Summary
Enregistrement de la pression intracaverneuse (ICP) est une méthode importante pour évaluer la fonction érectile d’animaux de laboratoire. Ici, un protocole détaillé est démontré pour la procédure d’enregistrement du pic par catheterizing pénis crura et puis électrique stimule les nerfs caverneux chez les rats.
Abstract
La dysfonction érectile (de) est définie comme l’incapacité à obtenir ou maintenir une érection du pénis, et cela est devenu un trouble sexuel masculin répandu. Les rongeurs sont employés par de nombreuses études à la recherche de la physiologie/pathologie de la fonction érectile. La fonction érectile chez les rongeurs peut être évaluée en mesurant la pression intracaverneuse (ICP). Dans la pratique, ICP peut être surveillé après stimulation électrique des nerfs caverneux (CNs). La pression artérielle de l’artère carotide (la pression artérielle moyenne) est utilisée comme référence pour pic. À l’aide d’ICP protocoles d’enregistrement, plusieurs paramètres clés de la fonction érectile peuvent être mesurées de la courbe de réponse du pic. La mesure des ICP fournit davantage d’informations que le test de l’apomorphine induites par l’érection du pénis et est moins cher que le suivi télémétrique du pénis corpus spongiosum, faire cette méthode la plus populaire pour évaluer la fonction érectile. Toutefois, par rapport à l’essai effectué facilement la fonction érectile induite par l’APO, bons enregistrements ICP nécessitent une attention au détail, la pratique et l’adhésion à la méthode de fonctionnement. Dans cet ouvrage, une introduction à l’enregistrement de pic chez les rats est fournie pour compléter la procédure efficacement.
Introduction
ED est défini comme l’incapacité à obtenir ou maintenir une érection du pénis et est devenue une commune des troubles sexuels masculins1. Les animaux de laboratoire sont utilisés et fournissent des modèles reproductibles afin d’étudier la fonction érectile2. Pendant une longue période, plusieurs grands modèles animaux ont été utilisés pour étudier la fonction érectile3,4,5. Bien que les rongeurs sont relativement faibles par rapport aux autres animaux, ils sont également utilisés pour l’étude de la dysfonction érectile en raison présentant plusieurs avantages6. Tout d’abord, les caractéristiques sexuelles morphologiques et fonctionnelles des humains sont récapitulées dans les rongeurs. Deuxièmement, par rapport aux plus grands animaux utilisés dans les études de ED, rongeurs sont plus économiques à acheter, maison et à entretenir. Les modèles de rongeurs Troisièmement, génétiquement modifiés fournissent des avantages dans les études comportementales ainsi que neurophysiologiques reproductibles et suivantes. Par conséquent, les rongeurs sont rapidement devenus les animaux primaires utilisées dans l’étude de la dysfonction érectile.
Bénéficiant d’un patrimoine génétique pur et les conditions de culture uniforme, les modèles de rongeurs ont fourni des données constamment reproductible5,6,7,8. Parmi les nombreuses études disponibles relies à plusieurs aspects des fonctions érectiles, l’apomorphine (APO)-la réponse érectile induite et le test de réponse ICP induites par la stimulation électrique sont les méthodes plus largement utilisés qui reflètent fidèlement érectile fonction9,10,11,12. Le critère de la fonction érectile induite par l’APO, développé par Heaton et al. 13, est un bio-essai qui utilise le phénomène qu’administration d’apomorphine chez le rat provoque des érections et bâillements. Comme un simple, non invasif et stable bio-test pour évaluer la fonction érectile, le test de la fonction érectile induite par l’APO est largement utilisé dans de nombreuses études. Toutefois, ce test ne reflète pas adéquatement la qualité des érections ou les changements dynamiques dans la circulation sanguine associée à une réponse érectile14. Mesures ICP ont été initialement développés par Quinlan et al. 15. dans cette méthode, un cathéter est placé dans l’artère carotide pour mesurer la pression artérielle systémique, et un autre cathéter est inséré dans le corps caverneux de crus pour enregistrer le Pack client international. Avant ou pendant le pic d’enregistrement, un agent vasoactif et/ou une stimulation électrique du ganglion pelvien majeur (mi/gal) ou CN ont été souvent donné à des rats14. Cet essai a été un outil fiable pour évaluer les traitements et médicaments pour ED et sera probablement utilisé comme une méthode d’évaluation vitale dans le futur6.
Par rapport au test effectué facilement la fonction érectile induite par l’APO, bons enregistrements ICP nécessitent une attention aux détails, pratique et l’adhésion à la méthode de fonctionnement. Donc, ici, nous fournir une description détaillée de la façon d’effectuer l’enregistrement de l’ICP.
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Protocol
Trois mois et 18 mois des rats Sprague-Dawley ont été utilisés dans la présente étude. Tous les animaux ont été traités conformément aux directives NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique et de locaux institutionnels animalier avec un effort pour minimiser les souffrances animales. Les protocoles ont été approuvées par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) à l’Université de technologie de Nanjing (Nankin, Chine).
Les rats ont été divisés en deux groupes selon leur âge et leur performance préliminaire dans le test de la fonction érectile induite par l’APO avant enregistrement ICP : les jeune normaux (groupe YN) et âgé de la dysfonction érectile group (groupe d’évacuation aéromédicale)10.
1. préparation avant la chirurgie
- Manuellement, faire une paire d’électrodes bipolaires pour l’enregistrement de l’ICP (Figure 1). Légèrement plier les extrémités des électrodes et régler la distance entre deux électrodes sur 1-2 mm de large, comme le montre la Figure 1 a.
- Connecter les électrodes au stimulateur à l’aide de deux pinces crocodile (Figure 1 aB).
- Assemblage du système de cathéter : Tout d’abord, connectez une aiguille hypodermique de 23G à un robinet à 3 voies avec tubulure, puis le robinet vers le transducteur de pression. Ensuite, fixez une seringue de 10 mL à la troisième fin de robinet pour fournir une solution saline de l’héparine.
- Vérifier soigneusement des fuites après avoir rempli l’ensemble du système avec une solution saline de l’héparine (200 U/mL). Tourner ensuite le robinet à 3 voies pour fermer le canal de la seringue ou le canal de transducteur de pression (Figure 1).
- Soulevez l’aiguille 20 cm au niveau de la garniture en bois. Ensuite de calibrer la pression enregistrement système à 20 cm H2O. Ensuite, déplacez la hauteur de l’aiguille pour vérifier l’exactitude de l’enregistrement de système. Répéter l’étalonnage jusqu'à ce que l’exactitude a été confirmée.
- Transférer les rats de l’animalerie à la salle de chirurgie et permettez-leur de s’habituer à la salle de chirurgie au moins 30 min.
- Les instruments stérilisés à l’autoclave sont pulvérisés avec de l’éthanol 70 % juste avant la chirurgie
2. procédure de chirurgie
- Anesthésier le rat avec une injection intrapéritonéale de pentobarbital de sodium à une dose de 45 mg/kg de poids corporel et attendre 5-10 min. pincer les orteils pour confirmer une bonne anesthetization.
- Raser la fourrure de l’abdomen et le cou avec un rasoir électrique et placez le rat sur le dos sur un coussin chauffant.
- Essuyer la zone de chirurgie avec des boules de coton imbibée de solution 10 % povidone-iode suivies de boules de coton imbibée d’éthanol 70 %. Aussi, appliquer une pommade ophtalmique pour empêcher les yeux ne se dessèchent pas.
- Section de l’artère carotide gauche.
- Saisir la peau du cou avec une pince et faire une incision horizontale au milieu du cou. Inciser les muscles, soigneusement exposer l’artère carotide gauche et isoler une section de 5 mm du navire.
- Soigneusement séparer la carotide du nerf avec une pincette, dessiner une suture de soie sous la carotide et mettre une cravate lâche sur l’extrémité caudale du navire, puis faire un autre noeud serré sur l’extrémité crânienne du navire.
- Direction caudale serrez le navire avec un collier de bouledogue au-dessus de la suture pour arrêter l’écoulement de sang.
- Soigneusement faites une incision sur le navire avec des ciseaux de microchirurgie et insérer le cathéter artériel vers le cœur avec l’aide du micro-dissection crochet et pince.
- Serrer le garrot caudal lâche autour du cathéter pour le fixer. Enlever le collier de bulldog pour récupérer le flux sanguin.
-
Isoler la CN et placer l’électrode
- Soulever la peau et des muscles de l’abdomen avec une paire de pinces. Avec les ciseaux de dissection, couper à travers le bas de l’abdomen vers le pénis pour faire une incision médiane.
- Poussez doucement l’intestin avec l’écouvillon dans la partie supérieure de la cavité abdominale.
- Saisir la vessie avec une paire de pinces et tirer sur la vessie de la cavité abdominale. Exposer le lobe ventral de la prostate, qui se trouve sur la partie ventrale de l’urètre.
- Retirer le lobe ventral de la prostate, vésicules séminales et canal déférent pour exposer le lobe dorsal de la prostate. Trouver le point de l’adhérence du canal déférent et de la prostate.
- Séparer l’espace entre la prostate et le canal déférent. Soigneusement exposer la capsule fibreuse, qui se trouve postérieur jusqu’au point de jonction de la prostate et le canal déférent. Ensuite, trouvez le ganglion pelvien important (Figure 2).
Remarque : Le ganglion pelvienne majeure et les nerfs caverneux sont visibles à la surface de la prostate. - Sécher soigneusement la zone NC avec un écouvillon stérile. Soigneusement isoler et accrochez le nerf caverneux droit avec les électrodes bipolaires.
-
Section les piliers gauche
- Couper une petite incision dans la peau du pénis avec des ciseaux de dissection et ensuite soigneusement DDE la peau de l’arbre du pénis.
- Disséquer la musculature striée du pénis. Trouver la branche supérieure de l’os du pubis.
- Exposer le muscle bulbospongieux, qui couvre le bulbe spongieux.
- Diviser le muscle bulbospongieux du muscle d’ischiocavernosus à l’aide de la pince courbée.
- Soigneusement isoler le muscle ischiocavernosus avec une pince courbée et couper le muscle ischiocavernosus pour exposer la blanc albuginée des corps caverneux crus.
- Suite à la direction anatomique du corps caverneux crus, soigneusement Insérez l’aiguille dans le corps caverneux de crus par le biais de l’albuginée blanc.
NOTE : Ceci est une étape cruciale pour le succès cathétérisme. Une petite quantité de sérum physiologique hépariné peut être injectée, et une légère tumescence pénienne doit être observée, si l’aiguille est insérée correctement. - Soigneusement libérer l’aiguille et d’éviter tout glissement de l’aiguille ou la perturbation de la tube de raccordement. Inspecter l’étanchéité.
3. stimuler la CN
- Ouvrez le logiciel pour l’enregistrement de signaux de pression et commence l’enregistrement de signaux de pression.
- Réglez les paramètres de la stimulation : 15 Hertz, largeur d’impulsion de 5 millisecondes, 5 volts et une durée de s 60. Stimuler la CN à une fréquence de 15 Hz, avec une largeur d’impulsion de 5 ms.
Remarque : Vous pouvez observer une forte hausse de l’ICP en appliquant la stimulation électrique. - Laissez un intervalle de 30 minutes de repos entre les stimulations. Le maximum de stimulation consécutive chez chaque animal est trois fois.
4. mettre fin à la procédure
- Après l’enregistrement, administrer l’euthanasie par injection d’une surdose de pentobarbital sodique à une dose de 150 mg/kg de poids corporel. Confirmer la mort des rats en vérifiant leur pression artérielle. Enlever les rats et nettoyer les outils de chirurgie.
5. analyse
- Enregistrer et exporter les données depuis le logiciel. La réponse est généralement exprimée en ratio du pic de la pression artérielle systémique moyenne (PAM). Le rapport du pic Pic/MAP a été calculé pour évaluer la fonction érectile.
- Regrouper les données des rats au moins cinq et d’analyser avec le logiciel statistique. Différences sont considérés comme statistiquement significatifs lorsque p < 0,05, en utilisant le test t de Student.
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Representative Results
De nombreuses études ont montré que la dysfonction érectile en âge les hommes devient un problème courant. Cependant, un traitement médical est limité dans la gestion de liées au vieillissement ED16. Dans les modèles de rongeurs de la dysfonction érectile liées au vieillissement, beaucoup de thérapies est testés sur la fonction érectile des rats âgés. Comme nous l’avons présenté ci-dessus, le critère d’enregistrement ICP pourrait servir à distinguer les animaux ED de l’ensemble de la population des animaux d’expérimentation, qui est également utile pour quantifier l’effet du traitement ou des médicaments potentiels sur la fonction érectile.
Comme illustré à la Figure 3 a, la courbe de réponse typique ICP du groupe ED (ED âgés de rats, AE, 18 mois) a été beaucoup plus faible que la courbe du groupe contrôle (jeunes rats normaux, YN, 3 mois). Généralement, le plus haut pic a été choisi pour l’analyse statistique. Après calcul du ratio / ICP/MAP, les données regroupées de 5 rats ont montré que le ratio d’ICP/carte groupe AE également une diminution significative comparée à celle dans les groupes témoins (Figure 3 b). En dehors de ces deux paramètres clés, le pic Pic, le plateau de pic, le temps de la détumescence, la durée de la réponse et l’aire sous la courbe tous significativement diminuent chez les rats âgés de ED (tableau 1). Ces données d’enregistrement ICP offrent une méthode de mesure quantitative afin de tenir compte de la fonction érectile.
Figure 1 : faite manuellement le cathéter, électrodes bipolaires et le stimulateur et le signal enregistrement système d’enregistrement ICP. Le cathéter et les électrodes sont reliées pour le stimulateur et le signal de l’appareil du système de contrôle. Les extrémités du cathéter sont insérées dans le gauche artère ou crus corps caverneux pour enregistrer la pression. Les électrodes sont placées sous les nerfs caverneux (CNs). (A) les extrémités des électrodes sont légèrement fléchies. ()B) le stimulateur et le signal de l’appareil du système de contrôle. (C) assemblé manuellement le cathéter. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : la position anatomique du ganglion pelvienne majeure et des nerfs caverneux. Comme indiqué sur la figure, le ganglion pelvien majeur est situé sur le bord latéral de la prostate. Le nerf caverneux chez un rat est un nerf distinct qui s’étend du ganglion pelvien majeur. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : enregistrement ICP représentatif des rats âgés différemment. (A) représentation des changements de l’ICP au cours de la stimulation du nerf caverneux. Groupe témoin (les jeunes rats normaux, YN, des rats âgés de 3 mois) ; Groupe d’ED (l’ans ED rats, AE, 18 mois). La barre sous la courbe de réponse de pic représente le moment de la stimulation électrique. ()B) l’indice de la fonction érectile (pression artérielle moyenne pression intracaverneuse) du groupe expérience différente s’affiche. Données des rats au moins cinq sont présentées sous forme de déviation moyenne ±standard ; différences sont considérées comme significatives quand *p < 0,05, en utilisant le test t de Student. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Young normal (YN) | Dysfonction érectile âgée (AE) | |
| (Mean±SD) | (Mean±SD) | |
| ICP basale | 22.3±3.7 (mmHg) | 21.9±5.2 (mmHg) |
| Pic Pic | 172.8±7.6 (mmHg) | 105.4±4.9 (mmHg) * |
| plateau de ICP | 165.4±2.5 (mmHg) | 86.5±4.1 (mmHg) ** |
| latence d’érection | 10.3±1.6 (s) | 15.1±2.3 (s) |
| temps de détumescence | 46.7±2.6 (s) | 11.8±3.3 (s) * |
| durée de la réponse | 107.2±3.7 (s) | 71.7±4.2 (s) * |
| aire sous la courbe | 17436.9±736.4 | 6426±428.3 ** |
| nombre d’érections | 3±0.0 | 3±0.0 |
Tableau 1 : paramètres de la fonction érectile chez les rats jeunes et âgés de la dysfonction érectile. Plateau de la pression intracaverneuse basale (ICP), pic, pic, pic, temps de latence à l’érection, temps de détumescence, durée de la réponse, l’aire sous la courbe de réponse temps de pic, et le nombre d’érections observée en 30 min est calculé et exprimé en moyenne ±standard déviation (n = 5). Différences sont considérées comme significatives quand *p < 0,05 ou **p < 0,01, en utilisant le test t de Student.
| Dépannage des symptômes | Suggestions et Causes possibles |
| Aucune pression d’ICP ou carte | Problème de matériel : vérifier l’état du matériel |
| Problème de fuite : vérifier le tube, assurez-vous que la connexion est intacte, puis vérifier le robinet d’arrêt, et si elle est dans la position appropriée | |
| Basse pression a augmenté après une stimulation électrique | Inadéquats ou aucune stimulation : Vérifiez la connexion des électrodes de l’appareil au CN, essayez de repositionner les électrodes |
| Dommages au CN : Essayez la stimulation controlatéral CN | |
| Fuite : Vérifier le site d’insertion du cathéter de l’ICP, comme fuite provenant du site d’insertion diminuera l’ICP | |
| Un saignement | Consultez le site de saignement ; Si l’artère est perforée, mettre fin à l’expérience. Si l’élevage se passe dans le site d’insertion de l’ICP, re-percer est très difficile, peut-être impossible |
Tableau 2 : résolution des problèmes pour la procédure d’enregistrement ICP. Trois symptômes courants en chirurgie ICP, les causes possibles et des suggestions.
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Discussion
Comme une mesure directe de la fonction érectile, ICP est une méthode fiable de14. Il permet pour le plateau de l’acquisition de données sur basale pic, pic, pic, pic, temps en temps l’érection et la détumescence, durée d’intervention, etc.. Sans compter que ces directs des paramètres mesurés, il y a quelques autres paramètres d’index : « T80 » (1), le temps d’atteindre 80 % du pic Pic ; (2) « D20 », à la fois être ramené à 20 % du pic Pic ; (3) « ΔT80 », le taux d’augmentation de pression (par seconde) à T80 ; et (4) « ΔD20 », le taux de diminution de pression (par seconde) à D20. Ces paramètres permettent de la quantification de chaque étape et la qualité de la réponse de l’ICP, qui peut refléter l’impact de la maladie et évaluer l’efficacité des médicaments14,17. Cette méthode d’enregistrement ICP est employé couramment dans des modèles animaux de ED. Dans ce protocole, nous avons comparé la réponse de pic chez les rats ED jeunes et âgés. Si l’administration de médicaments via intracaverneuse cathéter est nécessaire, il pourrait être fait par la mise en place d’un autre cathéter intracaverneuse dans les crus controlatérale corpus cavernosum17. Le volume total d’injection doit être inférieur à 0,1 mL. L’administration systématique de médicaments peut être effectuée par injection sous-cutanée ou intrapéritonéale. Si l’administration intraveineuse est nécessaire, on pourrait considérer la veine jugulaire droite.
Bien que la chirurgie de l’ICP est légèrement techniquement difficile et nécessite une connaissance approfondie de l’anatomie des organes abdominaux et pelviens inférieur, avec le temps et l’effort on peut maîtriser le protocole. Étant donné que les cathéters et les électrodes sont faites manuellement par l’expérimentateur, le transducteur de pression doit être vérifié et calibré chaque fois avant de commencer l’expérience. Les électrodes doivent être minces et la distance entre les deux électrodes doit être suffisamment petite pour stimuler le nerf efficacement. Il est important d’éviter l’étirement ou d’autres dommages au nerf tout en plaçant des électrodes. Il est essentiel de précisément introduire l’aiguille dans les piliers de gauche, sans glisser ou tomber. Trois symptômes courants sont répertoriés dans le tableau 2, que l'on pourrait considérer lorsque certains symptômes se produisent.
Cette méthode d’enregistrement ICP est également transférable à des souris. Néanmoins, les organes de souris sont plus petits que les rats, rendre enregistrement ICP chez les souris les plus difficiles. Si les enregistrements de l’ICP ont été menées chez la souris, plus petite tailles aiguilles hypodermiques pourrait être utilisés.
Enregistrement de l’ICP a aussi ses limites et autres méthodes peuvent être considérées. Habituellement, la chirurgie de l’enregistrement de l’ICP est effectuée sur animaux anesthésiés, et les animaux sont sacrifiés après mesurage ICP à court terme qui ne convient pas pour un suivi longitudinal du pic. Une amélioration significative du procédé d’enregistrement ICP direct remplit les enregistrements ICP le rats conscients, librement mobiles, qui est bien décrite dans les protocoles rédigés par Hedlund et coll.. 17 cette méthode offre la possibilité d’enregistrer la pression intracaverneuse pendant de plus longues périodes. Récemment, des progrès ont d’inclure une approche télémétrique appliquée dans des animaux conscients, librement Mobile18,19,20. Bien que l’approche télémétrique a beaucoup d’avantages sur le traditionnel pic enregistrement, requiere matériel coûteux pour convertir et de recevoir les signaux de pression converti. Pour surmonter la méthode de cathétérisme, Adachi et al décrivent un moyen afin d’examiner les réponses érectiles de mesure en continu du diamètre du pénis en rat21. Dans cette méthode, une paire de cristaux piézoélectriques est placée sur l’arbre de la verge de cavernosum de corpus. Deux paramètres sont définis pour évaluer la réponse érectile : (1) « D-max » : la maximale développée diamètre du pénis pendant la mesure ; et (2) « T50 % » : le temps de la réponse maximale à 50 % de récupération de la réponse maximale chez des rats anesthésiés. Avec ce protocole, les modifications du diamètre du pénis reflètent aussi fidèlement la qualité de la réponse érectile ; en outre, le tissu n’est pas blessé lors de la mesure entière. Toutefois, comme l’approche télémétrique, cette méthode sonomicrometry nécessite également des équipements spécifiques et relativement coûteux pour convertir et recevoir les modifications du diamètre du pénis.
En résumé, l’enregistrement ICP est une méthode précise, relativement pratique et peu coûteuse. Nous croyons que cette introduction peut aider à étendre l’utilisation de la méthode de l’ICP et encore faire progresser les connaissances de la pathologie et la physiologie de la dysfonction érectile.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le Fonds de recherche fondamentale pour les universités centrale (020814380018, 020814380077), The China Scholarship Council (CSC, no 201606195024), Fondation sciences naturelles de la Province du Jiangsu (BK20160138) et projet clés en soutenu par la Science and Technology Development Foundation, Université médicale de Nanjing (2014NJMUZD053).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| Rats | Strain: Sprague-Dawley Age: 2-3 month | ||
| Rats | Strain: Sprague-Dawley Age: 15-18 month | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Saline | Sigma-Aldrich, S7653 | dissolve 8.5 gram sodium chloride in distilled water | |
| Pentobarbital sodium solution | Sigma-Aldrich, P3761 | dissolve 1 gram in 100 ml saline | |
| Povidone-iodine | BTP Pharmaceutical Co. Limited | 10% (V/V) | |
| Ethanol | China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM) | 70% (V/V) | |
| Heparin | Sigma-Aldrich, H3149 | dissolve 20000U heparin in 100 ml saline | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| Hypodermic needle | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. | 23G | |
| Syringe | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd | 10 ml | |
| Three-way stopcock | Chengdu Instrument factory | TSK 01 | |
| Electrode | Chengdu Instrument factory | JST-1 | |
| Catheter tube | Chengdu Instrument factory | PE-10, PE-50 | |
| Operating scissors | Shanghai operation equipment factory | J22010, J22020 | |
| Ophthalmic operating scissors | Shanghai operation equipment factory | Y00010, Y00020 | |
| Ophthalmic forceps | Shanghai operation equipment factory | JD1010, JD1020 | |
| MicroScissors | World Precision Instruments | WAA260 | |
| silk suture | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd. | 5-0 | |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Stimulator | Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H) | 15 Hz, 5 ms pulse, 5 V, 60 s duration and 5 minutes interval | |
| Multichannel signal collection processing system | Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H) | Blood pressure model | |
| Pressure transducer | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (model YP100) | 40KPa |
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