Summary
يوصف بروتوكول للضخ الموضعي للجسم السفلي للماوس ، بما في ذلك المثانة والبروستاتا والأعضاء الجنسية والعظام والعضلات وبشرة القدم.
Abstract
السابقين فيف الكبد هو أداة فسيولوجية هامة لدراسة وظيفة الأجهزة المعزولة (مثل الكبد والكلى). في الوقت نفسه ، بسبب صغر حجم أعضاء الماوس ، فإن قذف الجسم الحي السابق للعظام والمثانة والجلد والبروستاتا والأعضاء التناسلية أمر صعب أو غير مجد. هنا، ونحن تقرير لأول مرة في الموقع دائرة التسريب الجسم السفلي في الفئران التي تشمل الأنسجة المذكورة أعلاه، ولكن يتجاوز أعضاء إزالة الرئيسية (الكلى والكبد والطحال). يتم تأسيس الدائرة عن طريق تعلية الشريان الأورطي البطني و الوريد السفلي فوق الشريان الحرقفي والوريد وتكوية الأوعية الدموية الطرفية. يتم تنفيذ perfusion عن طريق مضخة م peristaltic مع تدفق perfusate الحفاظ على لمدة تصل إلى 2 ساعة. في الموقع تلوين مع الليكتين الفلورسنت وحل Hoechst أكد أن microvasculature تم بنجاح. يمكن أن يكون هذا النموذج الماوس أداة مفيدة جدا لدراسة العمليات المرضية، فضلا عن آليات تسليم المخدرات، والهجرة / الانبثاث من الخلايا السرطانية تعميم داخل / من الورم، وتفاعلات الجهاز المناعي مع الأجهزة والأنسجة المحصنة.
Introduction
تم تطوير إفراز الأعضاء المعزول في الأصل لدراسة فسيولوجيا الأعضاء1،2،3، ومكّن من فهم وظائف الأعضاء دون تدخل من أنظمة الجسم الأخرى. على سبيل المثال ، كان قلب الكلى والقلب المعزول مفيدًا للغاية في فهم المبادئ الأساسية للديناميكا الدموية وآثار العوامل النشطة ، في حين أن ضخ الكبد كان مهمًا لفهم وظيفة التمثيل الغذائي ، بما في ذلك استقلاب الدواء في الأنسجة الصحيةوالمريضة 4،5،6،7. وبالإضافة إلى ذلك، كانت دراسات التسريب حاسمة في فهم جدوى ووظيفة الأعضاء المعدة للزراعة. في أبحاث السرطان، وقد وصفت القذف الورم معزولة من قبل عدة مجموعات باستخدام الفأرة, الفئران, والأنسجة البشرية الطازجة8,9. في بعض البويضات الورم المعزولة ، تم زرع الورم في وسادة الدهون المبيضة لفرض نمو الورم الذي يزود الأوعية الدموية من الشريان الميكرونري10. قامت مجموعة جاين بإجراء دراسات رائدة باستخدام الضخ المعزول من سرطان القولون لفهم ديناميات الدم والتشائلالورم 8,11,12,13. وتشمل غيرها من الاجهزة الهندسة الهندسية السابقة vivo 96-well لوحة المستندة إلى جهاز القذف لثقافة الإنسان الأساسي خلايا المايلوما المتعددة14 وغرفة تدفق وحدات لهندسة نخاع العظام الهندسة والبحوث وظيفة15.
بالإضافة إلى علم وظائف الأعضاء والدراسات علم الأمراض، وقد استخدمت فيرف الجهاز لدراسة المبادئ الأساسية لتسليم المخدرات. وهكذا، وصفت إحدى المجموعات نزف أطراف الفئران المعزولة ودرست تراكم الليبوسومات في الساركوما المزروعة16، في حين قامت مجموعة أخرى بتشريح ضخ الكلى البشري لدراسة الاستهداف البطانية للجسيمات النانوية17. Ternullo وآخرون تستخدم معزولة رفرف الجلد البشري الم perfused باعتبارها قريبة في الجسم الحي الجلد المخدرات الإختراق نموذج18.
وعلى الرغم من هذه التطورات في تخبط الأعضاء والأنسجة الكبيرة، لم تكن هناك تقارير عن نماذج التسريب في الموقع في الفئران التي: أ) تجاوز أعضاء إزالة مثل الكبد والطحال والكلى; ب) تشمل أعضاء الحوض والجلد والعضلات والأعضاء التناسلية (في الذكور) والمثانة والبروستاتا ونخاع العظام. نظرا لصغر حجم هذه الأجهزة وتوريد الأوعية الدموية، السابقين فيتبل vivo وإنشاء دائرة القذف لم يكن ممكنا. الماوس هو النموذج الحيواني الأكثر أهمية في أبحاث السرطان وعلم المناعة، وتسليم الأدوية. القدرة على اغراء أجهزة الماوس الصغيرة من شأنه أن يسمح أسئلة مثيرة للاهتمام بشأن تسليم المخدرات لهذه الأجهزة، بما في ذلك للأورام المزروعة في الحوض (المثانة، البروستاتا، المبيض، نخاع العظام)، إلى أن تتم الإجابة، فضلا عن دراسات علم وظائف الأعضاء الأساسية والمناعة من أمراض هذه الأجهزة. لمعالجة هذا النقص، طورنا دائرة التسريب في الموقع في الفئران التي يمكن أن تجنب إصابة الأنسجة، وأكثر ملاءمة للبحوث الوظيفية من الضخ العضو المعزول.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
وقد تمت الموافقة على جميع الأساليب المذكورة هنا من قبل لجنة رعاية الحيوانات المؤسسية في جامعة كولورادو (IACUC).
1. قبل-- تسخين نظام الضخ
- إعداد نظام التسريب قبل الجراحة عن طريق بدء 37 درجة مئوية تعميم حمام المياه لجميع مكونات الماء سترة (خزان perfusate، غرفة رطبة، وغطاء) كما هو مبين في تكوين مخصص في الشكل 1A. تأكد من أن الأنابيب نظيفة واستبدال إذا لزم الأمر. للحد من حجم perfusate، استخدم فخ فقاعة داخل غرفة رطبة كما خزان perfusate(الشكل 1B-6).
2. القسطرة الوعائية
- حث التخدير في 8-10 ماوس بالب / ج من العمر الأسبوع باستخدام جهاز التخدير البيطري isoflurane مع 3-5٪ isoflurane ومعدل تدفق الأكسجين في 0.3 L / دقيقة. كبديل، استخدم الكيتامين/الزيلازين أو أي نوع آخر من التخدير داخل الصفاق. تقييم عمق التخدير بواسطة طرق 2: إصبع القدم قرصة ومنعكس القرنية.
- بريت خياطة حريرية 4-0 مع إبرة في الماء المقطر المزدوج.
- وضع الماوس تخدير في موقف سوبين على لوحة الستايروفوم مع رئيس تواجه الجراح وشل الحركة forelimbs والأطراف الخلفية مع الشريط. امسح البطن بالكحول الايزوبروبيل وقطع البطن على طول خط الوسط في شكل "T" مع مقص. وقف النزيف حول حافة الشق عن طريق التخثر الكهربائي (الكي).
- دفع المعدة, jejunum والقولون إلى الجانب الأيمن من البطن للكشف عن الشريان الأورطي البطن, فينا كافا, وشائعة الشرايين iliac و iliolumbar الأوردة.
- تحت مجهر تشريح، والعثور على ligate الشريان iliolumbar / الوريد في الذكور، والشريان المبيض / الوريد والشريان iliolumbar / الوريد في الأنثى باستخدام 4-0 خياطة الحرير(الشكل 2 خطوط صفراء).
- تحت مجهر تشريح، حلقة اثنين 4-0 خياطة الحرير تحت الشريان الأورطي البطني وسفين الكافا السفلي (حوالي 1 سم فوق الشريان الحرقفي والوريد، 1 مم وبصرف النظر، الشكل 2)، وجعل عقدة فضفاضة في خياطة الأقرب إلى الأوعية الحرقفية(الشكل 2،خط منقط أبيض). بدلا من ذلك، يمكن استخدام خياطة الحرير 6-0 لهذه العقدة.
- تحت مجهر تشريح، أفقيا محاذاة وتمتد كل من الكافا الوريدي السفلي والأبهرية البطنية مع بورتي-aiguille. استخدم قسطرة I.V. مجنحة 24 G لثقب الشريان الأورطي البطني، اضغط على الزر لسحب قلب الإبرة وإدخال القسطرة حوالي 5 مم في الوعاء.
- كرر نفس الإجراء مع الوريد السفلي cava وربط عقدة من كل من الغرز حول الأوعية القسطرة.
ملاحظة: يمكن أن تثقب الإبرة بسهولة من خلال الأوعية الدموية؛ لذلك، والحفاظ على السفن امتدت وإبرة موازية مع السفينة. سحب جوهر إبرة بمجرد أن تخترق الإبرة حوالي 1 ملم في الوعاء. الشريان الأورطي البطن تحت الكافا الوريدي السفلي وأرق بكثير وأكثر مرونة بسبب كونها مغلفة في النسيج الضام. لذلك، يمكن أن الشريان الأورطي "عقد على" إلى القسطرة، وبالتالي ينبغي أن تكون قسطرة قبل الكافا فينا للحد من احتمال انزلاق القسطرة.
- كرر نفس الإجراء مع الوريد السفلي cava وربط عقدة من كل من الغرز حول الأوعية القسطرة.
- تطبيق الغراء الفورية لشل القسطرة إلى سبينا المنتصب، واستبدال أعضاء البطن، وإنهاء الجراحة مع الحفاظ على التخدير.
ملاحظة: سوف تحتاج الأجهزة التي لا يمكن استبدالها تماما في تجويف البطن إلى أن تكون رطبة دوريا مع متوسطة التسريب أثناء عملية التسريب.
3. إعداد نظام الضخ
- نقل الماوس إلى غرفة رطبة بالماء سترة مسبقا إلى 37 درجة مئوية على وسادة السيليكون وشل أجنحة القسطرة إلى لوحة مع 19 G الإبر.
- ملء نهاية القسطرة الشرياني (مدخل) مع المخزن المؤقت perfusion مسبقة الالدفء (حل لاكتات رينجر تكملها 5٪ BSA)، ومن ثم ربط نهاية القسطرة مع أنابيب مدخل perfusion باستخدام موصل المسمار على (الشكل 1B، السهم الأحمر).
ملاحظة: اضغط على الموصل مع ملقط hemostatic وشل أنابيب مع الشريط لتجنب نقل القسطرة. - ضبط معدل التدفق ال peristaltic إلى 0.6 مل / دقيقة والحفاظ على تدفق الضخ(الشكل 1B، السهم الأزرق) مفتوحة لمدة 5-10 دقيقة لغسل الدم من خلال القسطرة الوريدية. سيكون هناك بعض الجلطات في القسطرة منفذ; طرد الجلطات مع المخزن المؤقت perfusate قبل إغلاق الدائرة perfusion.
- قم بتوصيل نهاية القسطرة الوريدية مع أنابيب المنفذ باستخدام موصل المسمار على إغلاق الدائرة (الشكل 1B). عند هذه النقطة، تنفيذ CO2 القتل الرحيم الغاز والتحقق عن طريق ثقب الصدر أو أي طريقة أخرى.
- غطي الغرفة الرطبة بالغطاء الدافئ. تحقق من مستوى perfusate بشكل دوري وإضافة المزيد إذا لزم الأمر. يمكن إجراء الانفعال لمدة تصل إلى ساعتين.
ملاحظة: سوف تكون هناك حاجة إلى 5 مل من perfusate لإعداد نظام الضخ المغلقة. إذا لم يكن هناك تسرب أو وذمة ، سينخفض حجم perfusate بأقل من 1 مل ولن تكون هناك حاجة إلى مخزن مؤقت إضافي. لتجنب الوذمة الناجمة عن ثركمبوس تعميم المحيطية، يمكن استخدام عازلة التسريب التي تحتوي على 0.002٪ الهيبارين في أول 10 دقائق من التسريب، ولكن ينبغي تغييرها إلى العازلة دون الهيبارين لتجنب تسرب في حافة الشقوق. - إذا لزم الأمر، إضافة كاشف من خيار في خزان الضخ أو إلى منفذ الحقن في أي وقت(الشكل 1B-5). على سبيل المثال، 10 ميكرولتر من 10 ملغ/مل Hoechst33342 يمكن أن تضاف إلى perfusate وصمة عار نواة الخلية 2 ساعة قبل نهاية القذف، أو 50 ميكرولتر من 1 ملغ/مل DyLight 649-lectin لطخة الخلايا البطانية الوعائية 30 دقيقة قبل نهاية perfusion.
ملاحظة: إذا كانت محاولة وصمة عار نخاع العظم مع حل Hoechst، الفئران سوف تحتاج إلى قبل حقن 30 دقيقة قبل الجراحة. - بعد التسريب مع الكواشف الفلورية، وغسل بها مع عازلة التسريب لمدة 10 دقائق أخرى لتقليل الفلورانس الخلفية.
4- تحليل الأعضاء المُطعّمة
- جمع الأعضاء بما في ذلك الخصية والبروستاتا والمثانة وعظم الفخذ والعضلات والجلد (على سبيل المثال، قدم). استخراج قطعة من الجهاز حوالي 1 ملم3 وتتسطح بين اثنين من الشرائح الزجاجية.
- دراسة تحت المجهر الفلوري المقلوب confocal باستخدام DAPI / Cy5 الإثارة والمرشحات الانبعاثات (ليزر الإثارة : DAPI، 405 نانومتر؛ Cy5,640 نانومتر). استخدم على الأقل 200x هدف التكبير مع فتحة رقمية 0.45.
- بدلا من ذلك، إصلاح الأجهزة مع 4٪ حل الفورمالديهايد ل 24 ح وأداء الهماوكسيلين-إيوسين تلطيخ19.
- لإنشاء نافذة العظام لمراقبة نخاع العظام سليمة, شل كلا طرفي عظم الفخذ أو الساق وكشط بعيدا العظام القشرية مع الحافة الجانبي من إبرة 19 G لفضح الزخرف; الحرص على الحفاظ على طبقة رقيقة من العظام المتبقية. ضع العظم على زلة غطاء مع النافذة التي تواجه الزجاج والصورة مع مجهر الفلوروسي المقلوب باستخدام قنوات DAPI و Cy5 كما هو موضح أعلاه. يمكن بسهولة ملاحظة الخلايا وشبكة الأوعية الدموية في تجويف نخاع العظام.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
وضعنا نظام قذف الدائرة المغلقة من خلال التكبيل من الشريان الأورطي البطني و الوريد السفلي كافا من الفئران 8-10 الأسبوع القديم مع الحفاظ على حجم التخزين المؤقت perfusion أقل من 10 مل. يظهر الشكل 3A الصور confocal بعد قذف الأنسجة مع حل رينجر التي تحتوي على Hoechst 33342 وDyLight 649-lectin. العضلات, نخاع العظم, الخصية, المثانة, البروستاتا, و الجلد القدم تظهر فعالة تلطيخ النووية والأوعية الدموية. الشكل 3B يظهر الهماوكسيلين-إيوسين تلطيخ من الأعضاء بعد 3 ساعات من القذف normothermic.
الشكل 1- الـ 1 إعداد الضخ المبسط. (A) ويشمل النظام (1) وحدة تحكم معدل الضغط / تدفق، (2) حمام المياه ساخنة متداولة، (3) غرفة رطبة ساخنة مع غطاء ساخن و الفضاء الستايروفوم مخصصة، و (4) مضخة ال peristaltic. (ب)الدائرة perfusion يظهر مدخل (خطوط حمراء) و منفذ (خطوط زرقاء)، (5) منفذ الحقن و (6) خزان perfusion مخصصة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2- الانبعاثات 2 من 100 موقع الأوعية الدموية المُلتَمَة والمُزَمَّلة في الفئران الذكور والإناث. من أجل الخطوط العريضة للأوعية الدموية، 5 μL/kg من 1٪ تم إضافة صبغة زرقاء إيفانز إلى متوسطة 30 دقيقة قبل نهاية التسريب. في الفئران الإناث، يتم ربط كل من الشرايين اليولومبار والمبيض والأوردة. في الفئران الذكور، الشريان iliolumbar والوريد هي الربط. خطوط صفراء وبيضاء تظهر الموقف التقريبي لعقدة الربط; الأسهم الصفراء تظهر الغرز الفعلية وعقدة. يتم إدخال كل من القسطرة الوريدية والشرية. أُزيلت الأمعاء لأغراض التظاهر. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3- الانبعاثات 100-11 صور Confocal وH & E تظهر القذف الناجح للأعضاء لمدة 3 ساعة مع عدم وجود إصابات الأنسجة الظاهرة. شريط مقياس Confocal: 20 ميكرومتر لنخاع العظم و 100 ميكرومتر للأعضاء الأخرى. H & E شريط مقياس: 100 μm. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
ويمكن استخدام الدائرة الموصوفة للتحقيق في مختلف المسائل البحثية، على سبيل المثال دور مكونات المصل المختلفة وحواجز الأنسجة في تسليم المخدرات، أو الاتجار بالخلايا الجذعية والمناعة. يمكن إضافة أنظمة مختلفة لتوصيل الأدوية (مثل الدهون والجسيمات النانوية) إلى الغشاء من أجل فهم دور العوامل الفسيولوجية والبيوكيميائية في الولادة. يمكن أن تختلف مدة التسريب ، اعتمادًا على الأنسجة التي تمت دراستها ، والأهداف العلمية ، وتكوين perfusate. نقدم هنا نتائج perfusion تصل إلى 2 ح باستخدام وسائل الإعلام perfusion الأساسية التي تتكون من الحل رينجر مع اللاكتات والزلالين. تجدر الإشارة إلى أن الهدف من هذا العمل هو إنشاء دائرة التسريب بدلاً من تطوير وتحسين متوسط الضخ والشروط لدعم وظيفة الجهاز /الأنسجة والأكسجين الأمثل. إضافة المواد الغذائية والفيتامينات والهرمونات وخلايا الدم وقد تم التحقيق على نطاق واسع في الأدب السابق، والعديد من وسائل الضخ والبروتوكولات الأوكسجين وقد وصفت في عشرات المنشورات البحثية في الأنسجة البشرية والحيوانية7,9,10,11,12,13,16,9,2020,21. يمكن تحسين تكوين perfusate وكذلك الأوكسجين تمكين الحفاظ على المدى الطويل من التمثيل الغذائي للأنسجة في درجة حرارة الجسم. وهكذا، استخدمت بعض المجموعات خلايا الدم الحمراء والأكسجين الدم، مما يحسن بشكل كبير من صلاحية الأنسجة الحساسة17. كما أن ضوابط perfusion قابلة للتخصيص للغاية. إذا لزم الأمر، يمكن إضافة مُتعدد الغاز للتحكم في الأوكسجين ومقياس الضغط. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن استخدام غرفة أكبر من الزّهق، ويمكن التحكم في المعلمات الفسيولوجية مثل الضغط ودرجة الحرارة ومعدل التدفق بواسطة الحاسوب.
هناك عدة قيود في دائرة الضخ. لا يمكن أن يكون الرحم والمبيضين في الفئران الإناث تُفحم بسبب ربط شريان المبيض والوريد. أيضا، لاحظنا أن ضخ الخصية كان غير مكتمل، ربما بسبب إمدادات الدم البديلة غير المدرجة في دائرة الضخ.
مع ممارسة كافية، يمكن إجراء التطعيم في غضون 20-30 دقيقة مع معدل نجاح أكثر من 80٪. معدل النجاح يعتمد بشدة على القدرة على cannulate الشريان الأورطي و vena كافا دون ثقب السفينة كما نوقش في الخطوة 2.7. من المهم في الخطوة 2 لتقليل الإصابة في الأنسجة والأوعية الدموية الصغيرة في منطقة العمليات الجراحية بسبب التسريبات المحتملة وفقدان perfusate. في الخطوة 2.5، يجب على المرء دائما ثقب الشريان أولا، واتخاذ الاحتياطات اللازمة بحيث لا يتم سحب القسطرة. في الخطوة 3، عند توصيل نهاية القسطرة إلى الأنابيب، تأكد من عقد القسطرة بإحكام باستخدام porte-aiguille لتجنب تحريك الإبرة. ضغط الدم يتناسب بشكل مباشر مع معدل التدفق; لذلك، يجب أن يكون معدل تدفق perfusate أقل من 0.6 مل / دقيقة للحفاظ على الضغط الفسيولوجي. وأخيرا، يفضل الحفاظ على ضربات القلب حتى يتم إغلاق الدائرة في النفخ، وهذا سوف يحسن من ضخ الأوعية الدقيقة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
وقد دعمت الدراسة من قبل منحة المعاهد القومية للصحة CA194058 لDS، سكاغز مدرسة الصيدلة ADR برنامج المنح البذور (DS)؛ المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (منحة رقم 31771093)، مشروع التعاون الدولي لمقاطعة جيلين (No.201180414085GH)، صناديق البحوث الأساسية للجامعات المركزية، برنامج فريق البحوث المبتكرة للعلوم والتكنولوجيا JLU (2017TD-27، 2019TD-36).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| 3.5x-90x stereo zoom microscope on boom stand with LED light | Amscope | SKU: SM-3BZ-80S | |
| Carbon dioxide, USP | Airgas healthcare | 19087-5283 | |
| Confocal microscope | NIKON | ECLIPSE Ti2 | |
| Disposable Sterile Cautery Pen with High Temp | FIAB | F7244 | |
| Moist chamber bubble trap (part 6 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 733692 | Customized as the perfisate container; also enabled constant pressure perfusion |
| Moist chamber cover with quartz window (part 3 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 733524 | keep the chamber's temperature |
| Moist chamber with metal tube heat exchanger | Harvard Apparatus | 732901 | Water-jacketed moist chamber with lid to maintain perfusate and mouse temperature |
| Olsen-Hegar needle holders with suture cutters | Fine Science Tools (FST) | 125014 | |
| Oxygen compressed, USP | Airgas healthcare | C2649150AE06 | |
| Roller pump (part 4 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 730113 | deliver perfusate to cannula in the moist chamber |
| SCP plugsys servo control F/Perfusion (part 1 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 732806 | control the purfusion speed |
| Silicone pad | Harvard Apparatus | ||
| Silicone tubing set (arrows in Figure 1) | Harvard Apparatus (TYGON) | 733456 | |
| Student standard pattern forceps | Fine Science Tools (FST) | 91100-12 | |
| Surgical Scissors | Fine Science Tools (FST) | 14001-14 | |
| Table for moist chamber | Harvard Apparatus | 734198 | |
| Thermocirculator (part 2 in Figure 1) | Harvard Apparatus | 724927 | circulating water bath for all water-jacketed components |
| Three-way stopcock (part 5 in Figure 1) | Cole-Palmer | 30600-02 | |
| Veterinary anesthesia machine | Highland | HME109 | |
| Materials | |||
| 19-G BD PrecisionGlide needle | BD | 305186 | For immobilizing the Insyte Autoguard Winged needle and scratching the cortical bone |
| 4-0 silk sutures | Keebomed-Hopemedical | 427411 | |
| 6-0 silk sutures | Keebomed-Hopemedical | 427401 | |
| Filter (0.2 µm) | ThermoFisher | 42225-CA | Filter for 5% BSA-RINGER’S |
| Permanent marker | Staedtler | 342-9 | |
| Syringe (10 mL) | Fisher Scientific | 14-823-2E | |
| Syringe (60 mL) | BD | 309653 | Filter for 5% BSA-RINGER’S |
| Reagents | |||
| 1% Evans blue ( w/v ) in phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.5) | Sigma | 314-13-6 | |
| 10% buffered formalin | velleyvet | 36692 | |
| BALB/c mice ( 8-10 weeks old ) | Charles River | ||
| Baxter Viaflex lactate Ringer's solution | EMRN Medical Supplies Inc. | JB2324 | |
| Bovine serum albumin | Thermo Fisher | 11021-037 | |
| Cyanoacrylate glue | Krazy Glue | ||
| DyLight-649-lectin | Vector Laboratories,Inc. | ZB1214 | |
| Ethanol (70% (vol/vol)) | Pharmco | 111000190 | |
| Hoechst33342 | Life Technologies | H3570 | |
| Isoflurane | Piramal Enterprises Limited | 66794-017-25 | |
| Phosphate buffered saline | Gibco | 10010023 |
References
- Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125 (2019).
- Kabagambe, S. K., et al. Combined Ex vivo Hypothermic and Normothermic Perfusion for Assessment of High-risk Deceased Donor Human Kidneys for Transplantation. Transplantation. 103 (2), 392-400 (2019).
- Knaak, J. M., et al. Technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts. Journal of Visualized Experiments. (90), e51419 (2014).
- Hems, R., Ross, B. D., Berry, M. N., Krebs, H. A.
- Nielsen, S., et al. Vasopressin increases water permeability of kidney collecting duct by inducing translocation of aquaporin-CD water channels to plasma membrane. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (4), 1013-1017 (1995).
- Sutherland, F. J., Hearse, D. J. The isolated blood and perfusion fluid perfused heart. Pharmacological Research. 41 (6), 613-627 (2000).
- Schreiter, T., et al. An ex vivo perfusion system emulating in vivo conditions in noncirrhotic and cirrhotic human liver. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (3), 730-741 (2012).
- Sevick, E. M., Jain, R. K. Viscous resistance to blood flow in solid tumors: effect of hematocrit on intratumor blood viscosity. Cancer Research. 49 (13), 3513-3519 (1989).
- Duyverman, A. M., et al. An isolated tumor perfusion model in mice. Nature Protocols. 7 (4), 749-755 (2012).
- Sears, H. F., et al. Ex vivo perfusion of a tumor-containing colon with monoclonal antibody. J Surg Res. 31 (2), 145-150 (1981).
- Duda, D. G., et al. Malignant cells facilitate lung metastasis by bringing their own soil. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21677-21682 (2010).
- Kristjansen, P. E., Boucher, Y., Jain, R. K. Dexamethasone reduces the interstitial fluid pressure in a human colon adenocarcinoma xenograft. Cancer Research. 53 (20), 4764-4766 (1993).
- Sevick, E. M., Jain, R. K. Geometric resistance to blood flow in solid tumors perfused ex vivo: effects of tumor size and perfusion pressure. Cancer Research. 49 (13), 3506-3512 (1989).
- Zhang, W. T., et al. Ex vivo Maintenance of Primary Human Multiple Myeloma Cells through the Optimization of the Osteoblastic Niche. PLoS One. 10 (5), (2015).
- Di Buduo, C. A., et al. Modular flow chamber for engineering bone marrow architecture and function. Biomaterials. 146, 60-71 (2017).
- Lokerse, W. J. M., Eggermont, A. M. M., Grull, H., Koning, G. A. Development and evaluation of an isolated limb infusion model for investigation of drug delivery kinetics to solid tumors by thermosensitive liposomes and hyperthermia. Journal of Controlled Release. 270, 282-289 (2018).
- Tietjen, G. T., et al. Nanoparticle targeting to the endothelium during normothermic machine perfusion of human kidneys. Science Translational Medicine. 9 (418), (2017).
- Ternullo, S., de Weerd, L., Flaten, G. E., Holsaeter, A. M., Skalko-Basnet, N. The isolated perfused human skin flap model: A missing link in skin penetration studies. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 96, 334-341 (2017).
- Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, 4986 (2008).
- Hekman, M. C., et al. Targeted Dual-Modality Imaging in Renal Cell Carcinoma: An Ex vivo Kidney Perfusion Study. Clinical Cancer Research. 22 (18), 4634-4642 (2016).
- Graham, R. A., Brown, T. R., Meyer, R. A. An ex vivo model for the study of tumor metabolism by nuclear magnetic resonance: characterization of the phosphorus-31 spectrum of the isolated perfused Morris hepatoma 7777. Cancer Research. 51 (3), 841-849 (1991).
