Summary
Este protocolo ilustra 1) el aislamiento y cultivo de fibroblastos primarios del músculo gastrocnemio de ratón adulto, así como 2) la purificación y caracterización de exosomas utilizando un método de ultracentrifugación diferencial combinado con gradientes de densidad de sacarosa seguidos de análisis de Western blot.
Abstract
Los exosomas son pequeñas vesículas extracelulares liberadas por prácticamente todas las células y secretadas en todos los fluidos biológicos. Se han desarrollado muchos métodos para el aislamiento de estas vesículas, incluida la ultracentrifugación, la ultrafiltración y la cromatografía de exclusión por tamaño. Sin embargo, no todos son adecuados para la purificación y caracterización de exosomas a gran escala. A continuación se describe un protocolo para establecer cultivos de fibroblastos primarios aislados de músculos esqueléticos de ratones adultos, seguido de la purificación y caracterización de exosomas de los medios de cultivo de estas células. El método se basa en el uso de pasos secuenciales de centrifugación seguidos de gradientes de densidad de sacarosa. A continuación, se valida la pureza de las preparaciones exosomales mediante análisis de Western blot utilizando una batería de marcadores canónicos (es decir, Alix, CD9 y CD81). El protocolo describe cómo aislar y concentrar exosomas bioactivos para microscopía electrónica, espectrometría de masas y experimentos de captación para estudios funcionales. Puede ampliarse o reducirse fácilmente y adaptarse para el aislamiento de exosomas de diferentes tipos de células, tejidos y fluidos biológicos.
Introduction
Los exosomas son vesículas extracelulares heterogéneas que varían en tamaño de 30 a 150 nm. Se han establecido actores clave en los procesos fisiológicos y patológicos, dada su distribución ubicua en tejidos y órganos 1,2. Los exosomas transportan una carga compleja de proteínas, lípidos, tipos de ADN y tipos de ARN, que varían según el tipo de células de las que se derivan 1,2,3. Los exosomas están enriquecidos en proteínas que tienen diferentes funciones (es decir, las tetraspaninas, incluidas CD9 y CD63) son responsables de los eventos de fusión. Por ejemplo, las proteínas de choque térmico HSP70 y HSP90 están involucradas en la unión y presentación de antígenos. Además, Alix, Tsg101 y flotillina participan en la biogénesis y liberación de exosomas y son ampliamente utilizados como marcadores de estas nanovesículas 2,3,4.
Los exosomas también contienen una variedad de ARN (es decir, microARN, ARN largos no codificantes, ARN ribosómicos) que pueden transferirse a las células receptoras, donde influyenen la señalización posterior. Al estar encerrada por una sola unidad de membrana, la bioactividad de los exosomas depende no solo de la carga de proteínas y ácidos nucleicos, sino también de los componentes lipídicos de la membrana limitante. Las membranas exosómicas están enriquecidas en fosfatidilserina, ácido fosfatídico, colesterol, esfingomielina, ácido araquidónico y otros ácidos grasos, todos los cuales pueden influir en la estabilidad de los exosomas y la topología de la membrana 2,3. Como resultado de la disposición de la carga y los lípidos, los exosomas inician vías de señalización en las células receptoras y participan en el mantenimiento de la fisiología tisular normal 1,2,4,5. Bajo ciertas condiciones patológicas (es decir, neurodegeneración, fibrosis y cáncer), se ha demostrado que desencadenan y propagan estímulos patológicos 4,6,7,8,9,10,11.
Debido a su capacidad para propagar señales a sitios vecinos o distantes, los exosomas se han convertido en biomarcadores valiosos para el diagnóstico o pronóstico de enfermedades. Además, los exosomas se han utilizado experimentalmente como vehículos de compuestos terapéuticos 2,12. La posible aplicación de estas nanovesículas en la clínica hace que el método de aislamiento sea cada vez más importante para lograr el máximo rendimiento, pureza y reproducibilidad. Se han desarrollado e implementado diferentes técnicas para el aislamiento de exosomas. En general, los exosomas se pueden aislar de medios de cultivo celular acondicionados o fluidos corporales mediante centrifugación diferencial, cromatografía de exclusión por tamaño y captura inmunitaria (utilizando kits disponibles comercialmente). Cada enfoque tiene ventajas y desventajas únicas que se han discutido anteriormente 1,2,13,14.
El protocolo descrito se centra en 1) el aislamiento y cultivo de fibroblastos primarios del músculo gastrocnemio de ratón adulto y 2) la purificación y caracterización de los exosomas liberados en el medio de cultivo por estas células. Actualmente se carece de un protocolo bien establecido para el aislamiento de exosomas de fibroblastos primarios para estudios funcionales. Los fibroblastos primarios no secretan grandes cantidades de exosomas, lo que dificulta el proceso de aislamiento y purificación. Este protocolo describe la purificación de grandes cantidades de exosomas puros a partir de grandes volúmenes de cultivo, manteniendo su integridad morfológica y actividad funcional. Los exosomas purificados obtenidos a partir de medio acondicionado se han utilizado con éxito en experimentos de captación in vitro para inducir vías de señalización específicas en las células receptoras. También se han utilizado para análisis proteómicos comparativos de cargas exosomales de múltiples muestras biológicas4.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los procedimientos en ratones se realizaron de acuerdo con los protocolos con animales aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del St. Jude Children's Research Hospital y las pautas de los Institutos Nacionales de Salud.
1. Preparación de soluciones y medios
- Prepare la solución de digestión mezclando 15,4 ml de PBS con 2,5 ml de 20 mg/ml de colagenasa P (concentración final de 5 mg/ml), 2 ml de 11 U/ml de dispasa II (concentración final de 1,2 U/ml) y 100 μl de 1,0 M de CaCl2 (concentración final de 5 mM).
- Prepare 500 mL de medio de fibroblastos primarios (DMEM completo) mezclando 440 mL de DMEM con 50 mL de FBS (10%), 5.0 mL de pluma/estreptococo (100 U/mL y 100 μg/mL, respectivamente) y 5.0 mL de suplemento de glutamina (2 mM). Filtrar-esterilizar el medio con un filtro de vacío de 0,22 μm de tamaño de poro.
- Preparar suero libre de exosomas mediante ultracentrifugación nocturna de FBS en tubos de polipropileno de 38,5 ml a 100.000 x g a 4 °C y transferir el sobrenadante a un nuevo tubo.
- Prepare 500 ml de medio libre de exosomas mezclando 440 ml de DMEM con 50 ml de suero libre de exosomas (10%), 5 ml de pluma/estreptococo (100 U/ml y 100 μg/ml) y 5 ml de suplemento de glutamina (2 mM). Filtrar-esterilizar el medio con un filtro de vacío de 0,22 μm de tamaño de poro.
- Preparar 0,5 M de Tris-HCl (pH 7,4) disolviendo 6,057 g de Tris base en 90 mL de dH 2 O y ajustando elpH a 7,4 con HCl. Ajustar el volumen a 100 mL con dH2O.
- Preparar 10 mM de solución de Tris-HCl (pH 7,4)/1 mM de Mg(Ac)2 (solución de trabajo de sacarosa) mezclando 97,9 mL dedH2Ocon 2 mL de Tris-HCl 0,5 M (pH = 7,4) y 100 μL de 1 M de Mg(Ac)2. Agregue inhibidores de la proteasa a la solución justo antes de usarla y manténgala en hielo.
- Prepare soluciones de gradiente de densidad de sacarosa en hielo de acuerdo con la Tabla 1. Estas soluciones son suficientes para preparar dos tubos de gradiente de sacarosa.
- Prepare 100% TCA agregando 40 ml de dH2O a 100 g de TCA en polvo y mezcle hasta que se disuelva por completo. Ajuste el volumen final con dH2O a 100 mL.
- Prepare etanol al 80% mezclando 20 mL de dH2O con 80 mL de etanol al 100%.
- Prepare el tampón de Western blot mezclando 1,8 L de dH2O con 200 ml de tampón de funcionamiento 10x.
- Prepare el tampón de transferencia Western blot mezclando 1,4 L de dH2O con 200 ml de tampón de transferencia 10x y 400 ml de metanol. Enfríe previamente el tampón de transferencia a 4 °C.
- Preparar 20x solución salina tamponada con Tris (TBS) disolviendo 122 g de Tris base y 180 g de cloruro de sodio en 850 mL dedH2O (pH 8,0). Ajuste el volumen a 1 L con dH2O.
- Prepare el tampón de bloqueo disolviendo 5 g de leche en polvo descremada con 1 ml de Tween-20 al 10%, 5 ml de 20x TBS y 94 ml dedH2O.
- Prepare el tampón de anticuerpos disolviendo 3 g de BSA con 1 ml de Tween-20 al 10 %, 5 ml de TBS 20x y 94 ml dedH2O.
- Prepare el tampón de lavado mezclando 100 ml de 20x TBS y 20 ml de Tween-20 al 10% (10x) con 1,88 L dedH2O.
- Prepare la solución de revelado mezclando 1 volumen de luminol/enhance con 1 volumen de tampón de peróxido estable.
2. Disección del músculo gastrocnemio (GA) del ratón15,16
- Prepare tubos de 50 ml que contengan 10 ml de PBS en hielo.
- Sacrificar a los ratones en una cámara de CO2 seguida de una luxación cervical.
- Retire el músculo gastrocnemio de ambas piernas y transfiéralas a la sonda con PBS en hielo.
NOTA: Retire el músculo sóleo del músculo GA antes de transferir el músculo GA al PBS.
3. Aislamiento y cultivo primario de fibroblastos de ratón
- Pesar los músculos y transferirlos a un plato de 10 cm debajo de una capucha de bioseguridad. Pica los músculos con bisturíes hasta que se convierta en una pasta fina.
- Transfiera la pasta muscular finamente picada a un tubo de 50 ml y agregue 3,5 veces el volumen/mg de tejido de la solución de digestión al tubo e incube durante 45 minutos a 37 ° C. Mezcle bien la suspensión con una pipeta de 5 ml cada 10 minutos (esto ayudará a la disociación completa).
NOTA: Alternativamente, se puede usar un disociador de tejidos para este paso. - Añadir 20 ml de DMEM completo a la suspensión celular para inactivar la solución de digestión. Transfiera a un filtro de células de nailon de 70 μm colocado en un tubo de 50 ml. Recoja el flujo y lave el filtro de células con 5 ml adicionales de DMEM completo.
- Centrifugar la suspensión celular a 300 x g a temperatura ambiente (RT) durante 10 min y retirar con cuidado el sobrenadante.
- Vuelva a suspender el gránulo en 10 ml de DMEM completo y siembre las células en un plato de 10 cm.
- Cultivar las células a 37 °C, 5% CO 2, 3% O2 (paso 0 o P0).
NOTA: 1) Estos cultivos deben mantenerse a un nivel bajo de oxígeno para garantizar condiciones similares a las fisiológicas (el nivel deO2 en el músculo esquelético es de alrededor del 2,5%)17. 2) El número de paso (por ejemplo, P0) de un cultivo celular es un registro del número de veces que el cultivo ha sido subcultivado. 3) Los fibroblastos primarios en P0 se cultivan rutinariamente hasta el 100% de confluencia más 1 día (y solo para P0). Esto es para purgar otros tipos de células y asegurar que las células presentes en el cultivo sean solo fibroblastos, sin células miogénicas según el examen microscópico. El músculo esquelético de un animal adulto a los 2 meses de edad contiene aproximadamente un 2% de progenitores miogénicos4. Además, los progenitores miogénicos generalmente no se adhieren a las placas sin recubrimiento; por lo tanto, se pierden durante el subcultivo18,19,20. Las células miogénicas requieren un medio diferente (F10) suplementado con un 20% de FBS y factor de crecimiento básico de fibroblastos (bFGF)18. En el DMEM completo, los fibroblastos medianos tienen una tasa de proliferación más alta que las células miogénicas, lo que resulta en la eliminación de estas células contaminantes antes del primer paso. - Enjuague las células P0 con PBS cuando estén al 100% confluentes más 1 día. Añadir 1 mL de solución de tripsinización e incubar a 37 °C, 5% CO 2, 3% O2 para separar las células. Detenga la actividad enzimática utilizando 10 ml de DMEM completo.
- Centrifugar las células a 300 x g durante 10 min a RT y resuspender el pellet en 20 mL de DMEM completo y sembrar en una placa de 15 cm (pasaje 1 o P1). Las células crecen hasta una confluencia del 80%-90% y pueden expandirse hasta el pasaje 3.
NOTA: Dependiendo de los experimentos posteriores, se pueden utilizar el pasaje 1, el pasaje 2 (P2) o el pasaje 3 (P3).
4. Siembra de células y recolección de medio acondicionado
- Lavar los fibroblastos (P1, P2 o P3) con 10 mL de PBS, añadir 2,5 mL de solución de tripsinización a las células e incubar a 37 °C, 5% CO 2, 3% O2. Detenga la actividad enzimática mediante el uso de 10 ml de DMEM completo.
NOTA: Después del pasaje 4, las células primarias se descartan y no deben usarse para más experimentos, ya que cambian de características. - Recoger las células y centrifugar a 300 x g a RT durante 10 min.
- Resuspendió el gránulo celular en 10 mL de medio libre de exosomas y contó las células.
- Siembre las células a 1,5-2,0 x 106 células por plato (15 cm) e incube a 37 °C, 5% CO 2, 3% O2.
- Recoja el medio acondicionado entre 16 y 24 h en tubos de 50 ml sobre hielo.
NOTA: Si las células no son confluentes en un 80%, se puede agregar nuevamente medio libre exosomal fresco y recolectar después de un período adicional de 16 a 24 h. Las dos colecciones se pueden combinar para su posterior procesamiento.
5. Purificación de exosomas mediante diferencial y ultracentrifugación
NOTA: Todos los pasos se realizan a 4 °C o con hielo. Equilibre el tubo con un tubo lleno de agua cuando sea necesario.
- Centrifugar el medio acondicionado a 300 x g durante 10 min para eliminar las células vivas y transferir el sobrenadante a un nuevo tubo de 50 mL.
- Eliminar las células muertas por centrifugación a 2.000 x g durante 10 min y transferir el sobrenadante a un tubo de polipropileno de 38,5 mL.
- Centrifugar el sobrenadante a 10.000 x g durante 30 min para la eliminación de orgánulos, cuerpos apoptóticos y fragmentos de membrana. Transfiera el sobrenadante a un tubo ultra claro de 38,5 ml.
- Ultracentrifugar el sobrenadante a 100.000 x g durante 1,5 h para granular los exosomas.
- Deseche cuidadosamente el sobrenadante, dejando aproximadamente 1 ml de medio acondicionado, y lave el gránulo de exosomas en un volumen total de 30 ml de PBS helado.
- Centrifugar a 100.000 x g durante 1,5 h y desechar cuidadosamente el sobrenadante pipeteando, teniendo cuidado de no alterar el gránulo exosomal.
- Vuelva a suspender el gránulo en PBS helado (~25 μL por plato de 15 cm) y mida la concentración de proteínas utilizando el kit de ensayo de proteínas BCA y un lector de microplacas a 562 nm.
NOTA: La concentración de proteína se mide mediante una dilución 1:2 con Triton-X100 al 0,1% endH2O. El rendimiento de exosomas de una placa de 15 cm (20 mL de medio acondicionado) de fibroblastos primarios al 80% de confluencia es de ~3-4 μg.
6. Caracterización de exosomas por gradiente de densidad de sacarosa
- Cargue el gradiente de sacarosa en un tubo ultraclaro de 13 ml pipeteando (de abajo hacia arriba) lo siguiente: 1,5 ml de soluciones de sacarosa de 2,0 M, 2,5 ml de 1,3 m, 2,5 ml de 1,16 m, 2,0 ml de 0,8 m y 2,0 ml de soluciones de sacarosa de 0,5 M.
- Mezclar 30-100 μg de exosomas con una solución de sacarosa 0,25 M y ajustar el volumen a 1 mL.
- Cargue cuidadosamente los exosomas en la parte superior de los gradientes y ultracentrifugar las muestras durante 2,5 h a 100.000 x g y 4 °C.
- Retire los tubos de la ultracentrífuga y colóquelos en hielo y recoja fracciones de 1,0 ml a partir de la parte superior del gradiente. Transfiéralos a tubos de 1,7 ml en hielo.
- Agregue 110 μL de TCA al 100% a cada tubo, mezcle bien e incube durante 10 minutos a RT.
- Centrifugar durante 10 min a 10.000 x g y RT y desechar con cuidado el sobrenadante.
- Vuelva a suspender el gránulo en 500 μL de etanol al 80% preenfriado y deje lavar las muestras durante 10 min a -20 °C.
- Centrifugar durante 10 min a 10.000 x g y 4 °C y desechar el sobrenadante.
- Seque el gránulo durante 10-15 minutos a RT y vuelva a suspender el gránulo en PBS para experimentos in vitro. Mida la concentración de proteínas con el kit de ensayo de proteínas BCA o vuelva a suspender el gránulo directamente en 14,5 μl de dH2O, 5 μl de tampón Laemmli 4x y 0,5 μl de DTT 1 M para análisis de Western blot.
7. Detección de exosomas mediante análisis de Western blot
- Mezcle de 5 a 10 μg de exosomas del paso 5.7 con 5 μl de tampón Laemmli 4x y 0,5 μl de DTT de 1 M y, a continuación, ajuste el volumen final a 20 μl con dH2O. Caliente todas las muestras, incluidas las del paso 6.9, durante 5 min a 98 °C.
- Cargue las muestras en un gel sin manchas TGX al 10% y cargue las escaleras de proteínas de acuerdo con las recomendaciones del fabricante.
NOTA: Elija el porcentaje del gel según el peso molecular de la proteína de interés. - Ejecute el gel a 100 V durante ~ 1 h en el tampón de funcionamiento hasta que el tinte de carga esté en el fondo del gel.
NOTA: El tiempo de funcionamiento puede variar según el equipo utilizado o el tipo y porcentaje de gel. - Imagínate el gel. Las imágenes de los geles sin tinción se utilizan como control de carga para inmunoblots.
- Transferir el gel con una membrana de PVDF durante 1,5 h a 80 V o toda la noche a 30 V a 4 °C.
- Bloquear las membranas en tampón de bloqueo durante 1 h en RT.
- Incubar las membranas para anticuerpos específicos (Tabla 2) en tampón de anticuerpos durante la noche a 4 °C con agitación.
- Lavar las membranas en tampón de lavado e incubar las membranas con los anticuerpos secundarios apropiados (Tabla 2) durante 1 h a RT con agitación.
- Lave las membranas en un tampón de lavado y obtenga imágenes de las membranas utilizando una solución de revelado y un generador de imágenes basado en cámara. Alternativamente, use una película de rayos X para revelar las membranas.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Este protocolo es adecuado para la purificación de exosomas a partir de grandes volúmenes de medio acondicionado de una manera rentable. El procedimiento es altamente reproducible y consistente. La Figura 1 muestra la imagen de microscopía electrónica de transmisión (TEM) de exosomas purificados del medio de cultivo de fibroblastos primarios de ratón. La Figura 2 muestra el patrón de expresión proteica de los marcadores exosomales canónicos y la ausencia de contaminantes proteicos citosólicos (LDH) y RE (calnexina). La Figura 3 muestra la distribución de los marcadores exosomales canónicos (Alix, CD9 y CD81) después de los gradientes de densidad de sacarosa.
Figura 1: Imagen TEM representativa de exosomas aislados del medio de cultivo de fibroblastos primarios de ratón. Se muestran los tamaños relativamente uniformes de estas nanovesículas. Las líneas negras transversales denotan el diámetro de las vesículas individuales. Barra de escala = 100 nm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Inmunotransferencias de lisados de exosomas sondeados con anticuerpos contra marcadores de exosomas, citosólicos y RE. Alix, CD81, CD9, flotillina1, syndecan1, sintenina1 (exosoma), citosólico (LDH) y ER (calnexina). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Exosomas separados por un gradiente de densidad de sacarosa. Las fracciones individuales se sondearon en un Western blot con anticuerpos contra Alix, CD9 y CD81. Según el patrón de fraccionamiento de los marcadores, los exosomas sedimentan consistentemente en fracciones 3-6, que corresponden a densidades de 1,096-1,140 g/mL. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Sacarosa (g) | Solución de trabajo de sacarosa (ml) | |
| 2.0 M | 2.74 | 4.0 |
| 1,3 M | 2.67 | 6.0 |
| 1,16 M | 2.38 | 6.0 |
| 0,8 M | 1.37 | 5.0 |
| 0,5 m | 0.86 | 5.0 |
| 0,25 m | 0.26 | 3.0 |
Tabla 1: Soluciones de gradiente de densidad de sacarosa.
| Anticuerpo | Anfitrión | Compañía | Número de catálogo |
| CD9 | Rata | BD Biociencias | 553758 |
| CD81 | Ratón | Santa Cruz Biotechnologies | SC-166029 |
| Alix | Conejo | Laboratorio d'Azzo | Alix |
| Flotilin1 | Ratón | BD Biociencias | 610820 |
| Sindecan1 | Conejo | Tecnologías de la vida | 36-2900 |
| Sintenina1 | Conejo | Millipore/Sigma | AB15272 |
| LDH | Cabra | Quimio | AB1222 |
| Calnexin | Cabra | Santa Cruz Biotechnologies | SC-6465 |
| rata-HRP | Burro | Jackson, Imm. Laboratorio de Res | 112-035-003 |
| Ratón-HRP | Cabra | Jackson, Imm. Laboratorio de Res | 115-035-044 |
| Conejo-HRP | Cabra | Jackson, Imm. Laboratorio de Res | 111-035-144 |
Tabla 2: Anticuerpos primarios y secundarios.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Un paso crítico para el aislamiento exitoso de los exosomas de los medios de cultivo, como se describe en este protocolo, es el establecimiento y mantenimiento adecuados de cultivos primarios de fibroblastos de ratón a partir de músculo esquelético adulto. Estos cultivos deben mantenerse a un nivel bajo de oxígeno para garantizar condiciones similares a las fisiológicas (el nivel de O2 en el músculo esquelético es de ~2,5%)15. Los fibroblastos primarios cambiarán de características cuando se eliminen en cultivo demasiadas veces. Por lo tanto, un número de paso bajo es imperativo para el rendimiento ideal de exosomas. Los exosomas purificados deben utilizarse inmediatamente con fines experimentales o mantenerse congelados en alícuotas a -80 °C hasta que se necesiten. Otro paso importante en el protocolo es el uso de soluciones de sacarosa preparadas frescas cada vez. Una limitación del método es que requiere mucho tiempo, porque los fibroblastos primarios generalmente no secretan grandes cantidades de exosomas, como otras células secretoras. Por lo tanto, se deben emplear grandes cultivos, lo que da como resultado grandes volúmenes de medios acondicionados para procesar.
La ventaja de la centrifugación diferencial utilizada aquí es que representa un enfoque escalable (hasta litros) y es el método de elección para aislar exosomas de fibroblastos primarios. Un método alternativo para volúmenes más grandes (hasta 100 ml por columna) es la cromatografía de exclusión por tamaño (SEC). Este método es rápido y puede separar las proteínas de los exosomas. La columna no granula exosomas, por lo que se requieren más pasos de concentración o centrifugación. Una de las desventajas del método SEC es que la columna puede obstruirse con el tiempo y sobrecargarse. Otros métodos actuales se basan en el uso de pequeños volúmenes de fluidos biológicos (es decir, orina, líquido cefalorraquídeo, suero, plasma) y kits disponibles comercialmente. Aunque estos kits garantizan la reproducibilidad, son costosos y no siempre producen un alto rendimiento de exosomas puros. El protocolo descrito para la purificación de exosomas es sencillo y se puede aplicar a diferentes tipos de células, tejidos y órganos completos, u otros fluidos biológicos, según la necesidad experimental.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ninguno de los autores tiene conflictos de intereses que declarar.
Acknowledgments
Alessandra d'Azzo es titular de la Cátedra de Genética y Terapia Génica de Jewelers for Children (JFC). Este trabajo fue financiado en parte por las subvenciones de los NIH R01GM104981, RO1DK095169 y CA021764, la Fundación Asís de Memphis y las Caridades Asociadas Sirio-Libanesas Estadounidenses.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 cm dishes | Midwest Scientific, TPP | TP93100 | |
| 15 cm dishes | Midwest Scientific | TP93150 | |
| BCA protein assay kit | Thermo Fisher Scientific, Pierce | 23225 | |
| Bovine serum albumin Fraction V | Roche | 10735094001 | |
| CaCl2 | Sigma | C1016-100G | |
| Centrifuge 5430R with rotors FA-35-6-30/ FA-45-48-11 | Eppendorf | 022620659/5427754008 | |
| Chemidoc MP imaging system | BioRad | 12003154 | |
| Collagenase P | Sigma, Roche | 11 213 857 001 | 100 mg |
| cOmplete protease inhibitor cocktail | Millipore/Sigma, Roche | 11697498001 | |
| Criterion Blotter with plate electrodes | BioRad | 1704070 | |
| Criterion TGX stain-free protein gel | BioRad | 5678034 | 10% 18-well, midi-gel |
| Criterion vertical electrophoresis cell (midi) | BioRad | NC0165100 | |
| Dispase II | Sigma, Roche | 04 942 078 001 | neutral protease, grade II |
| Dithiothreitol | Sigma/Millipore, Roche | 10708984001 | |
| Dulbecco’s Modification Eagles Medium | Corning | 15-013-CV | |
| Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline | Corning | 21-031-CV | |
| Ethanol 200 proof | Pharmco by Greenfield Global | 111000200 | |
| Falcon 50 mL conical centrifuge tubes | Corning | 352070 | |
| Fetal Bovine Serum | Gibco | 10437-028 | |
| Fluostar Omega multi-mode microplate reader | BMG Labtech | ||
| GlutaMAX supplement | Thermo Fisher Scientific, Gibco | 35050-061 | |
| Hydrochloric acid | Fisher Scientific | A144S-500 | |
| Immobilon-P Transfer membranes | Millipore | IPVH00010 | |
| Laemmli sample buffer (4x) | BioRad | 1610747 | |
| Magnesium acetate solution | Sigma | 63052-100ml | |
| Non-fat dry milk | LabScientific | M-0842 | |
| O2/CO2 incubator | Sanyo | MC0-18M | |
| Penicillin-Streptomycin | Thermo Fisher Scientific, Gibco | 15140-122 | 10,000 U/ml |
| Premium microcentrifuge tubes | Fisher Scientific, Midwest Scientific | AVSC1510 | 1.7 mL |
| Protected disposable scalpels | Fisher Scientific, Aspen Surgical Bard-Parker | 372610 | |
| Running buffer | BioRad | 1610732 | |
| Sodium Chloride | Fisher Scientific, Fisher Chemical | S271-3 | |
| Stericup Quick release-GP sterile vacuum filtration system | Millipore | S2GPU05RE | 500 mL |
| Sterile cell strainer (70 mm) | Fisher Scientific, Fisher brand | 22-363-548 | |
| Sucrose | Fisher Scientific, Fisher Chemical | S5-500 | |
| SuperSignal west Femto | Thermo Fisher Scientific | 34096 | |
| Thin wall Polypropylene tubes | Beckman Coulter | 326823 | |
| Transfer buffer | BioRad | 16110734 | |
| Trichloroacetic Acid | Sigma | 91228-100G | |
| Tris base | BioRad | 1610719 | |
| Triton-X100 solution | Sigma | 93443-100mL | |
| TrypLE Express Enzyme | Thermo Fisher Scientific, Gibco | 12604-013 | No phenol red |
| Tween-20 | BioRad | #1610781 | |
| Ultra-centrifuge Optima XPM | Beckman Coulter | A99842 | |
| Ultra-clear tube (14x89 mm) | Beckman Coulter | 344059 | |
| Ultra-clear tubes (25x89 mm) | Beckman Coulter | 344058 | |
| Water bath Isotemp 220 | Fisher Scientific | FS220 |
References
- Doyle, L. M., Wang, M. Z. Overview of Extracellular Vesicles, Their Origin, Composition, Purpose, and Methods for Exosome Isolation and Analysis. Cells. 8 (7), 727 (2019).
- Gurunanthan, S., Kang, M. H., Jeyaraj, M., Qasim, M., Kim, J. H. Review of the Isolation, Characterization, Biological Function, and Multifarious Therapeutic Approaches of Exosomes. Cells. 8 (4), 307 (2019).
- Zhang, Y., Liu, Y., Liu, H., Tang, W. H. Exosomes: biogenesis, biologic function and clinical potential. Cell & Bioscience. 9 (19), 3070-3085 (2019).
- van de Vlekkert, D., et al. Excessive exosome release is the pathogenic pathway linking a lysosomal deficiency to generalized fibrosis. Science Advances. 5 (7), 3270 (2019).
- Rackov, G., et al. A Vesicle-Mediated Control of Cell Function: The Role of Extracellular Matrix and Microenvironment. Frontiers in Physiology. 9, 651 (2018).
- Howitt, J., Hill, A. F.
- Jing, H., Tang, S., Lin, S., Liao, M., Chen, H., Zhou, J. The role of extracellular vesicles in renal fibrosis. Cell Death and Disease. 10 (5), 367 (2019).
- Asef, A., Mortaz, E., Jamaati, H., Velayati, A. Immunologic role of extracellular vesicles and exosomes in the pathogenesis of cystic fibrosis. Journal of Respiratory Diseases, Thoracic Surgery, Intensive Care and Tuberculosis. 17 (2), 66-72 (2018).
- Cai, A., Cheng, X., Pan, X., Li, J. Emerging role of exosomes in liver physiology and pathology. Hepatology Research. 47 (2), 194-203 (2017).
- Machado, E., et al. Regulated lysosomal exocytosis mediates cancer progression. Science Advances. 1 (11), 1500603 (2015).
- Tian, W., Liu, S., Li, B. Potential role of exosomes in cancer metastasis. Biomed Research International. , 4649705 (2019).
- Barile, L., Vassalli, G. Exosomes: Therapy delivery tools and biomarkers of disease. Pharmacology and Therapeutics. 174, 63-78 (2017).
- Patel, G. K., et al. Comparative analysis of exosome isolation methods using culture supernatant for optimum yield, purity and downstream applications. Science Reports. 9 (1), 5335 (2019).
- Ayala-Mar, S., Donoso-Quezada, J., Gallo-Villanueva, R. C., Perez-Gonzalez, V. H., González-Valdez, J. Recent advances and challenges in the recovery and purification of cellular exosomes. Electrophoresis. 40 (23-24), 3036-3049 (2019).
- Boutagy, N. E., et al. Isolation of Mitochondria from Minimal Quantities of Mouse Skeletal Muscle for High Throughput Microplate Respiratory Measurements. Journal of Visualized Experiments. (105), e53217 (2015).
- Lee, Y. S. Muscle Dissection in mouse. , Available from: https://www.youtube.com/watch?v=Wh0gXfrHaH8 (2016).
- Mas-Bargues, C., et al. Relevance of oxygen concentration in stem cell culture for regenerative medicine. International Journal of Molecular Sciences. 20 (5), 1195 (2019).
- Bois, P. R., Grosveld, G. FKHR (FOX01a) is required for myotube fusion of primary mouse myoblasts. The EMBO Journal. 22 (5), 1147-1157 (2003).
- Machida, S., Spangenburg, E. E., Booth, F. W. Primary rat muscle progenitor cells have decreased proliferation and myotube formation during passages. Cell Proliferation. 37, 267-277 (2004).
- Syverud, B. C., Lee, J. D., VanDusen, K. W., Larkin, L. M. Isolation and purification of satellite cells for skeletal muscle tissue engineering. Journal of Regenerative Medicine. 3 (2), 117 (2014).
