Summary
O objetivo deste estudo é estabelecer e validar um modelo animal para pesquisa nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral testando infarto cerebral e função sensóriomotor após oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) após 1-90 dias em ratos.
Abstract
O objetivo deste estudo foi estabelecer e validar um modelo de isquemia cerebral animal nos estágios de recuperação e sequela. Um modelo de oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) em ratos machos sprague-dawley foi escolhido. Ao alterar o peso do rato (260-330 g), o tipo de parafuso de linha (2636/2838/3040/3043) e o tempo de infarto cerebral (2-3 h), uma pontuação maior de Longa, um volume maior de infarto e uma maior relação de sucesso do modelo foram rastreados usando a pontuação da Longa e manchas ttc. A condição ideal do modelo (300 g, 3040 parafuso de linha, 3 h tempo de infarto cerebral) foi adquirida e utilizada em um período de observação de 1-90 dias após a refusão através da avaliação das funções sensório-motoras e volume infarto. Nestas condições, o teste bilateral da assimetria teve uma diferença significativa de 1 a 90 dias, e o teste grid-walking teve uma diferença significativa de 1 a 60 dias; ambas as diferenças podem ser um teste funcional sensorimotor adequado. Assim, a condição mais adequada de um novo modelo de rato nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral foi encontrada: 300 g de ratos que se submeteram ao MCAO com um parafuso de linha 3040 para um infarto cerebral de 3 h e depois reperfundido. Os testes funcionais sensorimotores apropriados foram um teste bilateral de assimetria e um teste de caminhada em grade.
Introduction
A isquemia cerebral é dividida em três etapas com diferentes indicadores pós-AVC: o estágio agudo (dentro de 1 semana), a fase de recuperação (1 semana a 6 meses) e a fase sequelae (mais de 6 meses). Atualmente, a maioria dos estudos se concentra no estágio agudo da isquemia cerebral por causa de seu efeito significativo e modelos de pesquisa multi-relativos1,2,3. No entanto, os estágios de recuperação e sequelas da isquemia cerebral não podem ser ignorados devido à sua complicação a longo prazo das deficiências. Portanto, o objetivo deste estudo é explorar um modelo animal estável, confiável e relativamente simples para pesquisar os estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral.
Entre os muitos modelos experimentais de isquemia cerebral, usamos oclusão da artéria cerebral média (MCAO) via inserção de parafuso de fio na artéria cerebral média direita (MCA). Este modelo é semelhante ao acidente vascular cerebral humano, que pode produzir maiores volumes de infarto, resultar em muitos distúrbios comportamentais relacionados ao acidente vascular cerebral, e pode permitir a refusão de sangue (R), removendo o parafuso de linha4,5,6. MCAO/R também é considerado o modelo animal padrão-ouro da isquemiacerebral 7. Além disso, a gravidade da lesão cerebral depende do diâmetro e do comprimento de inserção do parafuso de linha, a duração da isquemia cerebral e o peso animal (ratos maiores têm cérebros maiores e vasos cerebrais mais grossos)8. Portanto, alterando o tipo de parafuso de linha, o tempo infarto e o peso do rato, um modelo adequado pode ser encontrado para os estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral em ratos MCAO/R. Para validar o modelo de rato, realizamos um estudo de 1 dia, 35 dias, 60 dias e 90 dias do modelo MCAO/R usando experimentos de coloração TTC e função sensóriomotor (um teste bilateral de assimetria, um teste de caminhada em grade, um teste de rotarod e um teste de corda de elevação).
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Protocol
O procedimento e o uso de indivíduos animais foram aprovados pelo Instituto Nacional de Saúde para o cuidado e uso de animais de laboratório. Este protocolo é ajustado especificamente para os testes de oclusão/refusão da artéria cerebral média (MCAO/R) e função sensóriomotora.
1. Design experimental e agrupamento
- Use um modelo mcao/r de rato para rastrear um método de modelo isquêmico cerebral de rato com lesão cerebral mais grave e maior relação de sucesso do modelo usando a pontuação de Longa e coloração TTC.
- Realize o experimento em ratos sprague-dawley machos pesando 260 a 330 g que têm 7 a 9 semanas de idade. O peso real do rato é de 275 ± 15 g para 275 g, 300 ± 10 g para 300 g, e 320 ± 10 g para 320 g.
- Use os seguintes sete agrupamentos (peso, tipo do parafuso da linha, tempo do infarto): grupo 1 com 15 ratos (275 g, 2636, 2 h); grupo 2 com 15 ratos (275 g, 2636, 3 h); grupo 3 com 15 ratos (275 g, 2838, 2 h); grupo 4 com 15 ratos (275 g, 2838, 3 h); grupo 5 com 13 ratos (300 g, 3040, 3 h); grupo 6 com 10 ratos (320 g, 3040, 3 h); grupo 7 com 13 ratos (300 g, 3043, 3 h).
- Estude o estado de recuperação cerebral por coloração TTC e use testes de função sensóriomotor adequados para indicar os déficits funcionais de longo prazo pelo teste bilateral de assimetria, teste de caminhada em grade, teste de rotarod e teste de corda de elevação após 1, 35, 60, 90 dias de MCAO/R.
- Use ratos sprague-dawley masculinos pesando 300 ± 10 g que são 8-9 semanas de idade.
- Use os seguintes cinco agrupamentos: um grupo de controle (normal) com 20 ratos; um grupo de 1 dia com 16 ratos; um grupo de 35 dias com 16 ratos; um grupo de 60 dias com 17 ratos; e um grupo de 90 dias com 19 ratos.
- Após a pontuação do Longa na etapa 1.1 ou testes funcionais sensóriomotores na etapa 1.2, anestesiar e decapitar todos os ratos para coloração TTC.
2. Estabelecimento de um modelo unilateral mcao/r em ratos9
NOTA: Durante a operação, use os microfóricos suavemente para evitar a quebra do vaso sanguíneo. Evite danos aos nervos e outros vasos sanguíneos no pescoço do rato quando o vaso está isolado. Devem ser tomados cuidados para apresentar técnica asséptica adequada para todos os procedimentos cirúrgicos de sobrevivência. A técnica ilustrada mais tarde no vídeo deve ser praticada através de todo o procedimento.
- Ao longo da cirurgia, manter a temperatura corporal dos ratos em 37,0 ± 0,5 °C em um termostato pequeno animal. Prepare quatro suturas de 6 cm 5-0.
- Defina a taxa de fluxo de oxigênio de uma pequena máquina de anestesia animal (com um dispositivo de tratamento de gás residual) em 0,4-0,6 L/min e a concentração de isoflurano seja de 5%. Coloque o rato na máquina de anestesia.
- Depois que o animal desmaiou, coloque o rato em uma mesa de fixação cirúrgica. Conecte a boca do rato à máscara da máquina de anestesia (a taxa de fluxo de oxigênio permanece inalterada; ajuste a concentração de isoflurano para ser 3%). Confirme que o animal entrou na anestesia profunda observando uma falta de tensão nas extremidades, reflexos da córnea e dor.
- Corrija seus membros para se deitar na mesa de operação com bandagens de papel (ou outras ferramentas).
- Retire o revestimento do pescoço com uma máquina de barbear elétrica e esterilizar com 75% de álcool (iodophor é melhor). Consertar a boca do rato com um gancho.
- Corte 2-3 cm ao longo da forma longitudinal central do pescoço com tesoura oftalmológico.
- Separe a artéria carótida comum. Separe o músculo subcutâneo com fórceps oftálmicos. Use um retrator caseiro para expor totalmente o campo de visão. Depois de separar o músculo anterior da traqueia com fórceps oftalmológicos, separe ao longo do tendão sternocleidomastoide direito até que a artéria carótida comum seja visível.
- Isolar a artéria carótida comum, a artéria carótida externa e a artéria carótida interna com fórceps oftalmológicos. Ligate a artéria carótida comum (nó duro), artéria carótida externa longe do coração (nó duro), e artéria carótida interna (nó solto) com suturas 5-0. Forre a artéria carótida externa perto do fim do coração com suturas 5-0.
- Insira um parafuso de linha. Corte uma pequena abertura na artéria carótida externa usando tesoura oftalmológico e insira suavemente um parafuso de fio. Ligate a sutura da artéria carótida externa que tem sido em nó solto e cortar a artéria carótida externa.
- Solte o nó solto da artéria carótida interna e continue inserindo o parafuso de fio até o início da artéria cerebral média (sutura marcada). Em seguida, cortar o parafuso de linha exposta.
- Após o tempo isquêmico é atingido (2-3 h), corrigir a fratura da artéria carótida externa com um microforceps, e gentilmente retirar o parafuso de linha com outro microforceps. Quando a extremidade dianteira do parafuso da linha é retirada completamente da artéria carótida interna, ligate a artéria carótida externa que foi alinhada com suturas 5-0, e retire então o parafuso da linha completamente.
- Solte a artéria carótida comum, e daub ~ 50.000 U de pó de sódio de penicilina na superfície da ferida para evitar a infecção. Sutura músculos subcutâneos e pele com 4 suturas.
- Dê ~ 0,2 mL de sosselo estéril para o rato por via oral usando uma seringa de 1 mL (injeção de SQ-PEN é melhor) para evitar a escassez de água pós-operatória depois de colocar o rato de volta para a gaiola.
- Escolha os animais após 24 horas de refusão de acordo com a pontuação10da Longa. Selecione animais com pontuação de Longa de 1 a 3 para a próxima coloração TTC no passo 1.1, e animais com pontuação de Longa de 2 a 3 para o estudo de 1, 35, 60, 90 dias no passo 1.2.
NOTA: Pontuação de Longa10: 0 pontuação, sem déficit neurológico; 1 pontuação, falha em estender o foreclaw esquerdo; 2 pontuação, circulando para a esquerda; 3 pontuação, caindo para a esquerda; 4 pontuação, não pode andar espontaneamente e tem uma consciência deprimida. - Analise a pontuação do Longa por ANOVA de sentido único. Os valores mostrados representam média ± S.D. P < 0,05 indicam diferença.
3. Mancha ttc
NOTA: O molde e a lâmina da fatia do cérebro de rato devem pre-ser refrigerados em um refrigerador de -20 °C antes do uso para impedir a adesão causada por uma grande diferença de temperatura. Durante a coloração, evite a adesão entre as fatias cerebrais e a placa de cultura, o que pode resultar em coloração insuficiente.
- Anestesie o rato por injeção intraperitoneal de hidrato de cloro de 400 mg/kg após a pontuação da Longa na etapa 1.1 ou testes funcionais sensóriomotores na etapa 1.2.
- Decapite o rato com tesoura cirúrgica ou com um aparato de decapitação de ratos. Retire o cérebro com tesoura cirúrgica e fórceps hemostáticos.
- Coloque o cérebro na geladeira em -20 °C por 30 min para facilitar o corte.
- Retire o cérebro da geladeira e coloque-o em molde pré-resfriado fatia do cérebro de rato. Corte o cérebro em seis seções consecutivas de 2 mm de espessura com uma lâmina pré-resfriada.
- Manchar as seções com 2% 5-triphenyl-2H-tetrazolium cloreto (TTC) em uma placa de cultura de 6 poços.
- Cultura as seções de 30 a 60 min a 37 °C em uma cama de agitação. Vire as seções a cada 10 min até que a área de isquemia cerebral e a área normal sejam claramente brancas e vermelhas.
- Forre as fatias do cérebro verticalmente, a fim da parte de trás para a frente do cérebro. Use uma régua para garantir que o comprimento total de cada linha é o mesmo. Tire fotos com câmera digital.
- Analise o volume do infarto.
- Pré-tratamento da foto com software photoshop
- Importe a foto usando photoshop CS6. 00:00-00:14
- Clique selecione para selecionar as fatias do cérebro, clique em Select | Inverso. 00:15-00:36
- Clique em primeiro plano para selecionar preto e clique OK. 00:37-00:42
- Pressione alt +excluir para preencher a cor de fundo, e CTRL +D para desmarcar. 00:43-00:46
- Clique no Arquivo | Economize para desktop. 00:47-01:08
- Pré-tratamento da foto com o software Image Pro Plus.
- Software Open Image Pro Plus 6.0 e importar a foto. 01:09-01:24
- Para modificação de defeitos, ajuste o brilho com a ferramenta de aprimoramento do contraste, para que o fundo seja preto. 01:25-01:37
- Use a ferramenta mediana no filtro para remover os destaques. 01:38-01:46
- Calcule a área do cérebro esquerda (normal) com o software Image Pro Plus
- Selecione a cor usando segmentação e ajuste o valor do H/S/I,de modo que as fatias do cérebro sejam separadas do fundo preto. 01:47-02:12
- Retorno à Contagem | Tamanho. 02:13-02:16
- Clique na Contagem | Divida objetos em eita para separar o cérebro da linha média. O software irá distinguir automaticamente as áreas do cérebro esquerdo e direito. 02:17-02:49
- Calcule a área cerebral do infarto certo com o software Image Pro Plus
- Implementar passo 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14
- Selecione contagem | Tamanho. 03:15-03:21
- Clique no Sorteio | Mesclar ferramenta objetos em Eit. Selecione manualmente a área isquêmica e clique em Contar para calcular a área isquêmica. 03:16-05:31
- Calcule a área do cérebro da saúde com o software Image Pro Plus
- Implementar passo 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44
- Selecione a cor usando segmentação e ajuste o valor do H/S/I,de modo que a parte normal das fatias do cérebro seja separada do fundo preto. 06:45-07:10
- Retorno à Contagem | Tamanho e clique na contagem para calcular esta área. 07:11-07:21
- Clique em Objetos Divididos em Eitir para separar o cérebro da linha média. O software irá distinguir automaticamente as áreas do cérebro esquerdo e direito. 07:22-08:08
- Pré-tratamento da foto com software photoshop
- Calcule o volume do infarto (%) e infarto e diminuir o volume (%):
Volume infarto (%) = [área do infarto direito/(2 x área do cérebro esquerdo)] x 100.
Infarto e diminuir o volume (%) = [(área do cérebro esquerdo - área do cérebro de saúde direita) / (2 x área do cérebro esquerdo)] x 100.
NOTA: O cérebro direito é a parte lesada. Os dados foram analisados por ANOVA univia. Os valores mostrados representam média ± S.D. P < 0,05 indicam diferença.
4. Avaliação da função sensório-motora
NOTA: Ratos (300 g, 3040 parafuso de linha, 3 h tempo infarto cerebral) com uma pontuação de Longa de 2-3 foram selecionados para realizar os experimentos de função sensório-motora de 1 a 90 dias. Mantenha a calma e não perturbe os animais durante este período de estudo. Os dados foram analisados pela ANOVA bisvial. Os valores mostrados representam média ± S.D. P < 0,05 indicam diferença.
- Teste bilateral de assimetria11
- Envolva fita de papel (5 cm de comprimento, 0,8 cm de largura) na parte saphenous de cada foreclaw de um rato três vezes com pressão igual.
- Para cada rato, registre o número de vezes que cada foreclaw é contatado e fita removida em 5 min com câmera, incluindo tempos de pata não afetados e tempos de pata afetados.
- Após 30 min, repita os passos 4.1.1 e 4.1.2 novamente.
- Calcule o valor médio do viés sensório-motor (%):
Viés sensório-motor (%) = (tempos de pata não afetados - tempos de pata afetados)/(tempos de pata não afetados + tempos de pata afetados) x 100
- Teste de caminhada em grade
- Coloque o rato no centro de uma plataforma de superfície de grade elevada (área: 1 m2; altura: 90 cm) com aberturas de grade de 2,5 cm2.
- Empurre os quadris do rato levemente para incentivar o rato a atravessar a superfície da grade.
- Registre o número de falhas no pé feitas pelos membros não afetados (à direita) e afetados (à esquerda) e o número total de passos em 1 min com câmera.
- Calcule os tempos de erro:
Tempos de erro (%) = membro (direito) afetado - membro afetado (esquerdo)/número total da etapa x 100.
NOTA: O número total de etapas abaixo dos dados de 20 etapas foi removido.
- Teste Rotarod12,13
- Configure o aparelho de fadiga de barra rotativa de rato (diâmetro de 90 mm) de ratos usando o software de suporte a uma velocidade de 13 rpm durante um período de 5 min no computador.
- Comece os programas de computador e coloque o rato nos degraus rotarod ao mesmo tempo.
- Termine um julgamento se o rato cair do degrau ou continuar andando por 5 min e registre o tempo rotativo.
- Ter o descanso de rato por 30 min.
- Repita os passos 4.3.2-4.3.4 duas vezes mais e escolha o valor máximo para ser o último tempo rotativo.
- Levantamento do teste de corda14
- Coloque o instrumento de corda de elevação (70 cm de altura; a corda tem 0,2 cm de diâmetro e 40 cm de comprimento) sobre a mesa.
- Tenha o rato segurar a corda com seus membros anteriores e pendurar o rato.
- Registre o tempo de suspensão e calcule as pontuações.
NOTA: Uma pontuação de 3: 0 a 2 na corda; Uma pontuação de 2: 3-4 s na corda; Uma pontuação de 1: 5 a 6 s na corda; Uma pontuação de 0: mais de 7 s na corda.
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Representative Results
Usando o procedimento acima mencionado para um modelo MCAO/R com escore de Longa e coloração TTC, diferentes tratamentos de peso médio (275/300/320 g), tipos de parafuso (2636/2838/3040/3043; Tabela 1) e os tempos isquêmicos (2-3 h) e a refusão de 1 dia foram usados para selecionar para o modelo óptimo da isquemia do cérebro nos ratos. Parâmetros de modelo de 300 g de peso, 3040 parafuso de linha e 3 h de tempo de infarto cerebral foram os mais adequados para o maior infarto cerebral, maior pontuação de Longa e maior relação de sucesso do modelo. Isto foi melhorado significativamente no tratamento convencional de um peso de 275 g, parafuso da linha 2636, e tempo do infarto do cérebro de 2 h (figura 1).
Além disso, ratos com 300 g de peso, 3040 parafuso de linha, 3 h tempo de infarto cerebral e uma pontuação de 2-3 Longa foram submetidos a testes de função sensório-motor (um teste de assimetria bilateral, um teste de caminhada em grade, um teste de rotarod e um teste de corda de elevação) e coloração TTC para estudar a recuperação estado de isquemia cerebral de 1 a 90 dias. O volume infarto e de encolhimento foram de 23,4%, 19,6%, 16,1% (P < 0,01, em comparação com o primeiro dia) e 15,7%(P < 0,01, em comparação com o primeiro dia) após 1, 35, 60 e 90 dias após MCAO/R, respectivamente (Figura 2). No primeiro dia após o MCAO/R, o volume do infarto foi maior. Com o tempo, o volume do infarto tornou-se menor e o volume de encolhimento tornou-se maior. O volume do infarto e do encolhimento já não mudou após 60 dias de MCAO/R.
O viés sensório-motor no teste bilateral de assimetria, os tempos de erro de caminhada na grade no teste de caminhada de grade e a pontuação de corda de elevação no teste de corda de elevação aumentaram significativamente, enquanto o tempo de rotarod no teste de rotarod diminuiu significativamente após 1 dia de MCAO/R (Figura 3),que indicou que todos os quatro testes foram significativos na fase de isquemia cerebral aguda. No entanto, apenas o viés sensório-motor manteve grandes distúrbios funcionais com uma maneira dependente do tempo após 35, 60 e 90 dias de MCAO/R. Houve diferenças significativas de tempos de erro de caminhada na grade no teste de caminhada da grade após 35 e 60 dias de MCAO/R. Esses resultados indicaram que o teste bilateral de assimetria e o teste de caminhada em grade poderiam ser testes adequados de função sensóriomotor para a fase de recuperação e sequelas em ratos.
Figura 1: 300 g de peso, 3040 parafuso de linha, 3 h tempo infarto cerebral pode ser a condição ideal da lesão isquêmica cerebral induzida por MCAO / R. (A,B) Fotos e cartograma do volume infarto de tecido cerebral (n = 9-12). (C)Pontuação de Longa (n = 9-12). (D)As estatísticas da relação de sucesso do modelo de ratos (n = 10-15). Relação de sucesso do modelo = (número total de ratos - ratos da morte após MCAO/R - ratos da falha após MCAO/R)/número total de ratos. Ratos falha são os ratos modelo que não têm uma pontuação adequada longa. Barras de erro representam S.D., *P < 0,05, **P < 0,01. Esta figura foi modificada de Liu eoutros15. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 2: O volume infarto e de encolhimento diminuíram gradualmente de 1 a 90 dias após mcao/r. (A)A mancha TTC de tecido cerebral de rato. (B) O cartograma do infarto e encolher o volume (n = 16-19). As barras de erro representam S.D., **P < 0.01 contra o primeiro dia após MCAO/R. Esta figura foi modificada de Liu eoutros15. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 3: Teste bilateral de assimetria e teste de caminhada em grade foram os testes adequados de função sensóriomotor na fase de recuperação e sequela da isquemia cerebral. (A)O membro direito rasgando favorabilidade na experiência de desdenominação. (B) Os tempos de erro de caminhada da grade no teste de caminhada da grade. (C)O período de tempo no teste rotarod. (D)A pontuação no teste de corda de elevação. Barras de erro representam S.D., n = 15-19, *P < 0,05, ***P < 0,001. Esta figura foi modificada de Liu eoutros15. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
| Tipo | O diâmetro do parafuso da linha | O diâmetro da cabeça do parafuso da linha | Peso recomendado do rato | Nível |
| 2636 | 0,26 mm | 0,36 mm | 250-280 g | A4 A4 |
| 2838 | 0,28 mm | 0,38 mm | 280-350 g | A4 A4 |
| 3040 | 0,30 mm | 0,40 mm | 360-400 g | A4 A4 |
| 3043 | 0,30 mm | 0,43 mm | >400 g | A4 A4 |
| Nota: O parafuso de linha de nível A4 é o padrão de que a extremidade da cabeça é hemisférica, a extremidade frontal é coberta com poli-lisina, marcada, esterilizada e buy-on-use sem qualquer tratamento (Esta Tabela foi modificada de Liu et al., 2018). | ||||
Tabela 1: Informações de borrão de linha. Esta tabela foi modificada de Liu et al.15.
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Discussion
Muitos modelos que estabelecem métodos e indicadores comportamentais que são bem utilizados na isquemia cerebral aguda podem não ter mudanças significativas nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral16,17. No entanto, o número de pacientes com isquêmico cerebral nos estágios de recuperação e sequela é o maior. É essencial selecionar um modelo animal adequado para os estágios de recuperação e sequela do acidente vascular cerebral da isquemia.
Usamos o modelo MCAO/R em ratos para rastrear o peso adequado dos ratos (260-330 g), o tipo de parafuso de linha (2636/2838/3040/3043), e o tempo do infarto cerebral (2-3 h) para a lesão infarto mais grave, uma relação de sucesso de modelo elevado e indicadores comportamentais visíveis , que será adequado para os estágios de recuperação e sequelas da isquemia cerebral.
Ratos que pesam 300 g com um parafuso de fio 3040 e 3 h tempo infarto cerebral têm maiores volumes de infarto, defeitos comportamentais mais graves, e uma maior relação de sucesso do modelo (Figura 1). Além disso, fornecemos métodos de validação deste modelo de rato por testes de coloração ttc e função sensóriomotor (teste de assimetria bilateral, teste de caminhada em grade, teste rotarod e teste de corda de elevação) 1-90 dias após a refusão. Constatou-se que o teste bilateral de assimetria e o teste de caminhada em grade poderiam ser usados para pesquisar as fases de recuperação e sequela da isquemia, pois as diferenças significativas desses indicadores duram 90 dias e 60 dias, respectivamente. Quanto maior o volume infarto e encolher é, mais graves os déficits sensório-motores, que podem ser vistos na Figura 2 e Figura 3.
Este método é principalmente adequado para isquemia cerebral causada pelo MCAO. No entanto, o modelo tem diferenças nas anatomias cerebrais entre humanos e ratos, como o grau de circulação colateral. Outra limitação é que a recuperação da matéria branca não pode ser vista pela coloração TTC. Estudos posteriores sobre circulação de garantias e recuperação de matéria branca com imagens de RM ou outros métodos podem confirmar o valor preditivo deste modelo.
A questão mais crítica é que a habilidade de criar um modelo MCAO/R em ratos não é fácil e requer prática. Antes do experimento, confirme uma relação de sucesso aceitável e paralela do modelo. Mais instrumentos e métodos são necessários para testar a função sensóriomotora nos estágios de recuperação e sequela do avc. Se uma tarefa mais difícil, como aumentar a velocidade de 10 para 30 rpm foi usada, um período mais longo de déficit pode aparecer no teste rotarod. Outros testes comportamentais também podem ser adequados para este modelo, como detecção de marchas. Métodos de detecção mais precisos devem ser usados para pacientes nos estágios de recuperação e sequela da isquemia cerebral, que podem identificar o efeito da droga ou outras ferramentas terapêuticas.
Como um novo modelo animal para estudar a isquemia cerebral nos estágios de recuperação e sequelas, o método aqui apresentado é significativo e merece popularização.
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Disclosures
Os autores não têm nada a divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pela National Natural Science Foundation of China (81603315, 81603316), Key R & D plano da província de Jiangxi na China (20171ACH80001), projetos de cooperação industrial e acadêmica em faculdades e universidades da província de Fujian em China (2018Y41010011).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anatomical Microscope | Leica (Germany) | S8 | Microscopic operating instrument |
| Blade | Gellette | / | Cutting brain sections |
| Constant Temperature Shaking Bed | Taicang Experimental Equipment Factory | THZ-C | To keep the brain sections stained evenly and at a constant temperature |
| Digital Camera | Canon | 700D | For taking pictures of TTC staining |
| Electric Shaver | Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd. | 3000# | Removal of hair from the neck of rats |
| Forceps Hamostatic | Shanghai Medical device Co., Ltd. | 14 cm | Using for brain removing |
| Image Pro Plus Software | Media Cybernetics Inc. | 6.0 | Analyze the infarct volume |
| Isoflurane | RWD Life Science | 217170702 | Anesthetic gas |
| Microforceps | Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd. | 10 cm | Vascular micromanipulation |
| Microshear | Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd. | 10 cm | Vascular micromanipulation |
| Ophthalmic Forceps | Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd. | 10 cm | Auxiliary skin and muscle anatomy |
| Pphthalmic Scissors | Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd. | 10 cm | Using for cutting the skin of neck |
| Rat Brain Slice Mold | Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd. | 400 g | For standard, uniform cutting of brain tissue |
| Rat Rotating Bar Fatigue Apparatus | Anhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd. | ZH-300B | To test the sensorimotor function |
| Small Animal Anaesthesia Machine | Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd. | ABM3000 | A gas anesthetic machine |
| Small Animal Thermostat | Beijing Damida Technology Co., Ltd. | DM.7-YLS-20A | To maintain animal body temperature constant during operation |
| Surgical Scissors | Shanghai Medical device Co., Ltd. | 16 cm | Using for decapitate and brain removing |
| Suture | Shanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd. | 4-0 / 5-0 | Using for skin and muscle sutures / Using for vascular ligations |
| Thread Bolt | Beijing Cinontech Co. Ltd. | 2636/2838/3040/3043-A4 | Blockage of the middle cerebral artery in rats |
| 5-triphenyl-2H-tetrazolium chloride (TTC) | Sigma | LOT#BCBP3272V | Brain section staining reagent |
References
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