instalações durante um período de dois anos, encontramos a taxa de sobrevivência de 80%. O procedimento foi realizado em 25 porcos de Yorkshire, pesando entre 12-15 kg. Dos 25 suínos, 20 sobreviveu ao processo de acompanhamento, 2 laminadas e morreu logo após encerramento, 2 foram sacrificados para grave insuficiência cardíaca e edema pulmonar, e 1 tinha uma morte anestésica durante uma radiografia de acompanhamento. Necropsia revelou uma área infartada do ventrículo esquerdo nos animais que morreram dentro de 24 horas do procedimento. Ele é suspeito, mas não pode ser confirmado que a artéria dobrada devido à presença do ameroid desde o lúmen do ameroid ainda estava aberta. Foram examinados os ameroids obtidos de animais que foram sacrificados devido a insuficiência cardíaca. Houve fechamento total do lúmen em 18 dias.
Os animais sobreviventes foram fotografados por ressonância magnética (MRI) na colocação de post-ameroid de 28 dias para medir a função cardíaca e o tamanho da área isquêmica. Figura 2 e Figura 3 mostram as imagens de MRI obtidas de um porco com uma ameroid de titânio envolvido e um porco com um plástico encaixado ameroid, respectivamente. Depois da imagem latente, uma segunda toracotomia foi realizada para injeção de célula ou um procedimento de Souza. Animais foram seguidos para fora, enquanto a colocação de post-ameroid de 16 semanas.
Figura 1: imagens do porco do coração durante o procedimento de colocação de ameroid. (A) imagem do coração de porco, mostrando o rapaz, LCX e obtusa artéria marginal (OM). (B) imagem da artéria LCX dissecada antes da colocação do ameroid. (C) imagem da colocação adequada do ameroid em torno da LCX com a abertura do ameroid virado para cima ou longe do coração. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: imagens de ressonância magnética de coração de porco com um titânio envolto ameroid. Imagens de ressonância magnética de um coração de porco levada quatro semanas após a colocação de um constrictor encaixado ameroid de titânio na artéria LCX. A seta aponta para o artefato criado pelo titânio. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: imagens de ressonância magnética de um coração de porco com um plástico envolto ameroid. Imagens de ressonância magnética de um coração de porco levada quatro semanas após a colocação de um plástico ameroid encaixado constrictor na artéria LCX. A seta aponta para o ameroid constrictor. Nenhum artefato é observado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussion
Ameroid constritores têm sido amplamente utilizados para criar modelos animais de isquemia miocárdica crônica, crônica do miocárdio e insuficiência cardíaca5,6,7,9,10 , 11 , 12 , 13 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. embora estes modelos podem ser criados com o uso de stents, occluders hidráulicos ou estenose fixa occluders, a prevalência do uso de ameroid na literatura científica permite que os pesquisadores comparar com mais precisão os resultados de seu trabalho com Anteriormente publicado estudos5,6,7,9,10,11,12,13, 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 22. outra vantagem de usar o constritor ameroid é que o procedimento é relativamente simples e pode ser realizado com sucesso por qualquer pessoa com razoáveis habilidades cirúrgicas e requer sem instrumentos especializados. Os outros métodos acima mencionados exigem maior habilidade técnica e, no caso do Oclusor hidráulico, requer intenso monitoramento pós-operatório devido o dispositivo exteriorizados6,13.
A principal limitação do uso do constritor ameroid é a variabilidade da taxa de oclusão9,13. Em geral, a maioria dos estudos utilizando o constritor ameroid tem encontrado a taxa da estenose ser mais elevado nas primeiras duas semanas e então gradualmente do atarraxamento fora até que ocorra a oclusão completa23,24. Ex vivo estudos diretamente medindo a taxa de fechamento do lúmen ameroid confirmaram que a maior redução no diâmetro do lúmen ocorre nas primeiras duas semanas e depois diminui25,26. No entanto, estes mesmos estudos também mostraram que cercam as concentrações de glicose e proteína pode afetar a taxa e a integridade do encerramento ameroid, sugerindo assim, que na vivo condições são provavelmente responsáveis para a variabilidade em ameroid oclusão taxas de25,26. Outros pesquisadores têm sugerido que o trauma mecânico, inflamação, fibrose e formação de trombos, causada pelo procedimento de colocação de ameroid em si podem contribuir para esta variabilidade5,6,25 . O último cenário é provavelmente a razão para as mortes prematuras e coração falhas observadas neste estudo. Não pode ser estressado o suficiente a importância de fazer delicado e, no entanto, adequado, dissecação do artéria em ambos os lados da ameroid para evitar a formação de dobras do navio.
Colocação adequada de constrictor ameroid é fundamental para desenvolver uma área isquêmica do coração que é grande o suficiente para tratar, mas não tão grande, que resulta em morte. Colocação do constrictor ameroid na LCX antes o primeiro ramo marginal obtuso parece funcionar melhor em porcos de Yorkshire. Conforme relatado em outro lugar, isto resultou em uma área isquêmica de cerca de 25-30% do ventrículo esquerdo6. Colocando o ameroid qualquer menor resultou em uma área isquêmica que era inadequada para o tratamento específico que estava sendo investigado neste estudo.
Arritmias que ocorrem durante o procedimento cirúrgico são raras. Administração oral de amiodarona pós operação até o final do estudo, pode impedir arritmias durante a operação após 2 a 3 semanas, quando o ameroid está se fechando. Além disso, equipe médica e remuneradas deve ser especialmente vigilante em notar qualquer tosse durante este tempo, o que poderia ser um sinal precoce de edema pulmonar/paragem cardíaca.
Ao longo dos anos, o projeto de ameroid constrictor tem sido melhorado. Ameroids estão disponíveis em vários tamanhos permitindo que o cirurgião selecionar um ameroid que coincide com o diâmetro do vaso a ser obstruída. O anel exterior do ameroid está disponível em aço inoxidável, titânio ou plástico. Isto é especialmente importante ao avaliar os corações afetados usando MRI. Todo o metal causará um artefato nas imagens MRI. Ameroids de titânio causar menos de um artefato que o aço inoxidável, enquanto o plástico deixa nada em tudo. Imagens de MRI, mostrando a diferença entre um ameroid de titânio e um ameroid de plástico são mostradas na Figura 2 e Figura 3, respectivamente. O artefato no lado direito do coração na Figura 2 é causado pelo anel de titânio encerra o ameroid. Até recentemente, o anel de contenção na ameroid plástico era muito volumoso para colocar em torno de uma artéria coronária sem acotovelamento do navio. O constritor ameroid utilizado neste estudo (ver Tabela de materiais) é uma versão muito mais simplificada, que tem o mesmo diâmetro exterior como o metal ameroids.
Disclosures
Os autores não têm nenhum conflito de interesses para divulgar.
Acknowledgments
Intramural financiamento foi fornecido para este projeto, pela divisão de pesquisa Intramural, nacional do coração, pulmão e sangue Institute, no National Institutes of Health. Nós gostaríamos de reconhecer o Dr. James Hawkins, Dr. Robert Hoyt, o NIH divisão de veterinária recursos e o pessoal do programa de pesquisa de cirurgia cardiotorácica no NIH.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia: ketamine | Putney, INC | Dose: 25mg/kg, IM | |
| Anesthesia: midazolam | App Pharmaceuticals | Dose: 0.75mg/kg, IM | |
| Anesthesia: isoflurane | Baxter | Dose: 1-3%, INH | |
| Antibiotics: amoxicillin and clavulanate potassium | WG Critical Care | Dose: 15mg/kg, IV | |
| Antibiotics: piperacillin and tazobactam | Fresenius Kabl | Dose: 100mg/kg, PO | |
| Analgesia: buprenorphine (sustained release) | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Analgesia: fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Analgesia: bupivicaine 0.25% | Hospira | Give SC at incision site for analgesia | |
| Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | for scrubbing surgical site |
| Chlorhexidine scrub 2% | Vet One | 510083 | for scrubbing surgical site |
| Datex-Ohmeda Aestiva /5 anesthesia machine | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Pediatric anesthesia circuit | Westmed | 7-8901 | www.westmedinc.com |
| Water blanket | Cincinnati Sub Zero | Blanketrol 2 | |
| EKG | Medtronics- Physiocontrol | LifePak 20 | |
| Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Temperature probe | GE Healthcare Madison WI. | ||
| Electrical cautery unit | Valley Labs | Force 2 | Cut-30 Coag-40 |
| Endotracheal tube | Hudson RCI | HUD510312 | Hudson brand - appropriate size for animal |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology, Inc | SC-360097 | Fluid and drug administration |
| Lactated Ringers Solution | Hospira | NDC 0409-7953-03 | |
| Macro IV drip set 15 drops/ml | Hospira | 12672-28 | |
| Surgical gowns | Kimberly Clark | 90142 | |
| Utility drapes | Kimberly Clark | 89731 | |
| Adult laparotomy drape | Medline | DYNJP3004 | |
| Sterile surgical gloves | Cardinal Health (Allegiance) | 22537-570 | Size 7 - use appropriate size for surgeon |
| Needle mat - sterile | Medline | NC30MBR | |
| Cautery pencil | Medline | ESPB 2000 | |
| Suction tubing | Medline | DYND50251 | |
| Suction tip; Yankauer | Medline | DYND50130 | |
| Suction cannister | Cardinal Health (Allegiance) | 65651-220 | |
| Ameroid constrictors sizes 2.5mm -3.5mm | Research Instruments SW, Inc. | 760-764-9411 | Types: Stainless steel, titanium, or plastic |
| 3-way stopcock | Cardinal Health (Allegiance) | 455991 | For chest tube |
| Stomach tube - 18 Fr | Cardinal Health (Allegiance) | DC4418 | For chest tube |
| 60cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35060LL | For chest tube |
| 3cc syringe | Cardinal Health (Allegiance) | SY35003LL | For post-op analgesia injection |
| Skin stapler - 35W | Ethicon Endo-Surgery | PMW 35 | skin closure |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | |
| Mini silicone vessel loops 1 Pak | Aspen Surgical | 011001PBX | for elevating circumflex artery to apply ameroid |
| 1 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8425H | close ribs |
| 2-0 (polypropylene) taper | Ethicon | SH #8523 | close muscle layers |
| 4-0 (polypropylene) taper | Ethicon | BB #8581H | close pericardium |
| 20 gauge needle | Cardinal Health (Allegiance) | 81-200219 | post-op analgesia injection |
| antimicrobial drape | 3M | 6640EZ | |
| Finochietto rib retractor - infant size | Codman | 50-8057 | |
| Potts-Smith scissors | Roboz | RS-6043 | |
| Babcock forceps | Roboz | RS-8022 | |
| Pean hemostatic forceps curved | Codman | 30-4565 | |
| scalpel handle #7 | Codman | 11-5534 | |
| Brown Adson forceps | Roboz | RS-5231 | |
| Debakey forceps | Roboz | RS-7562 | |
| Mayo scissors | Roboz | RS-6870SC | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5011 | |
| Metzenbaum dissecting scissors | Codman | 36-5016 | |
| Mayo-Hegar needle holder | Codman | 36-2017 | |
| Ryder needle holder | Codman | 36-3012 | |
| Kelly hemostatic forceps | Roboz | RS-7130 | |
| Reynolds hemostatic forcep | Roboz | RS-7211 | |
| Weitlander retractor | Roboz | RS-8612 | |
| Yorkshire domestic pigs |
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