Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Иммунологическая модель для гетеротопической трансплантации сердца и сердечной мышечной клетки у крыс

7.5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/60956

⸱

8 мая 2020 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Regenerative Medicine and Experimental Surgery, Department of General, Visceral and Transplant Surgery, Hannover Medical School

В этой статье

Краткое содержание

Мы описываем модель гетеротопической трансплантации брюшного сердца у крыс, подразумевающую модификации современных стратегий, которые приводят к упрощению хирургического подхода. Кроме того, мы описываем новую модель отторжения путем инъекций в ухо жизненно важных клеток сердечной мышцы, что позволяет дальнейшей трансплантации иммунологических анализов у крыс.

Аннотация

Гетеротопная трансплантация сердца у крыс является широко используемой моделью для различных иммунологических исследований на протяжении более 50 лет. С момента первого описания в 1964 году было сообщено о нескольких изменениях. После 30 лет проведения гетеротопной трансплантации сердца у крыс, мы разработали упрощенный хирургический подход, который можно легко преподавать и выполнять без дальнейшей хирургической подготовки или фона.

После вскрытия восходящей аорты и легочной артерии и перевязки верхних и нижних кавалерийских и легочных вен донорское сердце собирается и впоследствии проникает ледяным сольственным раствором, дополненным гепарином. После зажима и нарезки брюшных сосудов реципиента, восходящая аорта и легочная артерия анастомозируются реципиенту брюшной аорты и нижней полой вены, соответственно, используя непрерывные ходовые швы.

В зависимости от различных комбинаций доноров-реципиентов, эта модель позволяет анализировать острый или хронический отказ аллотрансплантатов. Иммунологическое значение этой модели еще больше усиливается новым подходом инъекций в ухо жизненно важных клеток сердечной мышцы и последующим анализом дренажной лимфатической ткани шейки матки.

Введение

Гетеротопическая трансплантация сердца является часто используемой экспериментальной моделью для различных исследований, касающихся толерантности к трансплантации, острого и хронического отторжения аллотрансплантата, травмы ишемии-реперфузии, машинной перфузии или ремоделирования сердца. Среди других преимуществ, функция трансплантата может контролироваться неинвазивно пальпации и трансплантата отказ не приводит к жизненному нарушению получателя в отличие от других органов, таких как почки или печень.

В 1964 году Abbott et al. первоначально описали гетеротопическую трансплантацию брюшного сердца у крыс1. Позже, в 1966 году, сквозная техника для анастомос была описана Tomita et al.2. Основы для используемой в настоящее время модели были сообщены Ono и Lindsey в 19693. В течение последних десятилетий, несколько изменений были опубликованы для создания различных типов выгруженных, частично загруженных или загруженных левожелудочковых сердечных трансплантатов, включая комбинированные гетеротопические трансплантации сердца и легких4,5,6. Для иммунологического анализа чаще всего проводится необъемная трансплантация интафтрансплантатий сердца. В этом случае кровоток ретроградно поступает в восходящую аорту донора, а затем и на коронарные артерии. Венозный дренаж происходит вдоль коронарной синусовой синуса в правое предсердие и желудочек(рисунок 1A-B). Таким образом, левый желудочек исключается из кровотока, кроме незначительного количества крови из тебесианских вен. Это также делает его полезной моделью для изучения патофизиологических механизмов во время левого желудочковой терапии вспомогательного устройства7.

Гетеротопическая трансплантация сердца была выполнена в различных видах, включая мышей, кроликов, свиней и даже был использован в качестве одно- или бивентрикулярного устройства помощи у людей8,9,10,11. Крыса по-прежнему представляет собой популярное экспериментальное животное для трансплантации моделей, тем более, что трансплантат выживаемости для различных комбинаций штамма крыс были четко определены в прошлом и большое количество иммунологических реагентов доступны12,13. В отличие от мышей, крысы больше сделать хирургии и доступ к лимфатической ткани для иммунологического анализа более осуществимым12. Кроме того, внедрение коммерческих технологий клонирования у крыс в последние годы, скорее всего, приведет к повторяющейся заинтересованности в экспериментальных крысных моделях14.

В целом, гетеротопные сердечные трансплантаты могут быть прикреплены к сосудам-получателю либо путем выполнения шейного или брюшного анастомоза. Тем не менее, несколько исследований показывают, что бедренный анастомоз облегчает улучшение мониторинга за счет лучшего доступа для ручной пальпации или трансфеморальной эхокардиографии и, таким образом, позволяет более точное обнаружение трансплантата отказа15,16.

Было показано, что нет никакой разницы в отношении времени операции, частота осложнений, результат и время выживания трансплантата между обеими методами анастомоз17. Очевидно, что наличие достаточного количества дренажных лимфатических узлов должно быть упомянуто в качестве преимущества анастомоза шейки матки; однако требуется более длительные периоды обучения. В отличие от этого, анастомоз брюшной полости менее сложен и одинаково ценен для иммунологических исследований, особенно в сочетании с результатами нового метода инъекции в ухо аллогенных клеток сердечной мышцы и последующей лимфаденэктомии шейки матки. Сочетание обеих моделей предлагает широкий спектр постинтервенционных иммунологических анализов.

Следующий протокол относится к операции в парах хирургов, с тем чтобы уменьшить время ишемии. Тем не менее, все эксперименты могут быть выполнены одним человеком. Настройка инструментов и материалов для выделения сердца и имплантации отображается на рисунке 2A-B.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все опыты животных были выполнены в соответствии с руководящими принципами местного Совета по этике животных обзор региональных властей по защите прав потребителей и безопасности пищевых продуктов Нижней Саксонии (LAVES, Ольденбург, Германия) с утверждением iDs 12/0768 и 17/2472.

1. Эмплантация сердца и перфузия

ПРИМЕЧАНИЕ: Как доноры трансплантата, женщины или самцы крыс в возрасте 7-22 недель были использованы.

  1. Анестезия донорской крысы путем вдыхания изофлуран (индукция на 5% и обслуживание на 3% с потоком O2 1 л/мин). Вводят 5 мг карпрофена подкожно на кг массы тела при периоперационной обезболивании и проверяйте отсутствие упорный рефлекс вывода.
  2. Нанесите глазную смазку и удалите брюшной и грудной мех с помощью механического клипера.
  3. Поместите донора в положение на спине, зафиксировать конечности у основания оперативного стола эластичными полосами и стерилизовать кожу 70% этанолом или другой достаточной альтернативой.
  4. Инцежизг кожи в продольном направлении и после применения местной анестезии (например, лидокаин 0,2%) выполнить среднюю лапаротомию с помощью ножниц.
  5. Вставьте втягивающие, мобилизуем кишечник влево от донора и разоблачите нижнюю полу вены стерилизованные ватные тампоны.
  6. Для антикоагуляции вводят 500 М.У. гепарина, растворенного в 1 мл ледяного изотонического соливого раствора внутривенно путем прокола нижней вены. Остановить кровотечение в месте прокола легким сжатием с ватным тампоном после опрокидки иглы(рисунок 3A).
  7. Нарезка диафрагмы и выполнять боковую торакотомию с обеих сторон донора.
  8. Прикрепите мобилизованную вентральную стенку грудной клетки к оперативному столу.
  9. Удалите перикард и нерва, тупой подготовки с помощью двух микро-иглы держателей.
  10. Выполните трансрежур створ брюшной полости для того, чтобы выманить донора и разгрузить сердце.
  11. Вставьте тупую ветвь зонда, направленную ножницами в трансерс перикардиальной синусик, и разделите восходящую аорту и легочную артерию как можно более дистальную под световой каудальной тягой сердца с мокрым компрессом(рисунок 3B).
  12. Поместите один 5-0 лигатуры вокруг начальника и нижней полына и легочных вен и затянуть его как дорсальный насколько это возможно (Рисунок 3C).
  13. Разорвать ткани в дорсаль к лигатуре и извлечь сердце(Рисунок 3D).
  14. Perfuse explanted сердце с 18 G канюли из внутривенного катетера через восходящую аорту и легочной артерии с 30 мл ледяного льда, изотон солей раствор дополняется 1000 I.U. гепарина и поместить сердце в 15 мл трубки заполнены солистиного раствора на льду (Рисунок 3E-F).

2. Имплантация сердца

ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве получателей, 10-14 недель женщины или самцы крыс ы были использованы. Доноры и реципиенты были примерно взвешены.

  1. Выполните анестезию крысы-реципиента, также используя изофлуранинга (индукция на 5% и обслуживание на 1,5-2% с O2 потока 1 л / мин). Вводят 5 мг карпрофена подкожно на кг массы тела при периоперационной обезболивании и проверяйте отсутствие упорный рефлекс вывода.
  2. Нанесите глазную смазку, удалите мех живота, зафиксируйте конечности и стерилизуйте кожу аналогично донорской подготовке. Для оптимального послеоперационного результата выполняйте операцию на нагревательном коврике для предотвращения внутриоперационного переохлаждения.
  3. После продольного разреза кожи нанесите местную анестезию, например лидокаин (0,2%), на брюшную фасцию. Откройте брюшную полость средней лапаротомией и вставьте вставки вставлений.
  4. Мобилизуйте кишечник на левую верхнюю сторону получателя и поместите его в теплый, смачиваемый компресс.
  5. После мобилизации двенадцатиперстной кишки и проксимальной геджуны, соответственно, используя хирургический микроскоп (или увеличительные очки) с 5-7-кратным увеличением, разоблачить брюшную аорту и нижнюю полу вены тупой подготовкой с ватными тампонами. Не отделяйте брюшные сосуды.
  6. Поднимите брюшной сосуды с помощью двух микро держателей иглы, не повреждая поясничные вены и положение Кули сосудистого зажима(рисунок 4A).
  7. Проколбрюгии брюшные сосуды с 30-45 "арочные 27 G канюли (Рисунок 4B).
  8. Увеличайте место прокола с помощью ножниц Potts для создания продольного разреза, который соответствует размеру просвета сосудов-доноров(рисунок 4C-D) и наполнить сосуды-получатели сосудами с сольным раствором для того, чтобы удалить сгустки и предотвратить послеоперационный тромбоз.
  9. Поместите трансплантат в situs и зафиксировать донора восходящей аорты к получателю брюшной аорты двумя простыми прерванными стежками (8-0 монофилат, не отрессорбируемый шов) в черепном и каудальном углу продольного разреза(рисунок 4E).
  10. Анастомоз восходящей аорты донора с брюшной аортой реципиента бегом 8-0 монофиломент шов в два этапа: во-первых, место трансплантата справа от сосудов получателя и выполнить первую половину анастомоза(рисунок 4E). Затем поместите трансплантат слева от сосудов-получателей и выполните вторую половину анастомоза(рисунок 4F).
  11. Зафиксировать донорскую легочную артерию на нижнюю полу вены по аналогии с аортальным анастомозом (8-0 монофиментата, неотносимое шов). Шов первой половины венозного анастомоза с внутрилюминной стороны судна(рисунок 4G-H).
  12. Промыть анастомозы с сольнием непосредственно перед затягиванием узлов, чтобы предотвратить периферической эмболии.
  13. Поместите гемостатической марли вокруг обоих анастомоза и тщательно отпустите сосудистический зажим Кули, чтобы реперфузия трансплантата может начаться. Обработка кровотечения вдоль анастомоза путем легкого сжатия со стерилизованные ватные тампоны.
    ПРИМЕЧАНИЕ: трансплантат должен начать избиение примерно через 60 с.
  14. Замените кишечник меандром, как мода. Убедитесь, что Есть нет malrotations мезентерического радика для предотвращения кишечного некроза или механической обструкции.
  15. Закройте мышцы живота/ фасции и кожи отдельно с помощью непрерывного 3-0 полифилата работает швы.

3. Послеоперационный уход

  1. Для послеоперационной обезболивания, поставить получателей с дополнительной подкожной инъекции 5 мг карпрофена на кг веса тела в первый послеоперационный день (POD). Кроме того, добавьте 1 г метамизола к 500 мл питьевой воды до третьего POD.
  2. Начните мониторинг функции пересадки сердца путем ежедневного пальпации брюшной полости на третьем POD.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В случае отказа трансплантата до третьего POD, хирургическая, а не иммунологическая недостаточность должна быть рассмотрена. Однако это, конечно, зависит от выбранной комбинации штамма и соответствующей иммунологической модели (например, гиперострый отторжение после предварительной иммунизации).
  3. После отторжения трансплантата, экстракт тканей, как слив ретроперитонеальных лимфатических узлов черепа анастомозов, селезенки, крови, тимуса и трансплантата для дальнейшего иммунологического анализа с помощью потока цитометрии или иммуногистохимии.

4. Ферментативное пищеварение сердца и подкожная инъекция клеток сердца в ухе

  1. Выполните эндплантацию сердца и перфузию по аналогии с гетеротопной трансплантацией сердца (см. шаг 1).
  2. Измельчите сердце в 3 мм х 3 мм блоков с помощью стерильных скальпеля или стерильных ножниц и инкубировать его в течение 30 минут при 37 градусов по Цельсию в культуре среды, содержащей 0,5 мг / мл коллагеназа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Важно использовать культурную среду, содержащую пенициллин, стрептомицин и глутамин без сыворотки плода теленка (FCS), особенно как FCS подавляет пищеварение коллагеназы.
  3. Добавьте переваренную ткань в крупнопокорное сито, удалив культурную среду и фарш тщательно, чтобы получить приостановку жизненно важных клеток сердечной мышцы, в основном мертвых одиночных клеток сердца и оставшихся кровяных клеток. Дважды вымойте клеточную подвеску стерильным изотоническим сольникным раствором.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Настройки центрифугирования: 10 мин, 200 х г, 20 градусов по Цельсию
  4. Фильтр подвески с помощью 40 мкм ячейки ситечко и собирать жизненно важные клетки congeries путем промывки ячейки ситечко с 5-10 мл изотонического сочного раствора.
  5. После центрифугации, повторно приостановить клетки сердечной мышцы в солевой раствор растворенный в концентрации 5x105 клеток /мл и обратить раствор клетки в шприц 1 мл.
  6. Выполните анестезию по аналогии с протоколом, описанным для реципиента наркоза (см. шаг 2) для гетеротопической трансплантации сердца.
  7. Поместите получателя в боковое положение и зафиксировать ухо пальцем с помощью двусторонней ленты(рисунок 5А).
  8. Впрысните 20 кл. раствора сердечной мышцы (содержащий 1 х 104 клетки) через 27 G cannula s.c. близко к зрительным сосудам капилляра в ухо получателя(рисунок 5B).
  9. После определенного периода наблюдения (в зависимости от выбранной комбинации штамма и силы отторжения), извлекайте дренажные лимфатические узлы шейки матки и выполняйте дальнейшие анализы, такие как цитометрия потока или сокультуры(рисунок 5C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Кроме того, гистологический анализ пинна может быть выполнен для определения проникновения клеток.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В прошлом на основе модели рассматривались различные иммунологические вопросы, которые были проверены в рабочей группе более чем 500 трансплантациями с выживаемостью более 95%13,,18,,19,,20,,21,,22,,23,,24. Общее время работ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Ранее описанный метод гетеротопной сердечной трансплантации у крыс в основном основан на описании Оно и Линдси в 19693. С тех пор было введено несколько модификаций в различных видах, что привело к широкому разнообразию этой модели. Объединяя некоторые из этих модификаций и вводя наш собственный опыт в результате более чем 30 лет выполнения гетеротопических пересадки сердца в лаборатории, мы создали практический хирургический подход, который не требует длительных периодов обучения или хирургическо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Мы хотим поблагодарить Бритту Траутевиг, Коринну Любберт и Ингрид Медер за их приверженность.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Устройство для анестезии (включая испаритель изофлурана)Summit Anesthesia SolutionsНет каталожного номера Канюля
(27 G)BD Microlance302200
CarprofenPfizerRimadyl 50 мг/мл
Cellstar Tubes (15 мл)GreinerBioOne188271
Клеточный фильтр (40 & микро; m)BD Falcon2271680
коллагеназы типа CLSIIBiochromeC2-22
Компрессы 5x5 смFuhrmann31501
Компрессы 7,5x7,5 смFuhrmann31505
Ватные тампоныHeinz Herenz Medizinalbedarf1032128
дексатенол (5%)Bayer"Bepanthen"
DPBS BioWhittakerLonza17-512F
ЩипцыB. BraunAesculap BD557R
ЩипцыB. BraunAesculap BD313R
ЩипцыB. BraunAesculap BD35
Нагревательный коврикGaymar Industries"T/Pump"Гемостатическая
марляEthiconTabotamp
Гепарин-Натрий 25 000 т.е.RatiopharmНет каталожного номера
Isofluran CPCP-PharmaНет каталожного номера Крупнопористое
сито (нержавеющая сталь)Forschungswerkstä Ганноверская медицинская школаНет каталожного номера Лидокаин
Астра Зенека2 % Ксилокаин
Метамизол-НатриумRatiopharmaНоваминсульфон 500 мг/мл
МикрощипцыB. BraunAesculap BD3361
МикроиглодержательCodman, Johnson & Johnson MedicalCodmann 80-2003
МикроиглодержательB. BraunAesculap BD336R
МикроиглодержательB. BraunAesculap FD241R
МикроножницыB. BraunAesculap FD101R
МикроножницыB. BraunAesculap FM471R
ИглодержательB. BraunAesculap BM221R
Пенициллин/Стрептомицин/Глютамин (100x)PAAP11-010
Катетер периферических вен (18 G)B. Braun4268334B
Катетер периферических вен (22 G)B. Braun4268091B
Зонд остроконечные ножницыB. BraunAesculap BC030R
РетракторыForschungswerkstä tten Hannover Medical SchoolНет каталожного номера Доступно
RPMI культуральная средаLonzaBE12-702F
Солевой раствор (NaCl 0.9 %)BaxterНет каталожного номера Ножницы
B. BraunAesculap BC414
Хирургический микроскопCarl-ZeissOPMI-MDM
Шовные материалы (анастомозы)КетгутМаридерм 8-0 монофил
Шовные материалы (лигатура)РезорбаШелк 5-0 полифил
Шовные материалы (кожа, фасция)EthiconMersilene 3-0
Шприц (1 мл)B. Braun9166017V
Шприц (10 мл)B. Braun4606108V
Шприц (20 мл)B. Braun4606205V
Сосудистый зажимB. BraunЭскулап FB708R

Ссылки

  1. Abbott, C. P., et al. A Technique for Heart Transplantation In the Rat. Archives of Surgery. 89 (4), 645-652 (1964).
  2. Tomita, F. Heart homotransplantation in the rat. Sapporo igaku zasshi. The Sapporo Medical Journal. 30 (4), 165-183 (1966).
  3. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  4. Wen, P., et al. A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2522-2526 (2013).
  5. Benke, K., et al. Heterotopic abdominal rat heart transplantation as a model to investigate volume dependency of myocardial remodeling. Transplantation. 101 (3), 498-505 (2017).
  6. Kearns, M. J., et al. Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration. Journal of Visualized Experiments. (99), 52418(2015).
  7. Ibrahim, M., et al. Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading. The Journal of Surgical Research. 179 (1), e31-e39 (2013).
  8. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), 238(2007).
  9. Lu, W., et al. A new simplified volume-loaded heterotopic rabbit heart transplant model with improved techniques and a standard operating procedure. Journal of Thoracic Disease. 7 (4), 653-661 (2015).
  10. Kitahara, H., et al. Heterotopic transplantation of a decellularized and recellularized whole porcine heart. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 22 (5), 571-579 (2016).
  11. Kadner, A., et al. Heterotopic heart transplantation: experimental development and clinical experience. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 17 (4), 474-481 (2000).
  12. Zinöcker, S., et al. Immune reconstitution and graft-versus-host reactions in rat models of allogeneic hematopoietic cell transplantation. Frontiers in Immunology. 3 (NOV), 1-12 (2012).
  13. Klempnauer, J., et al. Genetic control of rat heart allograft rejection: effect of different MHC and non-MHC incompatibilities. Immunogenetics. 30, 81-88 (1989).
  14. Huang, G., et al. Genetic manipulations in the rat: Progress and prospects. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 20 (4), 391-399 (2011).
  15. Gordon, C. R., et al. Pulse doppler and M-mode to assess viability of cardiac allografts using heterotopic femoral heart transplantation in rats. Microsurgery. 27 (4), 240-244 (2007).
  16. Gordon, C. R., et al. A new modified technique for heterotopic femoral heart transplantation in rats. The Journal of Surgical Research. 139 (2), 157-163 (2007).
  17. Ma, Y., Wang, G. Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart. Experimental and Clinical Transplantation. 9 (2), 128-133 (2011).
  18. Bektas, H., et al. Differential effect of donor-specific blood transfusions after kidney, heart, pancreas, and skin transplantation in major histocompatibility complex-incompatible rats. Transfusion. 37 (2), 226-230 (1997).
  19. Saiho, K. O., et al. Long-term allograft acceptance induced by single dose anti-leukocyte common antigen (RT7) antibody in the rat. Transplantation. 71 (8), 1124-1131 (2001).
  20. Bektas, H., et al. Blood transfers infectious immunologic tolerance in MHC-incompatible heart transplantation in rats. Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (5), 614-617 (2005).
  21. Jäger, M. D., et al. Sirolimus promotes tolerance for donor and recipient antigens after MHC class II disparate bone marrow transplantation in rats. Experimental Hematology. 35 (1), 164-170 (2007).
  22. Timrott, K., et al. Application of allogeneic bone marrow cells in view of residual alloreactivity: Sirolimus but not cyclosporine evolves tolerogenic properties. PLoS ONE. 10 (4), 1-16 (2015).
  23. Hadamitzky, M., et al. Memory-updating abrogates extinction of learned immunosuppression. Brain, Behavior, and Immunity. 52, 40-48 (2016).
  24. Beetz, O., et al. Recipient natural killer cells alter the course of rejection of allogeneic heart grafts in rats. Plos One. 14 (8), e0220546(2019).
  25. Hirschburger, M., et al. Nicotine Attenuates Macrophage Infiltration in Rat Lung Allografts. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 28 (5), 493-500 (2009).
  26. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  27. Wang, D., et al. A simplified technique for heart transplantation in rats: abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
  28. Wang, C., et al. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. Journal of Visualized Experiments. (88), (2014).
  29. Al-Amran, F. G., Shahkolahi, M. M. Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model. Transplantation Proceedings. 45 (2), 625-629 (2013).
  30. Hoerstrup, S. P., et al. Modified technique for heterotopic rat heart transplantation under cardioplegic arrest. Journal of Investigative Surgery. 13 (2), 73-77 (2000).
  31. Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
  32. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  33. Schmid, C., et al. Successful heterotopic heart transplantation in rat. Microsurgery. 15 (4), 279-281 (1994).
  34. Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
  35. Moris, D., et al. Mechanisms of liver-induced tolerance. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (1), 71-78 (2017).
  36. Bickerstaff, A. A., et al. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
  37. Mottram, P. L., et al. Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice. Cardiovascular Research. 22 (5), 315-321 (1988).
  38. Torre-Amione, G., et al. Decreased expression of tumor necrosis factor-α in failing human myocardium after mechanical circulatory support: A potential mechanism for cardiac recovery. Circulation. 100 (11), 1189-1193 (1999).
  39. Goldstein, D. J., et al. Circulatory resuscitation with left ventricular assist device support reduces interleukins 6 and 8 levels. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (4), 971-974 (1997).
  40. Tang-Quan, K. R., et al. Non-volume-loaded heart provides a more relevant heterotopic transplantation model. Transplant Immunology. 23 (1-2), 65-70 (2010).
  41. Lakhal-Naouar, I., et al. Transcutaneous immunization using SLA or rLACK skews the immune response towards a Th1 profile but fails to protect BALB/c mice against a Leishmania major challenge. Vaccine. 37 (3), 516-523 (2019).
  42. Sousa-Batista, A. J., et al. Novel and safe single-dose treatment of cutaneous leishmaniasis with implantable amphotericin B-loaded microparticles. International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance. , (2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Гетеротопическая трансплантация сердцамодель трансплантации на крысахметодика хирургического анастомозаналожение сосудистых зажимовпротокол перфузии гепариноманализ шейных лимфатических узловколлагеназное переваривание клетокизотонический раствор солиметод микрохирургического наложения швов
Иммунологическая модель для гетеротопической трансплантации сердца и сердечной мышечной клетки у крыс
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.