Summary
Este artigo mostra o método de colocação cirúrgica nos ratos de um cateter intraperitoneal, ligado a uma porta de acesso que está posicionada na parte traseira do animal. Além disso, ele explica o procedimento para uma Nefrectomia 5/6 assemelhar-se o estado urêmica de pacientes com DP.
Abstract
Diálise peritoneal (DP) é uma terapia de substituição renal consistente na administração e posterior recuperação de fluido na cavidade peritoneal para drenar a água e toxic metabólitos que funcionalmente insuficientes rins não são capazes de hiper-osmóticos Elimine. Infelizmente, este procedimento se deteriora o peritônio. Dano tecidual desencadeia o aparecimento de inflamação para curar o ferimento. Se persiste a lesão e inflamação se torna crônica, pode levar a fibrose, que é uma ocorrência comum em muitas doenças. Em PD, inflamação crônica e fibrose, juntamente com outros processos específicos relacionados a esses, provocar deterioração de capacidade de ultrafiltração, que significa o fracasso e a subsequente cessação da técnica. Trabalhar com amostras humanas fornece informações sobre esta deterioração, mas apresenta limitações éticas e técnicas para obter biópsias. Modelos animais são essenciais para estudar esta deterioração, desde que eles superam estas deficiências.
Um modelo de infusão crônica do mouse foi desenvolvido em 2008, que beneficia da vasta gama de ratos geneticamente modificados, abrindo a possibilidade de estudar os mecanismos envolvidos. Este modelo emprega um dispositivo personalizado projetado para ratos, consistindo de um cateter conectado a uma porta de acesso que é colocada por via subcutânea na parte de trás do animal. Este procedimento evita contínua punção do peritônio durante experiências a longo prazo, reduzindo a infecção e inflamação devido às injeções. Graças a este modelo, peritoneal danos induzidos pela exposição crônica do fluido de PD tem sido caracterizado e modulado. Esta técnica permite a infusão de grandes volumes de fluidos e pode ser usada para o estudo de outras doenças em que a inoculação de drogas ou outras substâncias durante longos períodos de tempo é necessária.
Este artigo mostra o método de colocação cirúrgica do cateter em camundongos. Além disso, ele explica o procedimento para uma Nefrectomia 5/6 imitar o estado de insuficiência renal presente em pacientes com DP.
Introduction
Função renal e Doença Renal
Os rins são órgãos essenciais envolvidos na homeostase, filtração do sangue e a produção de hormônios. Existem várias condições que levam à insuficiência renal e o aparecimento subsequente de uremia, que tem sido definida como o grupo de sintomas sistêmicos devido ao acúmulo de resíduos no sangue retido devido de distúrbios de função renal1. Além disso, desde que a capacidade homeostática também é afetada quando há uma insuficiência renal, hipertensão, devido à sobrecarga de volume pode ocorrer, que também é perigoso, pois pode levar à insuficiência cardíaca1. Quando a capacidade funcional dos rins é menos de 10% - 15%, o paciente deve se submeter a uma das seguintes opções terapêuticas: hemodiálise, diálise peritoneal (PD) ou o transplante renal.
PD é uma interessante opção que permite que os pacientes a continuar o tratamento no conforto de sua casa ou praticamente em qualquer lugar, evitando assim a necessidade de hospital frequente visitas e fica. A técnica de PD elimina pequenas moléculas tóxicas e o excesso de água gerado pelo corpo2 através da instilação de um líquido osmótico (líquido de diálise peritoneal, PDF) na cavidade peritoneal. Este instilação gera o gradiente osmótico necessário para a troca de solutos e água entre o capilar peritoneal e PDF, um processo conhecido como ultrafiltração (UF).
Peritoneal lesão induzida pela diálise Peritoneal
A cavidade peritoneal é coberta por uma membrana (PM), composta de uma monocamada de células mesoteliais, descansando em uma matriz, que também abriga poucos vasos sanguíneos, fibroblastos, macrófagos e outras populações de células. Infelizmente, a membrana peritoneal sempre sofre algumas alterações durante o tratamento de PD, como apoptose e a perda de células mesoteliais, transição mesenquimal de mesoteliais (MMT) e células endoteliais (final-MT), recrutamento de células inflamatórias e Fi, alterações vasculares, angiogênese, lymphangiogenesis e/ou fibrose3,4,5,6,7,8,9. Essas alterações são responsáveis pelo desenvolvimento de uma UF capacidade falha10, que impede a continuação da terapia, que exigem que o paciente deve receber um tratamento alternativo para sobreviver (hemodiálise ou transplante renal) . Portanto, para estes pacientes, é essencial para retardar ou controlar o desenvolvimento dessas alterações peritoneal.
Foi especulado que uremia sozinho pode causar inflamação11, mas o mais importante fator local é bioincompatibility PDF. A maioria dos PDFs usam glicose como o agente osmótico, que provoca inflamação. Devido a tempos de armazenamento PDF e esterilização, glicose sofre um processo de degradação, e aparecem novos produtos a partir desta reação, gerando mais inflamação, MMT e apoptose12,13. Além disso, há também a possibilidade de danos mecânicos devido o método de instilação. Todos estes fatores, atuando de forma contínua, podem gerar um estado inflamatório persistente e recorrente, levando a uma inflamação crônica, que leva à deterioração de membrana e, conclusivamente, falha UF. Como este dano pode ser reduzido ou evitado ainda é uma questão de estudo.
Analisando o desenvolvimento de lesões: de amostras humanas de modelos animais
Trabalhar com biópsias humanas é um fator limitante, devido à dificuldade na obtenção de amostras de tecido. Estas amostras só podem ser obtidas de cirurgias realizadas devido ao mau funcionamento do cateter ou transplante, geralmente após anos de tratamento de PD. Essa abordagem é útil para a análise das alterações patológicas sofrida por uma membrana peritoneal exposta para PDF, mas não é suficiente para estudar o desenvolvimento do processo. Outra possibilidade é analisar células drenadas do efluente de diálise, mas isso ainda não constituiu um cenário completo. Mesclar as duas técnicas só é possível com modelos animais. A estrutura peritoneal é semelhante entre os mamíferos, e, portanto, existem modelos com diferentes espécies de animais. Existem alguns estudos baseados em ovelhas (Rodela et al 14 e Barrell et al 15) e modelos de17 coelho16,; no entanto, animais menores são preferíveis, como eles são mais fáceis de casa e mantêm e também são mais econômicos. O uso de ratos18,19,20,21,22,23,24 oferece um menor tempo de tratamento necessário para observar alterações morfo-funcionais. Ele tem representado um modelo muito útil para explorar diferentes questões tais como o efeito de drogas antifibróticos, como por exemplo BMP-7 (osso morphogenic proteína-7)25 e RAS (sistema renina-angiotensina) segmentação26,27 , 28.
No entanto, o modelo murino emergiu como um modelo ideal, com muitas vantagens sobre os outros. A vantagem mais interessante é a possibilidade de utilizar geneticamente modificado ratos para estudar a base molecular e celular de dano peritoneal. Na verdade, os ratos frequentemente são empregados para a análise de inúmeras doenças, como existem muitas variedades diferentes com várias origens genéticas conhecidas. Outras vantagens incluem o reduzido espaço necessário para habitação, reduzido custo de experimentos (devido ao tamanho menor dos animais), facilidade de manuseio, a disponibilidade de reagentes e a quantidade crescente de informações disponíveis sobre as diferentes cepas de ratos desde que eles foram os animais mais comumente usados na pesquisa.
Um modelo baseado em ratos, empregando um dispositivo implantado tem sido o modelo mais recentemente estabelecido para PD29,30e foi mostrado para imitar peritoneal deterioração sofrida pelos pacientes com DP devido à exposição a PDFs. Este modelo tem colaborado para compreender que os processos patológicos implicado31,32,33. Além disso, ela tem sido usada para validar vários tratamentos possíveis para atenuar esta deterioração usando imunes moduladores e anti-inflamatórios e outros anti fibróticas e agentes antiangiogênico, tais como inibidores de COX-2 (ciclooxigenase-2) 34, de agonistas PPAR-γ (Peroxissoma proliferator-activated receptor-γ)35, tamoxifeno36, Paricalcitol (um ativador do receptor do vitamina D que modula a reação imune)37, rapamicina38 e Nebivolol 39.
Desenvolvendo o modelo de Mouse com um cateter implantado
O objetivo deste modelo é assemelhar-se, tanto quanto possível, a técnica utilizada em pacientes com DP humanos, permitindo realizar tratamentos estendidos de PD em pequenos animais. Até agora, três técnicas para instilação do fluido de diálise no peritônio foram testadas em camundongos. O primeiro deles, cego punctura da frente parede abdominal, é controverso devido os múltiplos riscos que isso pode incorrer, tais como danos peritoneal, sangramento e, como é a punção às cegas realizada, visceral. A segunda técnica é o so-called "permanente sistema aberto", em que o dispositivo de injeção de fluido é colocado fora do corpo. Este procedimento é mais semelhante ao realizado em seres humanos. No entanto, ele não permite o desenvolvimento de experimentos a longo prazo, como pode aumentar as chances de infecção e geralmente requer o uso de anestesia para instilar PDF, que pode interferir com os resultados. A terceira técnica é o "sistema fechado". Com esta abordagem, todo o dispositivo usado para instilação fluida está localizado dentro do corpo do animal. Fluido é injetado com uma agulha através de uma porta de acesso, que é colocada por via subcutânea. Este procedimento reduz o risco de infecção peritoneal e sangramento, bem como a necessidade de anestesia.
Para estudar o efeito da ureia em PD, um modelo murino recente também foi estabelecida40 baseado no modelo PDF infusão com cateter. Este modelo traz uma nova técnica para realizar uma Nefrectomia em ratos, reduzindo assim a função renal. No presente artigo, foi desenvolvida uma modificação do protocolo empregado por Ferrantelli et al , em 2015,40 . Este novo protocolo permite a implantação do cateter durante a nefrectomia, reduz o comprimento da ferida infligida durante a cirurgia e facilita o acesso para os rins.
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Protocol
Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê de uso do centro de Biologia Molecular Severo Ochoa (Madrid, Espanha) e institucionais Cuidado Animal.
Nota: C57BL/6J ratos fêmeas com idade entre 12 a 14 semanas e pesando cerca de 20 g no início do estudo foram utilizados. Todos os animais estavam alojados em condições padrão e receberam alimentos e água ad libitum. Condições de saúde foram verificadas diariamente. O material necessário, tais como luvas, cortina, cateter, sutura e agulhas, deve ser estéril.
1. colocação do cateter
Nota: Se os rins não são removidos, eles permanecem completamente funcionais, para que ele não considera o efeito de uremia, permitindo o estudo de exposição PDF isoladamente. A cirurgia consiste na introdução só o extremo distal do cateter na cavidade peritoneal e colocar a porta de acesso na parte traseira do animal, proporcionando acesso a ele. O procedimento para colocar o cateter é como segue:
- Coloque o mouse em uma câmara de indução e fornecer anestesia usando 4% de isoflurano e oxigênio com uma vazão de 0,4 L/min até a perda do reflexo de endireitamento.
- Manter o animal com 2% de isoflurano em 100% de oxigênio com fluxo de 0,3 L/min por meio de um cone de nariz tubo conectado ao aparelho de anestesia. Confirme anesthetization adequada avaliando o tônus muscular e resposta à estimulação.
- Verificar a frequência e a profundidade da respiração durante todo o processo. Use vet pomada nos olhos para evitar ressecamento enquanto sob anestesia. É preferível se os procedimentos são feitos em um fluxo de caixa para garantir a manutenção de condições estéreis durante cirurgias.
- Raspe o flanco direito e na parte traseira dos animais a fim de realizar a cirurgia e depois injetar o líquido na porta de acesso em uma área limpa. Coloque o animal em posição lateral, descansando em seu flanco esquerdo na mesa cirúrgica, com um sistema térmico para garantir que a temperatura não vai cair.
- Desinfete a área com solução de gluconato de clorexidina 1%. Faça um corte pequeno (0,5 cm) com uma tesoura sem corte na pele sobre o flanco direito do corpo e separá-lo cuidadosamente com a ajuda da tesoura da camada muscular adjacente, para que toda a área da parte traseira do animal é bem separada para depois ser capaz de apresentar a porta de acesso com facilidade. Por favor consulte a Figura 1 para ver os materiais necessários para seguir o procedimento.
- Faça uma pequena incisão de cerca de 1 mm de diâmetro através da camada muscular e insira a ponta do cateter e o primeiro anel de plástico. Os danos peritoneal são mínimo.
- Sutura da parede peritoneal firmemente em torno do cateter, com uma sutura não absorvível 5.0 ou 6.0. Um anel de plástico então está localizado dentro da cavidade peritoneal e outro entre o músculo e a pele. O cateter é fixo, assim, para impedir que o fluido vazando no espaço subcutâneo.
- Insira a porta de acesso no espaço subcutâneo no sentido da cauda do rato, sem fixando-o para uma posição de correção para a pele, como ele podia coçar e os animais podem arranhar e mordeu a sua pele.
- Feche a ferida da pele com uma sutura não absorvível 5.0 ou 6.0. Remover a anestesia por inalação e permitir que o animal de recuperar a consciência. Não deixe o mouse sem vigilância até que recuperou a consciência suficiente para manter a prostração esternal. Quando totalmente recuperado, o rato pode ser retornado para a companhia de outros animais.
Nota: Os experimentos podem começar depois de 4 a 7 dias de recuperação pós-operatória. - Proporcionar uma anestesia dissolvendo-se 3 mL de ibuprofeno (20 mg/mL) em 250 mL de água potável para o dia da cirurgia.
- Durante o período pós-cirúrgico, verificar o status de saúde do animal diariamente, verificando que não há nenhuma área avermelhada na pele, cabelo eriçado ou feridas.
- Injete o líquido, mantendo o animal (sem anestesiá-lo) pelo rabo e agarrando a porta de acesso com uma mão e a agulha com a outra. Desinfete a área com solução de gluconato de clorexidina 1% antes da injeção. É interessante usar agulhas especiais (agulhas de Huber), que são chanfradas para parte em vez de pierce o septo de silicone da porta de acesso (figura 1A). Duas injeções por dia durante 40 dias são suficientes para observar alterações peritoneais (Figura 3).
- Quando terminar a experiência, eutanásia o mouse pela asfixia de dióxido de carbono ou deslocamento cervical.
2. executar uma Nefrectomia 5/6 e colocação do cateter
Nota: Para melhor se assemelhar a situação em pacientes com DP é possível realizar uma Nefrectomia 5/6, permitindo que apenas uma função renal residual. Neste caso, deverão ser retiradas amostras de soro para analisar ureia níveis extraindo 250 μL de sangue através da veia facial da punctura, pelo menos um dia antes de iniciar as cirurgias, no meio do tratamento e quando sacrificar os animais. É preferível se os procedimentos são feitos em um fluxo de caixa para garantir a manutenção de condições estéreis durante cirurgias.
- Anestesia os ratos com o uso de isoflurano como no passo 1.1.
- Proporcionar uma anestesia com 0,1 mg/kg de buprenorfina, injectada por via subcutânea no pescoço do animal e dissolvendo-se 3 ml de ibuprofeno (20mg/ml) em 250 ml de água potável para o dia anterior e o dia da cirurgia.
- Raspe as laterais e na parte traseira dos animais a fim de realizar as cirurgias e depois injetar o líquido na porta de acesso em uma área limpa.
- Realize uma incisão de cerca de 0,5 cm na pele, no lado esquerdo, perto das costelas, para ter acesso directo ao rim esquerdo.
- Abra uma pequena incisão no músculo para tirar o rim esquerdo de peritônio, remover a cápsula e a glândula adrenal. Para remover a cápsula é necessário melhor segurar o rim fora da cavidade peritoneal.
- Para gravar e cortar os extremos do rim com um cauterizador (ver Figura 1 para materiais necessários).
- Reintroduzir o rim na cavidade peritoneal e suturar as feridas no músculo e a pele com sutura 5.0 ou 6.0 insolúvel.
- No dia seguinte, completamente remover o rim direito e inserir o cateter utilizando a mesma incisão para retirar o rim. Novamente, anestesiar o mouse com isoflurano e injectar por via subcutânea 0,1 mg/kg de buprenorfina antes do procedimento cirúrgico. Também dissolve-se 3 ml de ibuprofeno (20mg/ml) em 250 ml de água potável na véspera e no dia da cirurgia.
- Fazer uma incisão na pele de cerca de 0,5 cm e, com a ajuda da tesoura, separe a pele na parte de trás do animal do músculo para abrir o espaço onde a porta de acesso será localizada.
- Executar um corte no músculo (sobre 0.3-0.4 cm) para tirar o rim direito da cavidade peritoneal.
- Remova a cápsula e a glândula adrenal para ter melhor acesso para o rim. Ligate uréter com sutura não absorvível 5.0 ou 6.0, artéria e veia renal e remover o rim completamente.
- Suture a ferida no músculo peritoneal, introduzir a extremidade do cateter para que o músculo deve permanecer entre os dois anéis de plástico, como explicado anteriormente (passo 1.5).
- Introduzir a porta de acesso no espaço subcutâneo e sutura da pele, como explicado nas etapas 1.6 e 1.7.
Nota: Os ratos devem descansar pelo menos 10 dias destas cirurgias para assegurar que as feridas no músculo peritoneal são completamente curadas e não haverá nenhum escapamento no espaço subcutâneo enquanto injetando o líquido. Injete o líquido como na etapa 1.10. - Quando terminar a experiência, abater os animais por asfixia de dióxido de carbono ou deslocamento cervical.
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Representative Results
A Figura 1 mostra todos os materiais necessários para que siga os procedimentos descritos na seção de protocolo. Para este exemplo, ratos submetidos ou não à nefrectomia (8 animais por grupo) (Figura 2) foram expostos durante 40 dias (duas injeções por dia, esperando pelo menos 2 horas entre ambos) para uma mistura de dois diferentes PDFs, comumente usado na prática clínica: Extraneal (PDF baseados em icodextrina) e Dianeal (PDF baseados em glicose). Um grupo com solução salina foi estabelecida como controle (n = 6).
Tecidos de peritoneal parietais ratos foram obtidos a partir da área mais distante do cateter. As amostras foram analisadas a fim de comparar o espessamento da membrana, bem como presença de célula e preservação camada mesoteliais (Figura 3). A este respeito, espessura e presença de célula são aumentou durante a diálise e agravadas no grupo nephrectomized. Células mesoteliais também mostram uma morfologia alterada desde sindicatos intercelulares sofrem durante PD.
Amostras de soro foram obtidas de camundongos nephrectomized para analisar os níveis de ureia extraindo 250-400 µ l de sangue através de punção da veia facial, em três diferentes pontos de tempo: um dia antes das cirurgias, médios do tratamento e ponto final. No caso de não nephrectomized ratos, amostras de soro só foram obtidas no ponto final (Figura 4). As medições foram realizadas usando um sistema integrado de química (ver Tabela de materiais). Os resultados mostram que nefrectomia 5/6 induzido um estado urêmica, aumentando os níveis de nitrogénio ureico no decorrer do experimento comparando com o estado inicial. Além disso, quando os rins estão totalmente funcionais, os níveis de nitrogénio ureico permanecem similares ao estado basal, mesmo em ratos expostos a PDF (Figura 4).
Figura 1 . Material necessário para as cirurgias da implantação do cateter e nephrectomies. (A) cateter e sutura não absorvível de agulha (B) 6.0, pinças de aço inoxidável ponto contundente, bloqueio braçadeira fórceps (para segurar a agulha) e sem corte de tesoura, cauterizador e algodão cotonetes. Materiais devem ser esterilizados antes de cirurgias. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 . Fotos da ligadura do rim direito e remoção de extremos do rim esquerdo queimando com o cauterizador. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 . A coloração tricromo de Masson. Fotos representativas (400 X) das membranas peritoneais de camundongos expostos a PDFs + nefrectomia 5/6, PDFs (sem nefrectomia) e solução salina (sem nefrectomia). Setas mostram aumento da celularidade e perda da integridade da camada mesoteliais. Linhas pretas mostram a espessura da membrana peritoneal, onde a coloração azul correspondem à matriz extracelular. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 . Níveis de azoto ureico soro (mg/dL) de ratos expostos a soluções PDF, enviadas ou não ao procedimento nefrectomia e ratos tratados com solução salina sozinha. Dados são representados como média e desvio padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Os dados publicados primeiros analisar alterações PD usando uma técnica de "fechar o sistema" foi realizados em 2009,29 . Este sistema fechado significa que o dispositivo inteiro está localizado dentro do corpo e o fluido é injetado com uma agulha através de uma porta de acesso. O mais importante problema técnico em modelos animais a longo prazo da infusão de fluidos através de um cateter é a ocorrência de obstrução. As opções possíveis são executar omentectomy ou adicionar heparina para os PDFs para reduzir aderências peritoneais. Não obstante, o omento atua como um órgão de defesa, e heparina, para além de seus efeitos anticoagulantes, modula processos tais como a atividade de células inflamatórias, a angiogênese, a síntese de matriz extracelular e proliferação de células. O design do aparelho original publicado em 2009 foi mais tarde melhorado para superar esses problemas, reduzindo o tamanho da porta de acesso e ajustando o diâmetro do cateter para facilitar a saída do líquido.
Modelos animais são essenciais para analisar a evolução de inúmeras doenças, bem como a viabilidade e potencial eficácia das ações tomadas sobre caminhos envolvidos nas doenças. O modelo do rato de infusão de fluido peritoneal pode ser útil para estudar uma grande variedade de patologias, bem como para desenvolver terapias de droga. Este modelo fornece uma excelente ferramenta para instilação a longo prazo de drogas; Portanto, esperamos que pode ajudar a melhorar a qualidade de vida dos pacientes que sofrem de várias doenças.
Há duas questões que devem ser tomadas em consideração para essas experiências. O primeiro é o fato de que o fluido é administrado no abdômen, mas não removido, como em pacientes com DP. Em primeiro lugar, é importante notar que estes são os modelos de PD-exposição, onde o objetivo é estudar os efeitos do fluido sobre o peritônio, para não remover a água e metabólitos. No entanto, para os estudos de PD em ratos não tem para a remoção de fluido o tempo todo, desde que pode ser eliminado com a urina. Na verdade, temos observado que os ratos nephrectomized 5/6 não tornam-se edematosas porque a fração de rim que permanece ainda é funcional e no momento que deixarmos entre as injecções diárias é suficiente para urinar o volume administrado. Além disso, a extração do fluido envolveria anestesiar o animal todos os dias e abertura da cavidade peritoneal para drená-lo, com dano tecidual subsequente. Outra opção poderia ser para extrair o líquido através do cateter, mas entraria em colapso porque ele vai sugar os órgãos. Uma terceira opção tem sido recentemente publicado41, mas não é adequado para tratamentos longos.
A segunda questão é que a habitação cateteres pode causar uma reação de corpo estranho que possa interferir com os resultados42,43. Portanto, este efeito foi estudado na membrana peritoneal de ratos expostos apenas à presença do cateter. Os resultados mostraram que há um espessamento do peritônio e acúmulo de novas células no local da inserção. No entanto, esta reação diminui progressivamente em áreas que estão distantes do ponto de inserção do cateter. A membrana peritoneal do lado do peritônio em frente o cateter tem a mesma aparência que a membrana de um rato de controle ingênuo (dados não mostrados). Por este motivo, é importante analisar o lado esquerdo da parede peritoneal, quando à procura de alterações morfológicas, evitando também o linea alba.
O uso de um cateter permanente evita a necessidade de punções repetidas no peritônio ao longo da duração do tratamento, reduzindo assim o risco de infecção, hemoperitônio e a possibilidade de prejudicar o órgão. Além disso, esta técnica mais assemelha-se o procedimento de instilação de PDF em pacientes humanos. Quando o fluido é para ser injetado, o animal permanece completamente acordado. A área selecionada da pele é limpo e é realizada apenas a porta de acesso. Portanto, é desnecessário segurar o animal, que pode causar estresse e elimina a necessidade de anestesia, que pode interferir com os resultados.
O protocolo para os nephrectomies, em primeiro lugar, publicado pela Ferrantelli et at. em 201540 foi modificado para reduzir a área da ferida para a cirurgia e aproveitando-se da incisão necessário para a extração do rim direito para introduzir o cateter.
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Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Autores agradecer Ferrantelli E. e. G. Liappas pelo apoio definindo o protocolo de nefrectomia 5/6, R. Sánchez-Díaz e P. Martín de assistência com avaliações de azoto ureico e Hevia E. e F. Núñez de assistência com cuidados de ratos. Este trabalho foi apoiado por concessões SAF2016-80648R do "Ministerio de Economía y competitividade" / Fondo Europeo de Desarrollo Regional (MINECO/FEDER), Manuel López-Cabrera e PI 15/00598 de Fondo de Investigaciones Sanitarias (FIS)-FEDER financia, a Aguilera de Abelardo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes | Access technologies | MMP-4S-061108A | |
| Posi-Grip Huber point needles 25 ga. X 1/2´´ | Access technologies | PG25-500 | |
| High Temperature Cautery Kit | Bovie | 18010-00 | |
| Forane | abbVie | 880393.4 HO | |
| non absorbable suture 6/0 | Laboratorio Agaró | 6121 | |
| Scissors | Fine Science Tools | 14079-10 | |
| forceps | Fine Science Tools | 11002-12 | |
| clamp | Fine Science Tools | 13002-10 | |
| Buprenorphine 0,3 mg/ml | pharmaceutical product | ||
| cotton swabs | pharmaceutical product | ||
| Dalsy (Ibuprofen) 20mg/mL oral suspension | AbbVie S.R.L. | pharmaceutical product |
References
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