Summary
L’interaction et la sédimentation de l’argile et les cellules bactériennes dans le domaine maritime, observé en milieu naturel, peuvent être mieux étudiées dans un environnement de laboratoire contrôlées. Nous décrivons ici un protocole détaillé qui décrit une nouvelle méthode pour mesurer le taux de sédimentation d’argile et de cyanobactéries venait.
Abstract
Les mécanismes qui sous-tendent la déposition de grain fin, sédiments riches en matière organique sont encore largement débattues. Plus précisément, l’impact de l’interaction des particules d’argile avec réactifs cellules cyanobactéries planctoniques à l’enregistrement sédimentaire est moins étudié. Cette interaction est un contributeur majeur potentiellement à des modèles de schiste sédimentaire. Dans un cadre de laboratoire, les taux de floculation et de la sédimentation de ces matériaux peuvent être examinés et mesurés dans un environnement contrôlé. Ici, nous détaillons un protocole permettant de mesurer la vitesse de sédimentation des mélanges d’argile cyanobacterial. Cette méthodologie est démontrée par le biais de la description des expériences deux modèles : le premier utilise le kaolin (une forme déshydratée de la kaolinite) et Synechococcus SP PCC 7002 (une cyanobactéries coccoïdes marines), et le second kaolin et Synechocystis SP PCC 6803 (une d’eau douce cyanobactéries coccoïdes). Cultures de cyanobactéries sont mélangés avec des quantités variables d’argile dans un appareil réservoir spécialement optimisé pour permettre la vidéo continu et en temps réel et enregistrement photographique. Les procédures d’échantillonnage sont détaillées ainsi qu’un protocole après le prélèvement pour la mesure précise de la chlorophylle a qui peut déterminer la concentration de cellules de cyanobactéries restant en suspension. Grâce à la réplication expérimentale, un profil est construit qui affiche la vitesse de sédimentation.
Introduction
À l’aide de conditions environnementales actuelles et les processus de déduire au-delà des mécanismes de sédimentation est depuis longtemps un fondement de la sédimentologie. Tandis que les analogues de sédimentation modernes, tels que la mer Noire, ont été utilisés pour comprendre la déposition de dépôts riches en matière organique, à grain fins, des expériences en laboratoire ont le potentiel pour faire la lumière supplémentaire sur l’origine des gisements de schiste. Une zone d’enquête dans la genèse des argiles noires est le taux de dépôt et le mécanisme de formation initiale. Traditionnellement, on a émis l’hypothèse que les argiles noires forment dans les environnements où la vitesse de sédimentation, la productivité primaire et taux de matière organique respiration favorisent la préservation de la matière organique dans les sédiments1,2 ,3. Cependant, le rôle des cyanobactéries et floculation de l’argile est resté en grande partie sans se faire remarquer. Ce mécanisme de floculation permettrait de dépôt rapide des sédiments riches en matière organique, à grain fins de se produire et ne nécessite pas de pauvre en oxygène. Compte tenu de ce principe, ce protocole a deux buts : 1) mesurer la vitesse de sédimentation de venait de cyanobactéries/argile et 2) visualiser le processus de sédimentation en temps réel. Cette méthodologie, en plus de l’analyse géochimique, a servi à démontrer que cette floculation de cyanobactéries/argile peut en fait être un important mécanisme de schiste formation1. Alors qu’initialement prévu pour la modélisation des dépôts de schiste, cette méthode est applicable à d’autres disciplines telles que la biologie et l’assainissement de l’environnement où l’influence de l’entrée de l’argile sur le métabolisme bactérien et de la population doivent être mesurés.
De nombreuses études ont été menées afin d’observer la floculation de cyanobactéries et d’argile, pour atténuer les efflorescences algales nuisibles2,3,4,5,6,7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 1 2. Toutefois, tout en mesurant la concentration cellulaire au fil du temps, ces études n’ont pas appliquées floculation de cyanobactéries/argile à la modélisation de la déposition de l’enregistrement de la roche. Par conséquent, ces études n’ont pas un composant visuel, qui peut être critique quand passé sédimentologiques des processus de modélisation. En outre, la plupart des études utilise comptage cellulaire (p. ex., Pan et al. 11), qui peut être laborieux. Notre méthode, avec les progrès récents dans la mesure de floculation cyanobactérie, détermine les changements dans la concentration cellulaire de cyanobactéries en mesurant la chlorophylle a (Chl a) à intervalles de temps discrets. Appariement de Chl une mesure avec données visuelles est une nouvelle approche, qui peut être utilisée pour déduire des conditions. Les images générées permet également de calculer la vitesse de sédimentation après les travaux Du et coll.. 13. la combinaison des données visuelles et numériques renforce la fiabilité des résultats. En outre, nous exposons les protocoles additionnels permettant de la sédimentation de biomasse morte et d’argile à observer également. C’est important, lors de l’examen passé environnements sédimentologiques, où vivent et biomasse morte peut avoir cohabitent. Différences dans le comportement de biomasse morte durant la floculation (par exemple, diminution des taux de floculation) aurait potentiellement des implications sédimentologiques.
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Protocol
1. préparation des Cultures cyanobactériennes
-
Préparation des cultures de l’inoculation en utilisant des milieux solides
- Obtenir des cellules de cyanobactéries axéniques de l’American Type Culture Collection ou la Collection de cultures de Pasteur. Par exemple, les unicellulaires, marine Synechococcus SP. PCC 7002 provenait de la Collection de Culture de Pasteur, il sera désigné ci-après comme Synechococcus.
- Maintenir les cellules Synechococcus sur des plaques contenant des milieux solides (un + milieux liquides14 et 1,5 % agar15). Ces désignera ci-après comme des cultures de l’inoculation.
- Incuber les plaques à 32 ± 2 ° C avec la lumière continue à 30 – 50 µmol photons m-2 s-1,15,18.
- Répétez les étapes 1.1-1.3 et remplacer un + support avec BG-11,16 , à l’étape 1.1.2 pour espèces de cyanobactéries d’eau douce, comme Synechocystis SP. PCC 680316,17, dénommé Synechocystis. Se référer aux tableaux 1 à 4 pour la composition des médias A + et BG-11.
-
Préparation des cultures en milieu liquide : chaque expérience de réservoir nécessite une culture de cyanobactéries de 400 mL.
- Recueillir une 250 mL et deux erlenmeyer résistant à la chaleur de 1 L.
- Rincer chaque ballon avec une solution d’acide chlorhydrique (HCl) de 4 M (30 mL de solution d’HCl pour chaque fiole), suivie de l’eau distillée.
ATTENTION : l’acide chlorhydrique est corrosif et toxique. Veiller à ce qu’une blouse de laboratoire, des lunettes et des gants résistant à l’acide sont portés pendant l’utilisation de la solution de HCl de 4 M. Effectuez cette étape dans un évier de laboratoire et de suivre les réglementations locales concernant l’élimination de la solution de HCl 4 M - Remplissez le flacon de 250 mL avec 50 mL de milieu liquide (A + ou BG-11). Remplissez un flacon de 1 L de 400 mL de milieu liquide (A + ou BG-11) et l’autre fiole de 1 litre avec 600 mL de médias (A + ou BG-11).
- Sceller chaque ballon avec un bouchon de mousse perméable de gaz et couvrir le cou de la bonde et la fiole de mousse d’aluminium.
- Étiquette et stériliser les fioles à 121 ° C et 100 kPa pendant 25 min. permettent les fioles à refroidir à température ambiante.
- Préparer une hotte à flux laminaire en stérilisant la surface avec de l’alcool 70 %.
- Recueillir une boucle de l’inoculation de fil, un bec Bunsen, le flacon de milieu liquide refroidi 50 mL (de l’étape 1.2.5) et la culture de l’inoculation (à l’étape 1.1). Placer ces éléments dans la hotte à flux stérilisé.
- Stériliser la boucle inoculation brièvement à l’aide de la flamme d’un bec Bunsen et laissez-le refroidir.
- Faites glisser la boucle cool le long de la surface de la culture de l’inoculation pour prélever des cellules de cyanobactéries.
- Enlever le bouchon de mousse et d’aluminium du flacon de 250 mL (sans toucher le bouchon de mousse) et stériliser le rebord de l’erlenmeyer en le faisant passer brièvement par le biais de la flamme.
- Incliner le ballon donc les médias sont près de l’encolure du flacon et insérer la boucle de l’inoculation recouverte de cellules dans le ballon. Une fois que la boucle est immergée dans les médias, remuer la boucle de l’inoculation pour supprimer les cellules.
- Supprimer la boucle de l’inoculation et re-stériliser le rebord du flacon à l’aide de la flamme du bec Bunsen.
- Remplacer le bouchon de mousse et d’aluminium dans l’erlenmeyer (sans toucher le bouchon de mousse).
- Stériliser l’Anse à inoculation brièvement dans la flamme du bec Bunsen.
- Préparez une pièce de croissance (appelée la chambre de croissance) où la température est maintenue à 30 ° C15,18 et intensité lumineuse est de 30 à 50 µmol photons m-2 s-1,15,18 . Humidité n’est pas activement contrôlée.
- Permettre la culture inoculés 50 mL à incuber en secouant à 150 tr/min dans la chambre de croissance, avec une température maintenue de 30 ° C. Garder la bouche du ballon couvert pendant l’agitation pour contrôler les pertes par évaporation et éviter la contamination.
- Permettent la culture de cyanobactéries à cultiver pendant 96 h. Une culture réussie devrait apparaître vert vif et ont une densité optique (do) à 750 nm de 0,4 à 0,6.
- Une fois que la culture s’est développée suffisamment, placer la culture de 50 mL et la fiole de 1 litre contenant 400 mL de milieu liquide (de l’étape 1.2.5) dans la hotte à flux laminaire. S’assurer que la hotte est stérilisé suivant étape 1.2.6.
- Répétez l’étape 1.2.10 pour les deux ballons dans une hotte à flux laminaire.
- Versez la culture de 50 mL dans les 400 mL de médias dans le flacon de 1 L et re-stériliser la lèvre de la fiole de 1 L à l’aide de la flamme du bec Bunsen.
- À la place le bouchon de la bonde et la feuille de mousse, attacher un appareil bouillonnement stérile consistant en un bouchon de mousse, tube en plastique, pipette, filtre en ligne et déjouer la couverture jusqu'à l’embouchure du ballon.
- Agiter le flacon de 1 L à 150 tr/min à 30 ° C avec l’appareil de barboteur attaché à une pompe à air, qui fait circuler un mélange de l’air humidifié par le biais de la solution15,18 à 300 mL/min.
- Permettent la culture de se développer au sein de la chambre de croissance à 30 ° C pendant 120 – 168 h. Une culture réussie devrait apparaître vert vif et ont une OD750 nm de 0,4 à 0,6.
- Répétez l’étape 1.2 pour produire une culture de contrôle, ce qui ne va pas être mélangée avec l’argile.
- Expériences utilisant la biomasse morte nécessitent une étape supplémentaire. Stériliser le flacon de 1 L la culture pendant 60 min à 121 ° C et laisser refroidir à température ambiante.
2. expérimental mis en place
- Placez un récipient acrylique rectangulaire (longueur 20 cm), largeur 5,1 cm et hauteur de 30 cm devant une banque des lampes fluorescentes (neuf ampoules T8, au moins 2 600 lumens ; La figure 1) 19.
- Placez une feuille de plastique translucide, blanche entre la Banque de lumières et le réservoir de diffuser la lumière, qui brille à travers le réservoir. Cette configuration est une adaptation de Sutherland et al. 19
- Mark le réservoir acrylique à une hauteur de 10 cm, mesurée verticalement à partir de la base. Toutes les mesures doivent être effectuées à cette hauteur dans la colonne d’eau pour assurer la cohérence de tout prélèvement.
- Placez une caméra sur un trépied, 1 mètre en avant du réservoir pour enregistrer chaque expérience. Une caméra vidéo est recommandée car les images peuvent être extraites des fichiers vidéo, et en utilisant le logiciel de modélisation mathématique, les fichiers vidéo peuvent être utilisés pour modéliser la décantation dynamique19.
- Placez un tissu noir sur la Banque léger, réservoir et caméra pour protéger l’expérience de sources de lumière à l’extérieur (Figure 1).
3. floculation protocole expérimental
- Percevoir la culture de 400 mL (étape 1.2), une grande éprouvette graduée et 600 mL de milieux de croissance supplémentaire dans un ballon jaugé de 1 L (étape 1.2.5).
- Diluer la culture de 400 mL (concentration de cellules initiales de 4 à 6 mg/mL) avec les milieux de croissance supplémentaires (A + ou BG-11) pour un volume final de 1 L à l’aide de l’éprouvette graduée. Ajouter cette solution dans le réservoir acrylique.
- Préparer 2 mL microtubes en étiquetage et en les plaçant dans un emplacement idéal près du réservoir acrylique. Mesure 50 g d’argile pour l’expérience.
- Lancer l’enregistrement vidéo. Dans le cas d’expériences multiples, un écriteau portant l’identificateur de l’expérience peut être temporairement tenu devant la caméra.
- À l’aide d’une pipette, prélever un échantillon de 1 mL et le placer dans un tube à centrifuger étiquetées. Utilisez cet exemple pour déterminer le nombre de cellule initiale de cyanobactéries en mesurant l’OD750 nm valeurs. Prendre tous les échantillons en trois exemplaires pour garantir des résultats précis.
- Rapidement, verser l’argile (50 g) dans le réservoir avec une agitation vigoureuse à l’aide d’un bâton agitateur pendant 10 à 15 s.
- Démarrer le compte à rebours et prendre l’échantillon initial de 1 mL pour Chl une détermination à l’aide d’une pipette P1000 (échantillon temps0).
- Prélever des échantillons supplémentaires à des intervalles de temps appropriés (par exemple1 min, 2 min, 3 min, 4 min, 5 min, 10 min, 15 min, 30 min, 60 min, min 180 et 240 min).
- Une fois l’expérience est terminée, enregistrez le fichier vidéo, éteignez le caméscope et traiter tous les échantillons de Chl détermination (étape 4) .
- Le reste de la solution argileux/cyanobactéries d’autoclave. Selon les espèces de cyanobactéries, les règlements locaux et laboratoire politique, jeter la solution à l’aide de méthodes appropriées. Nettoyer le réservoir avec du savon et l’eau, rincer à l’eau distillée, et sécher à l’air il.
- Préparer une expérience de contrôle avec aucune argile ajouté. Prélever des échantillons sur les mêmes points de temps. Ces données peuvent être comparées aux autres données expérimentales afin de confirmer que les taux de sédimentation sont renforcés en raison de la floculation avec de l’argile, pas un résultat de décantation naturelle.
- Si la biomasse morte est utilisée pendant l’expérience, utiliser la même procédure expérimentale. Toutefois, la procédure d’élimination de la solution ne nécessite pas de passage à l’autoclave.
4. traitement et évaluation de l’échantillon
- Déterminer une concentration de Chl dans chaque échantillon de cellules à l’aide d’une procédure de modification du Owttrim16. Une fois collectés, les cellules de chaque échantillon pendant 3 min à 13 000 x g , en utilisant une micro-centrifugeuse à température ambiante a granulé.
- Retirez les supports excès à l’aide d’une pipette P1000 et ajouter 1 mL de méthanol à 100 % (20 ° C). Vortex de l’échantillon à pleine vitesse pendant 1 minute remettre en suspension le culot cellulaire.
ATTENTION : Le méthanol est toxique et inflammable. Porter des gants et des lunettes de sécurité et éloigner les sources d’inflammation de méthanol. - Incuber les échantillons à-20 ° C pendant 24 heures afin de faciliter l’extraction de la Chl a.
- Après incubation, les débris cellulaires de granule, tel que décrit dans la 4.1, transférer le surnageant vert dans une cuvette à l’aide d’une pipette et placez la cuve dans le spectrophotomètre. Laisser l’échantillon pour se reposer dans le spectrophotomètre pendant 1 min pour que n’importe quel argile restant au sein de l’échantillon s’installe et n’interfère pas avec la mesure.
- Déterminer une concentration de Chl par spectrophotométrie en mesurant l’absorbance à 665 nm et 652 nm et OD à 750 nm. La LCH une concentration est déterminée à l’aide de la formule Chl a = 16.29 x (un665 - OD750) - 8,54 x (un652 - OD750) 20. Une concentration de CHL est utilisée comme un proxy pour la concentration cellulaire. En outre, un facteur de conversion de 7,4 x 1010 cellules/L = 10 g/L21 peut être utilisé pour calculer la concentration cellulaire en grammes de certaines espèces de cyanobactéries.
- Terrain de Chl a les valeurs calculées par rapport au temps.
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Representative Results
Lorsqu’il est exposé à l’argile, cellules de cyanobactéries sont présentées sur suspension22. Cela est illustré dans les résultats représentatifs donnés ici. Pour déterminer l’effet de l’argile sur les populations de cyanobactéries et d’observer la sédimentation taux, deux expériences ont été menées au cours de laquelle les Synechococcus et Synechocystis ont été exposés à l’argile de kaolin de 50 g/L (tableau 5-6, Figure 2-3). Cultures de cyanobactéries ont été cultivés comme décrit à l’étape 1. Par la suite, après la mise en place du réservoir (étape 2), la culture de Synechococcus diluée a été versée dans la cuve et mélangée avec 50 g d’argile de kaolin après l’étape 3. Cela a été répété pour la culture de Synechocystis . Tous les échantillons ont été prélevés à la même position dans le réservoir. Les échantillons ont été traités et les mesures d’OD652 et OD665 ainsi que la valeur une Chl calculée sont donnés pour Synechococcus (tableau 5) et Synechocystis (tableau 6). Ces résultats ont été tracées graphiquement dans les parcelles de ligne et comparés aux résultats des normes afin de déterminer si le taux de sédimentation des mélanges d’argile cyanobacterial était supérieur au taux de sédimentation naturel des cyanobactéries seulement. Ces résultats démontrent que les populations de cyanobactéries ont fait sortir suspension moins de 10 min d’exposition de l’argile (Figure 2-3). La marine Synechococcus ont montré un taux de sédimentation plus rapid que l’eau douce Synechocystis, qui concorde avec l’hypothèse que les cations trivalents (répandu dans le milieu de croissance, qui imite la salinité de l’eau salée) agir comme agent de pontage entre les particules d’argile et les cellules bactériennes, faciliter la floculation et, par conséquent, la sédimentation1.
Il est important de noter que dans la Figure 3, il y a quelques résultats anormalement élevés, plus précisément à données point 2. Il s’agit d’un exemple de traitement des échantillons au cours de laquelle étape 4.4 n’était pas suffisamment suivie et l’échantillon devenue trouble pendant la mesure. Cela produit un résultat artificiellement élevé (Figure 2, données point 2). Un exemple d’images dans les séries chronologiques, extraites d’une vidéo sont fournis dans la Figure 4, adapté de Playter et al. 22. il est important de noter que kaolin (pas de kaolin) a été utilisé dans Playter et al. 22.
Figure 1 : Diagramme explicatif illustrant le montage expérimental. Une caméra vidéo est constituée d’au moins 1 m de l’appareil de réservoir. Le réservoir est rempli avec 1 L de cyanobactéries et de milieux liquides. Lumières illuminent le réservoir par derrière et la lumière est dispersée par un film translucide. Cet ensemble vers le haut est recouvert de tissu noir pour éliminer les sources de lumière supplémentaires. Ce chiffre a été modifié par Sutherland et al. 19. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Chl une concentrations calculées à partir de l’OD les valeurs indiquées au tableau 1. Ces valeurs sont comprises entre un Synechococcus /mélange de kaolin (jaune). Comparaison avec le Chl une concentration de Synechococcus seulement (bleu) montre un taux de sédimentation accrue pour le mélange d’argile cyanobacterial. Ce chiffre a été modifié par Playter et al. 22. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3: Chl a concentrations calculées à partir des valeurs OD indiquées dans le tableau 2. Ces valeurs sont comprises entre Synechocystis /mélange de kaolin (jaune). Comparaison avec le Chl une concentration pour Synechocystis seulement (bleu) montre un taux de sédimentation accrue pour le mélange d’argile cyanobacterial. Ce chiffre a été modifié par Playter et al. 22. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Évolution temporelle représentatif de Synechococcus-dépôts de la kaolinite. Ces clichés sont extraites de la vidéo enregistrée à intervalles de temps discrets (1 min). Ce chiffre a été modifié par Playter et al. 22. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Pour 1 litre |
| 18 g de NaCl |
| 0,6 g de KCl |
| 1 g NaNO3 |
| 5 g MgSO4 ∙ 7 H2O |
| 1 mL KH2PO4 |
| 7,2 mL CaCl2 |
| ΜL 161 Na2EDTA |
| 1 mL FeCl3 ∙ 6 H2O |
| 10 mL de Tris HCl, pH 8.2 |
| 1 mL P1 métaux stock * |
Tableau 1 : recette pour les médias A + 14 . Voir tableau 2 pour la composition du stock de métaux P1. Cette recette produit 1 L de médias.
| Pour les actions en métal P1 1 L |
| 34,26 g H3BO3 |
| 4,32 g MnCl2 ∙ H2O |
| g 0,315 ZnCl |
| 0,03 g MoO3 (85 %) |
| 0,003 g CuSO4 ∙ 5 H2O |
| g 0,01215 CoCl2 ∙ 6 H2O |
Tableau 2 : Recette pour P1 métaux stock requis pour les médias A +.
| Pour 1 litre |
| 10 mL NaNO3 |
| mL 1 K2HPO4 |
| 1 mL MgSO47 H2O |
| mL 1 CaCl2 2 H2O |
| 1 mL d’acide citrique H2O |
| 1 mL de Citrate d’Ammonium ferrique |
| 1 mL DiNaEDTA |
| 1 mL Na2CO3 |
| 1 mL A5 micro-éléments * |
Tableau 3 : recette pour BG-11 médias 16 . Voir le tableau 4 pour la composition de micro-éléments A5. Cette recette produit 1 L de médias.
| Pour 1 litre de solution mère |
| 2,86 g H3BO3 |
| 1,81 g MnCl2 4 H2O |
| 0,222 g ZnSO4 7 H2O |
| 0,390 g Na2MoO4 2 H2O |
| g 0,079 CuSO4 H 52O |
| 0,40 g CoCl2 6 H2O |
Tableau 4 : Recette pour A5 micro-élément stock requis pour BG-11 médias.
| Temps d’échantillonnage (min) | OD 665 nm | OD 652 nm | CHL a (mg/mL) |
| -1 | 0,563 | 0,373 | 5.986 |
| 0 | 0,428 | 0,33 | 4.154 |
| 5 | 0,112 | 0,046 | 1,432 |
| 10 | 0,024 | 0,036 | 0,084 |
| 15 | 0,027 | 0.025 | 0,226 |
| 30 | 0,007 | 0,002 | 0,097 |
| 60 | 0 | 0,061 | 0,000 |
| 120 | 0,007 | 0,061 | 0,000 |
| 180 | 0,005 | 0,012 | 0,000 |
| 240 | 0,005 | 0,012 | 0,000 |
Tableau 5 : OD 665 et OD 652 mesures pour Synechococcus en présence de l’argile de kaolin de 50 g/L. CHL a valeurs sont calculées à l’aide de la formule à l’étape 4.4. Notez que les échantillons t6 et t7 sont manquants. Il s’agit d’un exemple de ne pas observer un intervalle d’échantillonnage uniforme selon le protocole de prélèvement de cellules. Pour le standard, les données proviennent du Playter, et al. (2017) 2.
| Temps d’échantillonnage (min) | OD 665 nm | OD 652 nm | CHL a (mg/mL) |
| -1 | 0,384 | 0,345 | 3.309 |
| 0 | 1.863 | 1.739 | 15.497 |
| 5 | 0,64 | 0.528 | 5.916 |
| 10 | 0,217 | 0,216 | 1,690 |
| 15 | 0,104 | 0,089 | 0,934 |
| 30 | 0,126 | 0,169 | 0,609 |
| 60 | 0.424 | 0,402 | 3.474 |
| 90 | 0,115 | 0,048 | 1,463 |
| 120 | 0,016 | 0,007 | 0,201 |
| 180 | 0,012 | 0,004 | 0,161 |
| 240 | 0,011 | 0,005 | 0,136 |
Tableau 6 : OD 665 et OD 652 mesures pour Synechocystis en présence de l’argile de kaolin de 50 g/L. CHL a valeurs sont calculées selon la formule prévue à l’étape 4.4.
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Discussion
Floculation catalysée par l’interaction cellule-argile cyanobacterial a attiré beaucoup d’intérêt dans les domaines de l’écologie et l’ingénierie2,3,4,5,6,7 ,8,9,10,11,12, cependant, l’étude de ces interactions dans le but de la modélisation de la déposition de sédimentaires dépôts (telles que les schistes) est relativement nouveau. La visualisation de ce processus, dans ce cas pour les applications sédimentologiques, n’a été signalée. Dans les études antérieures de floculation, ces interactions ont été étudiées par mélange d’argile et cyanobactéries dans les pots, tubes à essai, ou gobelets et l’échantillonnage à temps discret intervalles9,11,12, 26 , afin de déterminer les changements dans la concentration cellulaire à travers le temps. Ces études ont mesuré la concentration de cellules de cyanobactéries de différentes manières. Par exemple, les populations de cellules de cyanobactéries échantillonnés ont été mesurées en comptant à l’aide d’un microscope9,11,12,26. Par rapport à la concentration de la cellule initiale, l’efficacité d’élimination peut être calculé9,11,12,26. Dans une étude distincte, après avoir laissé le mélange argile/cellule à régler, le fluide (t.-n.), le sédiment sédentarisés cellule/argile a été échantillonné et analysé pour fluorescence estimer le nombre de cellules restantes en suspension3. Mesures de Chl a directement à partir des échantillons d’eau colonne ont également été utilisées pour calculer la concentration de cellules8,10.
En revanche, notre méthodologie représentent les cellules en suspension dans le temps, s’appuyant sur la méthodologie de le Sengco, et al. 4 en prenant des mesures à certains moments durant tout le processus et l’appariement de ces intervalles de temps avec l’imagerie vidéo en temps réel. En comparaison avec d’autres protocoles expérimentaux impliquant la décantation d’argile en présence de floculants anioniques, utilisant biologiques (algues ou cyanobactéries) ou floculants non biologiques (agents floculants synthétiques), notre analyse diffère sur de nombreux chefs d’accusation. Tout d’abord, notre étude implique l’utilisation d’une espèce marine coccoïde de cyanobactéries, tandis que de nombreuses autres études impliquent des espèces d’eau douce ou les espèces qui produisent des polysaccharides extracellulaires substances5,23,24 , 25. en outre, notre étude implique l’utilisation d’un réservoir standard, dans lequel la solution reste statique. Cela contraste avec les études effectuées à l’aide de tubes à essai ou cylindres3,12,14 ou flume réservoirs, où l’écoulement du fluide est une variable d’intérêt6,7. La nature statique de notre méthode expérimentale permet la mesure des taux de référence de sédimentation, où venait n’est pas conservés en suspension par un écoulement turbulent. De plus, utilise un réservoir au lieu d’un tube à essai, jar ou bécher, permet meilleure visualisation des dépôts qui en résultent à cause des côtés du réservoir plat ; les images vidéo montrent sans distorsions causées par les courbes et la lumière est répartie. En troisième lieu, la méthodologie décrite dans les présentes mesures taux de floculation à court (intervalles de 2 min) et long terme de (intervalles de heures) ; en outre, les images peuvent être compilées aux échelles de secondes ou minutes, ce qui permet tant la visualisation du processus et une mesure supplémentaire du taux de sédimentation. La plupart des études mesure floculation tarifs plus la moitié d’heure pleine intervalles5,6,23,25 ou simplement mesure le nombre final de cellules à gauche en suspension après une seule fois en évidence (2 – 2,5 h)9,24, bien que certaines études9 ont mesuré les changements dans la cellule ou Chl une concentration sur des intervalles de 2 minutes. L’intervalle d’échantillonnage choisie est essentiel, que floculation peut survenir rapidement (dans les 5 à 10 min)22. Enfin, des grandes forces de notre méthodologie sont qu’il produit des images en temps réel du processus de floculation, non pas simplement des agrégats produites (e.g., Avnimelech et al., 1982)24. Avoir deux lignes de données, la concentration cellulaire de preuve visuelle et d’échantillonnage, renforce la fiabilité des résultats et prend en charge les conclusions robustes.
Adaptée à la mesure des taux d’argile et de cyanobactéries, de notre protocole de floculation exige diligence en ce qui concerne l’emplacement de l’échantillonnage dans le réservoir. La même zone de la cuve (x, y, z) doit être échantillonnée à chaque fois ou les résultats de l’échantillon peuvent devenir biaisés. Aussi il faut permettre à toutes les particules se déposent avant OD sont effectuées. Étapes critiques comprennent : i) en utilisant un intervalle d’échantillonnage approprié qui reste cohérent pour toutes les expériences et ii) de veiller à ce que la pastille d’argile/cyanobactéries est suffisamment cassée après l’addition de méthanol pour assurer l’extraction adéquate de chlorophylle des cellules.
La technique décrite ici est également limitée à la modélisation de floculation dans des conditions totalement oxygénées. L’appareil expérimental et la procédure devrait être modifié afin de modéliser une colonne d’eau stratifiées avec les eaux de fond anoxique.
Dans le contexte sédimentologique, cette méthode a le potentiel pour être appliquée à la modélisation des dépôts d’argile différents rapports ou des matériels biologiques afin de comprendre les aspects tels que les changements en matière organique et la salinité de l’entrée fluviale. De plus, les sédiments produites à l’aide de cette méthode peuvent être utilisés pour étudier l’impact de la tempête potentiel remaniement sur floc-cohérence par remixer ou d’agitation. En associant une mesure directe de la concentration de cellules de cyanobactéries avec des images visuelles, ce protocole transcende les applications traditionnelles des processus de floculation de cyanobactéries/argile et permet ces processus à appliquer aux sédimentologiques modélisation de l’enregistrement de la roche.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs remercient financement par les Sciences naturelles et en génie conseil de recherches (05448, 165831 et 213411).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| cyanobacteria (in this study: Synechococcus sp. PCC 7002 and Synechocystis sp. PCC 6803) | Pasteur Culture Collection | PCC 7002 or PCC 6803 | used to inoculate the plates |
| agar | Thermo Scientific | CM0003 | used to fill two petri dishes |
| Petri plates (standard bacteriology, 100 x 15 mm) | Sarstedt | 82.1473.001 | 2 required |
| 1 L heat resistant Erlenmeyer flask | Pyrex | 4980-125 | 1 required |
| 250 mL heat resistant Erlenmeyer flask | Pyrex | 4980-250 | 1 required |
| Nichrome inoculating loop with handle | Fisher Scientific | 14-956-103 | 1 required |
| tinfoil | Reynolds Wrap Aluminum Foil | 89079-067 | 50 cm required; used to cover foam stopper and neck of erlenmeyer flasks |
| growth media (e.g. A+) | 1050 mL required; produced using composition described in tables 1-4 | ||
| Bunsen Burner | Fisher Scientific | S95941 | 1 required |
| plastic tubing | Fisher Scientific | S504591 | 1 m required; used to create the bubbling apparatus |
| sponge stopper | Jaece Industries Inc | 14-127-40E | 1 required; hole made in center for pipette; used for constructin the bubbling apparatus |
| acrylic sheet | Home Depot | Optix clear acrylic sheet model # MC-102S | 1 required; used to construct acrylic tank (20 x 30 x 5.1 cm) |
| clear waterproof silicone adhesive | Home Depot | Loctite clear silicone model # 908570 | 1 required; used to construct acrylic tank (20 x 30 x 5.1 cm) |
| camera or video recorder | Panasonic | HC-V770 HD camcorder | 1 required |
| tripod | Magnus | VT-300 | 1 required |
| black cloth | primomart | EAN 0726670162199; Part number 680254blacknappedfr | 1 required; duvetyne light block-out cloth; approximatly 152 x 213 cm to cover tank experiment |
| heat resistant serological pipet | corning incorporated C708510 | 13-671-101G | 1 required; used to create the bubbling apparatus |
| sample vials | Dynalon | S30467 | at least 12 (will vary with time interval chosen) |
| heat resistant glass pipette | Fisher Scientific | Corning Incorporated C708510, 13-671-101G | 1 required; used to create the bubbling apparatus; Polystyrene serological pipet would also work, but should be connected to the tubing and stopper after the rest of the apparatus is autoclaved. |
| microcentrifuge | Eppendorf | 22 62 120-3 | 1 required;Comparable products may be used if capable of centrifuging 1.5 -2 mL microfuge tubes at 13,000 x g |
| vortex machine (Vortex-Genie 2) | Scientific Industries, Inc | SI-0236 | 1 required |
| 100% methanol | Fisher Scientific | A412-500 SDS | at least 12 mL (1mL per sample) required; Caution: Flammable, toxic. Wear gloves and safety glasses. Do not use or store near ignition source. Alternate sources may be used. |
| cuvettes (1.6 mL, polystyrene) | Sarstedt | 67.742 | at least 12 required |
| spectrophotometer | Fisher Scientific | 222-271600 | 1 required; Pharmacia Biotech Novaspec ll could also be used. |
| light bulbs | Home Depot | model # 451807; internet #205477895; store SKU #1001061538 | 6-8 bulbs required to provide light for the tank experiments |
| pipette (Pipetman Classic P1000 | Gilson | F123602 | used to collect samples |
| 37 % Hydrochloric acid | Sigma-Aldrich | 258148 | Caution: Corrosive and toxic. Wear lab coat, safety glasses and acid-resistant gloves while using. Prepared to 4 N before use by dilution into deionized water in a chemical fumehood. |
| Foam stopper (small) | Canlab | T 1385 | |
| Foam stopper (large) | Canlab | T 1387 | Requires some intact stoppers and some with a single hole through the centre |
| 30 °C incubator/growth room with continuous illumination | 1 required | ||
| 70 % Ethanol | Fisher Scientific | BP8201500 | 30 mL required;Caution: Toxic and flammable. Wear lab coat and safety glasses |
| hydrophobic air filter (Midisart 2000, 0.2 µm) | Sartorius | 17805 | 1 required |
| clay (e.g. kaolin) | Fisher Scientific | MFCD00062311 | at least 50 g required |
| microfuge tubes (2 mL, polypropylene) | Sarstedt | 72.695.500 | Comparable products may be used. At least 12 (will vary with time interval chosen) |
| 1000 µL pipet tips | Sarstedt | 70.762 | 1 required |
References
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