Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Доклиническая модель сердечного донорства после смерти от кровообращения

7.7K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/59789

⸱

2 августа 2019 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centre de recherche du Centre Hospitalier de l'Université de Montréal (CRCHUM), 2Deparment of pharmacology and physiology, Faculty of Medicine, Université de Montréal, 3Division of Cardiovascular Surgery, Toronto General Hospital, University Health Network, 4Department of surgery, Faculty of Medicine, Université de Montréal

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол показывает простой и гибкий подход к оценке новых кондиционирующих агентов или стратегий для повышения осуществимости сердечного донорства после смерти кровообращения.

Аннотация

Спрос на пересадку сердца растет; тем не менее доступность органов ограничена из-за нехватки подходящих доноров. Донорство органов после смерти кровообращения (DCD) является решением для решения этой ограниченной доступности, но из-за периода длительной теплой ишемии и риск повреждения тканей, его регулярное использование в трансплантации сердца редко видели. В этой рукописи мы предоставляем подробный протокол, тесно имитирующий современные клинические практики в контексте DCD с непрерывным мониторингом функции сердца, что позволяет оценить новые кардиопротекторные стратегии и вмешательства, чтобы уменьшить ишемия-реперфузионная травма.

В этой модели, протокол DCD инициируется в анестезируется Льюис крыс, остановив вентиляцию, чтобы вызвать кровообращение смерти. Когда систолическое кровяное давление опускается ниже 30 мм рт. 00, инициируется теплое ишемическое время. После предустановленного теплого ишемического периода сердца промывают сяртом кардиоплегический раствор, закупаются и устанавливаются на систему перфузии сердца Langendorff ex vivo. После 10 минут первоначального реперфузии и стабилизации, восстановление сердца постоянно оценивается в течение 60 минут с помощью внутривенного мониторинга давления. Травма сердца оценивается путем измерения сердечного тропонина T и размер инфаркта количественно гистологического окрашивания. Теплое ишемическое время можно модулировать и адаптировать для разработки желаемого количества структурных и функциональных повреждений. Этот простой протокол позволяет оценить различные кардиопротекторные стратегии кондиционирования, введенные в момент кардиоплегии, начального реперфузии и/или во время перфузии ex vivo. Выводы, полученные из этого протокола, могут быть воспроизведены в больших моделях, облегчающих клинический перевод.

Введение

Твердая трансплантация органов в целом и пересадка сердца,в частности, находятся на подъеме во всем мире 1,2. Стандартным методом закупки органов является донорство после смерти мозга (DBD). Учитывая строгие критерии включения DBD, менее 40%предлагаемых сердец принимаются 3, тем самым ограничивая предложение в условиях растущего спроса и расширения списка ожидания органа. Для решения этой проблемы, использование органов, пожертвованных после смерти кровообращения (DCD) считается потенциальным решением4.

В DCD доноров, однако, агональный этап после отмены ухода и период незащищенной теплой ишемии до реанимации неизбежны5. Потенциальная травма органа после смерти кровообращения может привести к дисфункции органов, объясняя нежелание регулярно принимать DCD трансплантации сердца. Сообщается, что только 4 центра используют DCD сердца клинически, с строгими критериями, которые включают в себя очень короткие теплые времена ишемии и молодых доноров без хронических патологий6,7. По этическим и юридическим причинам, ограниченные или не кардиопротекторные вмешательства могут быть применены к донорам до смерти кровообращения5,8,9. Таким образом, любое смягчение, чтобы облегчить ишемию реперфузии (ИК) травмы ограничивается кардиопротекторных терапии, начатой во время раннего реперфузии с кардиоплегическими решениями, и не позволяют для надлежащей функциональной оценки. Ex vivo перфузии сердца (EVHP) и восстановление сердца DCD с использованием специальных платформ была предложена в качестве альтернативного решения и изучены различными учеными10,11,12,13 . EVHP предлагает уникальную возможность доставить пост-кондиционирования агентов DCD сердца для улучшения функционального восстановления. Однако для эффективного клинического перевода многие технические и практические вопросы еще предстоит решить, и это еще больше усугубляется отсутствием консенсуса по целому ряду перфузии и функциональных критериев для определения трансплантируемости6, 8.

В этом мы сообщаем о разработке воспроизводимого доклинического протокола DCD с первичным малым животным в сочетании с системой перфузии сердца ex vivo, которая может быть использована для исследования органов после кондиционирования, начатого во время закупок, во время первоначального реперфузии, и /или по всему EVHP.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все протоколы по уходу за животными и экспериментальные протоколы соответствовали Руководству по уходу и использованию лабораторных животных и были одобрены институциональным комитетом по уходу за животными и использованию Центра Hospitalier de l'Universit' de Montr'al Research Center.

1. Предварительная подготовка

  1. Включите водяную ванну, чтобы нагреть систему доставки кардиоплегии(рисунок 1A)и систему перфузии Ex vivo Langendorff (рисунок1B). Установите температуру воды до 38,5 градусов по Цельсию при температуре раствора 37 градусов по Цельсию. Настройка фотографии можно увидеть в дополнительной рисунок 1A, B.
  2. Приготовьте 1 л кардиоплегического раствора. Добавьте 1 мл 2% гидрохлорида лидокаина и 10 мл 2 мм ККл (окончательная концентрация 20 мМ) к 1 л плазменно-лита А (140 мМ Н, 5 мМ К, 1,5 мм Мм Мг, 98 мм Хл, 27 мм ацетата, 23 мм глюконата). Правильный рН до 7,4 с помощью 6 N HCl.
    ПРЕДЕКТО: Эта модель очень чувствительна к рН. Неправильная коррекция рН (вне физиологического диапазона 7,3-7,4) или нестабильные растворы pH могут поставить под угрозу эксперимент или предоставить ненадежные данные.
  3. Подготовьте 4 l решения Krebs (113 мм NaCl, 4,5 мм KCl, 1,6 мМ2PO4, 1,25 мм CaCl2, 1 мМ ММ МГКл26H2O, 5,5 мМ D-Глюкоза, 25 мм NaHCO3). Массы субстрата на 1 л раствора должны быть следующими: 6,1 г NaCl, 0,3355 г KCl, 0,2035 г MgCl2No6H2O, 0,192 г2PO4, 0,1387 г CaCl2, 0,99 г D-Глюкозы, 2,1 г NaHCO3 , окончательный объем 1 л в ультрачистой деионизированной воде. Добавить NaHCO 3 последнее, чтобы избежать осадков. Отфильтруйте раствор с помощью фильтра 0,22 мкм и храните его на ночь. Исправить рН до 7,4, когда решение находится на 37 градусов по Цельсию и пузырь с 5% CO2/95% O2.
  4. Заполните схему Langendorff раствором Krebs и запустите системный насос. Убедитесь, что пузырьки не остаются внутри трубки. Отрегулируйте скорость перистальтической насоса до 80 об/мин (эквивалент 1 л/мин). Используя двухсторонний стоп петух, настроить поток для поддержания медленного капельного через аорты канюли, пока сердце не прилагается(Рисунок 1B). Держите образец раствора Кребса (15 мл) в конической трубке 50 мл на льду для транспортировки сердца.
  5. Заполните систему доставки кардиоплегии кардиоплегическим раствором. После того, как пузыри удаляются, переключите схему на солин с помощью 3-способа остановить петух(рисунок 1A). Отрегулируйте скорость капельного произвока. Солин должен медленно капать с кончика катетера, чтобы гарантировать, что ни один кардиоплегический раствор не вводится до смерти животного.

2. Подготовка животных

  1. Используя ингаляционную камеру, индуцировать анестезию с 3% изолюран. После того, как животное не реагирует, выполнить интраперитонеальной инъекции кетамина (75 мг/кг) и ксилазин (5 мг/кг) или аналогично подходящий анестезии, в соответствии с местными правилами, для поддержания анестезии для остальной части процедуры. Обеспечьте глубину анестезии без реакции на щепотку и пальпебральный рефлекс.
  2. Интубировать животное с помощью 14 G, 2-дюймовый катетер I.V. Начало вентиляции при 50 вдохах на мин, при этом давление в дыхательных спуске ограничено 20 см2О.
  3. Поместите животное на грелку, установленную на "среднюю" и накройте абсорбирующим колодкой для поддержания температуры тела. Вставьте ректальный зонд температуры и прикрепите датчик предермального импульса оксиметра к одной из ног. Поддерживайте ректальную температуру при температуре 37 градусов по Цельсию на протяжении всей процедуры.
  4. Сосудистый доступ
    1. Сделайте разрез кожи средней линии от 3 до 4 см в шее ножницами. Используя тупые кончики изогнутых ножницами, тупо вскрыть подкожную ткань и разоблачить правую стерноиоидную мышцу. Использование не травматических щипцов, двигаться мышцы боковой до правой сонной артерии (пульсирующая), яремной вены (не пульсирующий) и блуждающий нерв (белый) визуально определены(Дополнительная рисунок 2A). Тщательно отделите блуждающий нерв от сонной артерии с помощью тупых кончиков изогнутых ножниц.
    2. Вводят гепарин (2000 МЕ/кг) через правую яремную вену. Применить давление на место инъекции после иглы опрокидки, чтобы избежать утечки крови.
    3. Используя изогнутые щипцы, пройдите два 5-0 шелковых швов вокруг сонной артерии. Твердо прикрепите дистальный шов, чтобы зафиксировать сонную артерию при верхнем аспекте открытой артерии. Держите проксимальный шов развязанным. Тяговая проксимального шва будет использоваться для контроля кровотечения на следующем этапе(Дополнительная рисунок 2B). Расстояние между швами должно составить около 2 см.
    4. Используя стереомикроскоп для лучшей визуализации, тщательно сделайте разрез 1 мм ножницами на передней стенке сонной артерии. Вставьте 22 G, 1-дюймовый закрытый катетер I.V. к аорте арки. Катетер подключен к 2 способ остановки петух, что позволяет подключение к преобразователю давления для постоянного мониторинга, с возможностью введения сосудили или кардиоплегии через систему доставки кардиоплегии (Рисунок 1A).

3. Инициирование сердечного донорства после сердечной смерти (DCD) Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Полную хронологию протокола можно увидеть на рисунке 2.

  1. Re-asses анестезии глубины, выполняя щепотку ног и оценки palpebral рефлекс. Если реакция наблюдается, выполнить интраперитонеальный инъекции кетамина (37,5 мг/кг) и ксилазина (2,5 мг/кг). Переоценить через 5 минут. Если ответа не наблюдается, продолжайте процедуру. Трахеальный зажим должен выполняться только у адекватно обезболиваенных животных.
  2. Выключите вентилятор и extubate животное. Использование комаров щиптем, зажим трахеи. Этот момент рассматривается как начало агональной фазы. Начните считать функциональное теплое ишемическое время (WIT), когда пик систолического кровяного давления падает ниже 30 мм рт. ст., или если появляется асистолия или фибрилляция желудочков, все, что приходит первым (Рисунок 3).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер ущерба должен быть пропорционален WIT. Эксперименты необходимы для оптимизации времени WIT в соответствии с анестезией используется, животное штамм, пол и вес выбран. В контроль животных, сразу же после сонных сосудистых доступ обеспечивается, кардиоплегия вводится и сердце закупается, как описано в следующем шаге (Рисунок 2). Начало перфузии с кардиоплегией считается концом WIT.
  3. В конце WIT, выполнить медиаль стернотомии. Держите грудную клетку открытой с помощью втягивающего втягивающего элемента Alm. Используя ножницы, откройте нижнюю полиа вены и оба предплеции, чтобы избежать разгрузки миокарда или рециркуляции кардиоплегии (дополнительная цифра 3). Зажим аорты над диафрагмой. Через ранее катетеризированную сонотидную артерию, настоять кардиоплегический раствор при постоянном давлении 60 мм рт. ст. с помощью системы доставки кардиоплегии. Давление инфузии можно изменить, изменив высоту водного столба.
  4. В конце кардиоплегического инфузии, вскрыть восходящую проксимальную аорту из легочной артерии с помощью изогнутых щипц(Дополнительная диаграмма 4A). Отрежьте аорту дисталь в левую подклавианальную артерию. Обеспечьте длину аорты не менее 0,5 см для каннулирования для аппарата Langendorff.
  5. Удерживая сердце от аорты, завершить кардиэктомии, отделяя сердце от легочных вен и других грудных структур(Дополнительная рисунок 4B). Быстро погрузите сердце в ледяной раствор Кребса для быстрой транспортировки в систему ex vivo. Держите вскрытие и время транспортировки как можно меньше (5 мин).

4. Ex Vivo сердце перфузии системы (EVHP) и сердечной функциональной оценки

  1. Откройте просвет аорты с помощью щипцы. Побили аорту, заполнив просвет капающим раствором Кребса, чтобы избежать заставить пузырьки в коронарные сосуды. Опустите канюль в аорту, заботясь, чтобы не пройти корень аорты или повреждения аортальных клапан листовок. Исправить установку с небольшим зажимом.
  2. Используя 2-способ стопкок, увеличить поток для поиска возможных утечек в аорте. Если ни один не обнаружен, плотно исправить аорты к канюле с помощью 2-0 шелковый шов. Полностью откройте поток к канюле. Поддержание аортального давления при физиологическом давлении 60-70 мм рт. см (с поправкой на изменение высоты системы). В этот момент инициируется начальное время реперфузии и стабилизации. Давление аорты может быть изменено в соответствии с экспериментальным планом следователя.
  3. Поверните сердце, чтобы основа сердца (атрии) стояла перед датчиком давления. Расширьте левожелудочковое отверстие предсердий, рассекая легочные вены. Вставьте латексный шар, подключенный к датчику давления. Убедитесь, что воздушный шар полностью расположен внутри желудочка путем визуального осмотра. Медленно заполните шарик солевой раствор до конца диастолического давления (EDP) установлен до 15 мм рт. ст. Отрегулируйте по мере необходимости, чтобы сохранить постоянный EDP (предопределенный физиологический EDP). EDP может быть скорректирован в соответствии с экспериментальными целями каждого исследователя.
  4. Вставьте темпэлектрода в переднее лицо сердца (правый желудочковый отток тракта). Избегайте прокалывающих коронарных сосудов. Как только спонтанное избиение наблюдается, инициировать ходить на 300 ударов в минуту. Требуемое напряжение может варьироваться между экспериментами и крысиных штаммов.
  5. После 10 минут стабилизации инициируйте непрерывную внутривенную запись измерения давления. Этот момент считается началом этапа восстановления и оценки (время 0), который будет длиться 1 ч(рисунок 2). Восстановление может быть длительным, но во всех сердцах ожидается временное снижение контрактности.
  6. В начале восстановления, собирать сердечные стоки снижается из сердечных вен в течение 5 минут для базовой оценки коронарного потока и биохимических анализов. Для тропонина T повторить каждые 15 минут (время 0, 15, 30, 45 и 60 мин). Для других анализов необходима индивидуализация времени сбора (Рисунок 2).

5. Конец опыта

  1. Удалить сердце из аппарата Langendorff.
  2. Используя прямое высокоуглеродное стальное лезвие (микротомное лезвие или подобное), удалите основание сердца (включая аорту и легочную артерию).
  3. С правой желудочка лицом вниз, сократить поперечные желудочковые горки 1-2 мм толщиной. В одном репрезентативном разделе (обычно третий) выкрепите правый желудочек и заморозьте левый желудочек. Этот образец может быть использован для биохимического анализа.
  4. Погрузите оставшиеся секции в свежеприготовленный 5%, 2,3,5-трифенил-тетразолий хлорид в коммерческих фосфатных буферных солен овый рН 7,4 в течение 10 мин при 37 градусах Цельсия. Жизнеспособные ткани окрашены в красный кирпич.
  5. Вымойте дважды фосфат буфера соливой рН 7,4 и исправить с 10% формалин на 4 кв к в одночасье. Вымойте дважды с фосфатами буферных солен рН 7,4 и держать каждый ломтик погружен.
  6. Снимите лишнюю жидкость и вескаждого слайда. Возьмите цифровые цветные изображения с обеих сторон. Используйте планиметрические анализы для расчета процента размера инфаркта и правильного для среза и общего веса желудочков. Окраска исчезает со временем. Фотографии должны быть сделаны как можно скорее.

6. Анализ данных

  1. Сохраните все данные о давлении в новом файле на одно животное.
  2. Для анализа давления выберите не менее 200 циклов давления на временные точки. Анализ может быть выполнен в автономном режиме (после завершения эксперимента) с использованием специального программного обеспечения (т.е. LabChart). Общие сердечно-сосудистые параметры доступны включают в себя: Максимальное генерируемое давление, конец диастолического давления, здП/дт (самый крутой склон во время подъема кривой давления, индикатор желудочковой контрактильной способности), -dP/dt (самый крутой склон во время вниз кривой давления, индикатор релакса релакса) среди других.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для анализа тропонина ожидается увеличение высвобождения тропонина при реперфузии. После 1 ч реперфузии в системе EVHP уровень тропонина может снизиться до базового уровня, подчеркивая необходимость тщательного времени в сборе и обработке этих образцов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

После экстубации, кровяное давление быстро падает в предсказуемой картины(Рисунок 3). Ожидаемое время до смерти составляет менее 5 мин.

На рисунке 4 показана средняя кривая давления/времени в начале восстановления после 0, 10 и 15 минут WIT. Со временем функция контрактила улучшится. Использование коротких периодов WIT позволит контрактности вернуться к нормальной жизни, и морфологические повреждения не будут обнаружены

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Представленный здесь протокол вводит простую, удобную и универсальную модель сердечного DCD, предлагающую возможность оценить сердечное функциональное восстановление, повреждение тканей и использование посткондиционирующих кардиопротекторных средств для улучшения восстановления донора сердца в противном случае отбрасываются для трансплантации. Системы перфузии сердца Ex vivo (EVHP) были оптимизированы, чтобы обеспечить платформу для оценки сердечной функции и предложить уникальную возможность доставить и протестировать м...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы не сообщают о непривычной или коммерческой заинтересованности в каком-либо упомянутом продукте или концепции, обсуждаемой в этой статье.

Благодарности

Часть этой работы была поддержана щедрым вкладом Фонда Марселя и Роланда Госселина и Фонда г-на Стефана Фуми. Николя Noiseux является ученым ФРЗ-S.

Авторы хотели бы поблагодарить Джоша Чжуо Ле Хуанга, Габриэль Гаскон, Софию Гиасси и Катрин Скалабрини за поддержку в сборе данных.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,9% хлорид натрия. 1 л мешокраствора электролита Baxterдля промывки в модифицированной системе Лангендорфа.
14 G 2" Внутривенный катетерJelco4098Действует как эндотрахеальная трубка.
2,3,5-Трифенилтетразолия хлоридMilipore-SigmaT8877Vital coloration
22 G 1" Внутривенный катетерBD383532Внутривенный катетер с удлинительной трубкой, облегчающий манипуляции для катетеризации сонной артерии
Adson Dressing Fcp, 4 3/4", SerrSkalar50-3147Дополнительные щипцы для манипуляций с тканями
Alm Самоудерживающийся ретрактор 4x4 Зубы Тупой 2-3/4"Skalar22-9027Тканевый ретрактор, используемый для поддержания грудной клетки в открытом состоянии.
Мостовой усилительADinstrumentsFE221Мостовой усилитель для измерения внутрисонного артериального давления
Кальция хлоридMilipore-SigmaC1016CaCl2 безводный, гранулированный, ≤ 7,0 мм, ≥ 93,0% Состав раствора Кребса
D-(+)-ГлюкозаMilipore-SigmaG8270D-Glucose ≥ 99,5% Часть раствора Кребса
DIN(8) к Одноразовому преобразователю АДADinstrumentsMLAC06Переходной кабель для связи между мостовым усилителем и преобразователем давления
Одноразовый Преобразователь АД (запорный кран)ADinstrumentsMLT0670Преобразователь давления для измерения внутрисонного артериального давления
dPBSGibco14190-144Раствор электролита без кальция или магния.
Повязка для глаз FCP, Str, Serr, 4"Skalar66-2740Дополнительные щипцы для манипуляций с тканями
Раствор формалина, нейтральный буферный, 10%Milipore-SigmaHT501128Фиксирующий раствор
ГрелкаSunbean756-CN
Гепарин натрия 1,000 UI/млSandozДля системной антикоагуляции
Соляная кислота от 36,5 до 38,0% Fisher scientificA144-500Разбавленный 1:1 для коррекции pH
КетаминБимедаАнестетик. 100 мг/мл
LabChartADinstrumentsУправляющее программное обеспечение для полиграфа Powerlab, позволяющее проводить анализы в автономном режиме. Версия 7, с включенными модулями артериального давления и петли PV
Баллон для давления левого желудочкаRadnoti170404In latex. Размер 4.
Лидокаин HCl 2% растворAstraZenecaАнтиаритмический для кардиоплегического раствора
Магния хлорид ACSACP ChemicalsM-0460MgCl2+6H2O ≥ 99,0% Часть решения Krebs
Микродатчик давленияRadnoti159905Микродатчик давления и усилитель подключены к внутрижелудочковому баллону
PacemakerBiotronikReliatySet для генерации импульса каждые 200 мс при частоте сердечных сокращений 300 уд/мин.
pH-метр настольный FisherscientificAE150
Физиологический мониторKent ScientificPhysiosuiteДля непрерывного мониторинга температуры и сатурации грызунов во время процедуры
Плазма-Лит АBaxterиспользуемый в качестве основы для приготовления кардиоплегии
Хлорид калияMilipore-SigmaP4504KCl ≥ 99,0% Состав раствора Кребса
Калия Хлорид 2 мг-экв/млHospiraСостав кардиоплегического раствора
PowerLab 8/30 ПолиграфADinstrumentsЭлектронный полиграф
Шелк 2-0EthiconA305HШовный материал для аппарата Лангендорфа
Шелк 5-0EthiconA302HШовный материал для сонных артерий
Мелкие животные рабочая станция для анестезииHallowell EMC000A2770Аппарат искусственной вентиляции легких для мелких животных
Бикарбонат натрияMilipore-SigmaS5761NaHCO3 ≥ 99,5% Состав раствора Кребса
Sodium ChlorideMilipore-SigmaS7653NaCl ≥ 99,5% Часть раствора Krebs
Гранулы гидроксида натрияACP химикатыS3700Разбавленные до 5 Н (10 г в 50 мл) для коррекции pH
Натрия фосфат одноосновнойMilipore-SigmaS07512PO4 ≥ 99,0% Часть раствора Krebs
Stevens Tenotomy Sciss, Str, Delicate, SH/SH, 4 1/2"Skalar22-1240Маленькие ножницы для раскрытия предсердий и кава
Лезвия для слайсератканей Thomas scientific6727C18Прямые лезвия из углеродистой стали для среза тканей в конце протокола
Туберкулиновый безопасный шприц с иглой 25 G 5/8"CardinalHealth8881511235Для гепарина Инъекции
Ветеринарный набор для общей хирургииSkalar98-1275Хирургические инструменты, включая ножницы для рассечения и зажимы от комаров
Ветеринарный микронаборSkalar98-1311Хирургические инструменты с микроножницами для вскрытия сонной артерии
Рабочая система Сердце Крыса/Морская свинка/КроликRadnoti120101BEZМодульная система рабочего сердца модифицирована под нужды протокола. Включает в себя все необходимые трубки, резервуары и клапаны с водяной рубашкой, в том числе 2 и 3-х ходовой стопорный кран
XylazineBayerSedative. 20 мг/мл
Раствор электролита ,

Ссылки

  1. Gass, A. L., et al. Cardiac Transplantation in the New Era. Cardiology in Review. 23 (4), 182-188 (2015).
  2. von Dossow, V., Costa, J., D'Ovidio, F., Marczin, N. Worldwide trends in heart and lung transplantation: Guarding the most precious gift ever. Best Practice & Research. Clinical Anaesthesiology. 31 (2), 141-152 (2017).
  3. Hornby, K., Ross, H., Keshavjee, S., Rao, V., Shemie, S. D. Non-utilization of hearts and lungs after consent for donation: a Canadian multicentre study. Canadian Journal Of Anaesthesia. 53 (8), 831-837 (2006).
  4. Manyalich, M., Nelson, H., Delmonico, F. L. The need and opportunity for donation after circulatory death worldwide. Current Opinion In Organ Transplantation. 23 (1), 136-141 (2018).
  5. Shemie, S. D., et al. National recommendations for donation after cardiocirculatory death in Canada: Donation after cardiocirculatory death in Canada. CMAJ : Canadian Medical Association Journal. 175 (8), S1(2006).
  6. Page, A., Messer, S., Large, S. R. Heart transplantation from donation after circulatory determined death. Annals of Cardiothoracic Surgery. 7 (1), 75-81 (2018).
  7. Monteagudo Vela, M., Garcia Saez, D., Simon, A. R. Current approaches in retrieval and heart preservation. Annals of Cardiothoracic Surgery. 7 (1), 67-74 (2018).
  8. Dhital, K. K., Chew, H. C., Macdonald, P. S. Donation after circulatory death heart transplantation. Current Opinion In Organ Transplantation. 22 (3), 189-197 (2017).
  9. McNally, S. J., Harrison, E. M., Wigmore, S. J. Ethical considerations in the application of preconditioning to solid organ transplantation. Journal of Medical Ethics. 31 (11), 631-634 (2005).
  10. Rao, V., Feindel, C. M., Weisel, R. D., Boylen, P., Cohen, G. Donor blood perfusion improves myocardial recovery after heart transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 16 (6), 667-673 (1997).
  11. Ramzy, D., et al. Cardiac allograft preservation using donor-shed blood supplemented with L-arginine. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (10), 1665-1672 (2005).
  12. Xin, L., et al. A New Multi-Mode Perfusion System for Ex vivo Heart Perfusion Study. Journal of Medical Systems. 42 (2), 25(2017).
  13. Messer, S., Ardehali, A., Tsui, S. Normothermic donor heart perfusion: current clinical experience and the future. Transplant International. 28 (6), 634-642 (2015).
  14. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia (Fourth Edition). , Academic Press. 77-108 (2016).
  15. Kearns, M. J., et al. A Rodent Model of Cardiac Donation After Circulatory Death and Novel Biomarkers of Cardiac Viability During Ex vivo Heart Perfusion. Transplantation. 101 (8), e231-e239 (2017).
  16. Sandha, J. K., et al. Steroids Limit Myocardial Edema During Ex vivo Perfusion of Hearts Donated After Circulatory Death. The Annals of Thoracic Surgery. 105 (6), 1763-1770 (2018).
  17. Iyer, A., et al. Increasing the tolerance of DCD hearts to warm ischemia by pharmacological postconditioning. American Journal of Transplantation. 14 (8), 1744-1752 (2014).
  18. Sanz, M. N., et al. Cardioprotective reperfusion strategies differentially affect mitochondria:studies in an isolated rat heart model of donation after circulatory death (DCD). American Journal of Transplantation. , (2018).
  19. Van de Wauwer, C., et al. The mode of death in the non-heart-beating donor has an impact on lung graft quality. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (5), 919-926 (2009).
  20. Quader, M., et al. Determination of Optimal Coronary Flow for the Preservation of "Donation after Circulatory Death" in Murine Heart Model. ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs : 1992). 64 (2), 225-231 (2018).
  21. Priebe, H. J. The acute open-chest model. British Journal Of Anaesthesia. 60 (8 Suppl 1), 38-41 (1988).
  22. Narita, M., et al. Cardiac effects of vecuronium and its interaction with autonomic nervous system in isolated perfused canine hearts. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 19 (6), 1000-1008 (1992).
  23. Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex-vivo preservation of donor hearts after circulatory death: a case series. Lancet (London, England). 385 (9987), 2585-2591 (2015).
  24. Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (12), 1443-1452 (2016).
  25. White, C. W., et al. Assessment of donor heart viability during ex vivo heart perfusion. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 93 (10), 893-901 (2015).
  26. Mayr, A., et al. Cardiac troponin T and creatine kinase predict mid-term infarct size and left ventricular function after acute myocardial infarction: a cardiac MR study. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 33 (4), 847-854 (2011).
  27. Remppis, A., et al. Intracellular compartmentation of troponin T: release kinetics after global ischemia and calcium paradox in the isolated perfused rat heart. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 27 (2), 793-803 (1995).
  28. Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. Characterization of the Langendorff Perfused Isolated Mouse Heart Model of Global Ischemia-Reperfusion Injury: Impact of Ischemia and Reperfusion Length on Infarct Size and LDH Release. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).
  29. Dornbierer, M., et al. Early reperfusion hemodynamics predict recovery in rat hearts: a potential approach towards evaluating cardiac grafts from non-heart-beating donors. PloS One. 7 (8), e43642(2012).
  30. Henry, P. D. Positive staircase effect in the rat heart. The American Journal of Physiology. 228 (2), 360-364 (1975).
  31. Markert, M., et al. Evaluation of a method to correct the contractility index LVdP/dt(max) for changes in heart rate. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 66 (2), 98-105 (2012).
  32. Azar, T., Sharp, J., Lawson, D. Heart rates of male and female Sprague-Dawley and spontaneously hypertensive rats housed singly or in groups. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (2), 175-184 (2011).
  33. Bonney, S., Hughes, K., Eckle, T. Anesthetic cardioprotection: the role of adenosine. Current Pharmaceutical Design. 20 (36), 5690-5695 (2014).
  34. Ali, A. A., et al. Rat model of veno-arterial extracorporeal membrane oxygenation. Journal of Translational Medicine. 12, 37(2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

время теплой ишемииex vivo перфузия сердца по Лангендорфумониторинг внутрижелудочкового давленияизмерение уровня сердечного тропонина Тколичественная оценка размера инфарктастратегии кардиопротективного кондиционированиянормотермический кардиоплегический растворнепрерывный мониторинг функции сердцасистема ex vivo перфузии сердца
Доклиническая модель сердечного донорства после смерти от кровообращения
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.