Summary
En protokoll for å blokkere lymfestrømmen ved kirurgisk suturering av afferent lymfatiske kar presenteres.
Abstract
Lymfatiske kar er avgjørende for å opprettholde vevsvæskebalanse og optimalisere immunforsvaret ved å transportere antigener, cytokiner og celler til drenering av lymfeknuter (LN). Avbrudd av lymfestrøm er en viktig metode når man studerer funksjonen til lymfatiske kar. De afferent lymfatiske karene fra murine fotplaten til popliteal lymfeknuter (pLNer) er veldefinerte som de eneste rutene for lymfedrenasje i pLNene. Suturering av disse afferent lymfatiske fartøyene kan selektivt forhindre lymfestrøm til pLNene. Denne metoden muliggjør interferens i lymfestrøm med minimal skade på lymfe endotelcellene i den drenerende pLN, de afferent lymfatiske karene, samt andre lymfatiske kar rundt området. Denne metoden har blitt brukt til å studere hvordan lymfe påvirker høye endotel venler (HEV) og chemokin uttrykk i LN, og hvordan lymfe strømmer gjennom fettvevet rundt LN i fravær av funksjonelle lymfatiske kar. Med den økende anerkjennelsen av betydningen av lymfefunksjon, vil denne metoden ha bredere applikasjoner for å ytterligere avdekke funksjonen til lymfatiske kar i å regulere LN mikromiljø og immunresponser.
Introduction
Den romlige organiseringen av lymfesystemet gir strukturell og funksjonell støtte for effektivt å fjerne ekstracellulær væske og transportere antigener og antigen-presentere celler (APC) til drenering LNer. De første lymfatiske karene (også kalt lymfatiske kapillærer) er svært gjennomtrengelige på grunn av deres usammenhengende intercellulære veikryss, noe som letter effektiv innsamling av væsker, celler og andre materialer fra omkringliggende ekstracellulærerom 1. De første lymfatiske karene smelter sammen til å samle lymfatiske kar, som har tette intercellulære veikryss, en kontinuerlig kjellermembran og lymfatisk muskeldekning. Innsamling av lymfatiske kar er ansvarlig for transport av innsamlede lymfe til drenerende LNer og til slutt returnerelymfe til sirkulasjonen 2,3. De oppsamlingslymfatiske karene som driver lymfe inn i drenerende LN er de afferent lymfatiskekarene 4,5,6,7. Obstruksjon av afferent lymfekar kan blokkere lymfestrømmen inn i LNs, noe som er en nyttig teknikk når du studerer funksjonen til lymfestrøm.
Tidligere studier har vist at lymfeflyt spiller en betydelig rolle i transport av antigener og APCer, samt opprettholde LN homeostase. Det er godt forstått at vev-avledede APCer, vanligvis aktivert migrerende dendrittiske celler (DCs), reise gjennom de afferent lymfatiske fartøyene til LN for å aktivereT-celler 8. Ideen om at friform antigener, som mikrober eller løselige antigener, passivt flyter med lymfe til LN for å aktivere LN-resident APCer har fått aksept i det sistetiåret 9,10,11,12. Friform antigener som reiser med lymfe tar minutter etter infeksjonen å reise til LN, og LN-bosatt celle aktivering kan oppstå innen 20 min etter stimulering. Dette er mye raskere enn aktiveringen av migrering av DCer, som tar mer enn 8 timer å gå inn i drenering LN9. Foruten transport av antigener for å initiere immunforsvar, bærer lymfe også cytokiner og DCer til LN for å opprettholde mikromiljøet, og for å støtte immuncellehjemostase13,14. Tidligere viste blokkering av lymfestrøm ved å suturere de afferent lymfatiske karene at lymfe er nødvendig for å opprettholde HEV fenotypen som kreves for å støtte homeostatisk T-celle og B-celle homing til LN15,16,17. CCL21 er en kritisk chemokin som leder DC og T celleposisjonering i LN8,18. Blokkering av lymfeflyt avbryter CCL21-uttrykket i LN og avbryter potensielt DC- og T-celleposisjonering og/eller interaksjon i LN19. Dermed kan blokkering av lymfestrøm direkte eller indirekte oppheve antigen/DC-tilgang til drenerings-LN ved å forstyrre LN-mikromiljøet som regulerer immunresponsen i LN. For bedre å undersøke funksjonen av lymfestrøm, presenteres en eksperimentell protokoll (figur 1) for å blokkere lymfestrømmen hos mus ved å suturere de afferent lymfatiske karene fra fotplaten til pLN. Denne metoden kan være en viktig teknikk for fremtidige studier på lymfefunksjon i sunne og syke forhold.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alt dyrearbeid må godkjennes av institusjonell og statlig etikk- og dyrehåndteringskomité. Dette er en ikke-overlevelsesoperasjon.
1. Utarbeidelse av materialer
- Forbered 100 ml 70 % etanol ved å blande 70 ml 100 % etanol med 30 ml sterilt vann. Autoklav alle kirurgiske verktøy før operasjonen og holde verktøyene i 70% etanol før og under operasjonen for å opprettholde sterilisering.
- Forbered et injeksjonsapparat.
- Klipp ~30 cm polyetylenrør (0,28 mm i diameter). Koble spissen på en 30 G x 1/2 kanyle (nål A) til den ene enden av polyetylenrør. Løsne forsiktig ytterligere 30 G x 1/2 kanyle (nål B) og koble den ødelagte siden til den andre enden av polyetylenrørene.
- Fest nålen A til en 1 ml tuberulinsprøyte.
MERK: For denne polyetylenslangen tilsvarer 1,6 cm væske i slangen 1 μL20.
- Forbered en 10:1 ketamin/xylazinblanding (10 mg/ml ketamin og 1 mg/ml xylazin) i saltvann (bakteriostatisk 0,9 % [w/v] natriumklorid). Forbered oppløsningen på nytt før bruk.
2. Fremstilling av dyret for kirurgi
MERK: Bruk mus i alderen 6-10 uker. Både hunn- og hannmus kan brukes. I denne studien ble det brukt 6-10 uker gamle, C57BL/6 hunnmus. Denne metoden kan tilpasses andre stammer av mus.
- Bedøv musen ved å injisere 250 μL av ketamin/xyazinblandingen intraperitonealt. Vent til musen sover helt. Sørg for at musen ikke reagerer på en tåklem for å oppdage full bedøvelse.
- Barber pels rundt bena med hårklippere.
- Påfør hårfjerningskremen rundt beinet og vent i 5 min. Tørk av restpelsen og hårfjerningskremen ved hjelp av et fuktig vev og rengjør benet med sterilt vann. Spray 70% etanol rundt beinet for å sterilisere operasjonsområdet. Etanol er begrenset til snittstedet.
3. Kirurgisk suturering av afferent lymfatiske kar
MERK: Høyre ben er suturert, og venstre ben brukes som sham kontroll. Lymfeprotokollen (trinn 3.1-3.8) tar 20-30 min.
- Hold musen i en utsatt posisjon og fest den med kirurgisk tape for å eksponere operasjonsområdet på høyre ben.
- Intradermally injisere 5 μL av 1% Evans blå fargestoff eller 9 cm av væsken av injeksjon apparatet rør inn i fotplaten. Masser forsiktig fotplaten for å hjelpe Evans blå inn i lymfekarene.
MERK: Insulinsprøyten er ikke lett å kontrollere for injeksjon med lite volum. Volumet kan styres mer nøyaktig ved hjelp av injeksjonsapparatet. Lymfatiske kar visualiseres av blått fargestoff under huden. Med omfattende trening kan begge afferent lymfatiske kar ses med det blotte øye som gjennomsiktige kar i fettvevet, parallelt med saphenous arterien. Med omfattende opplæring er det mulig å suturere fartøyene uten å injisere Evans Blue fargestoff i tilfeller der det er bekymringer for potensielle forstyrrelser fra fargestoffet. - Under et dissekerende mikroskop velger du et snittområde 5 mm fra den nederste kanten av popliteal fossa. Lag et lite snitt (~ 5 mm) i huden med saks. Bruk fine drift tang, strekke snittet, og utsette samle lymfekar (Figur 1A).
MERK: Om nødvendig kan et lite hudfragment fjernes for å eksponere lymfekarene. - Identifiser begge afferent lymfatiske kar som fører til pLN under disseksjonsmikroskopet (figur 1B).
MERK: Det er to afferent lymfatiske kar fra fotplaten til pLN. Begge må sutureres for å blokkere lymfestrømmen helt. - Bruk en nålholder, forsiktig sette sutur nålen (0,7 metrisk eller mindre) mellom afferent lymfatisk fartøy og saphenous arterien og trekke nålen forsiktig ut rundt afferent lymfatisk fartøy. Trekk forsiktig suturstrengen og la ca 2 cm av suturstrengen bak. Bruk nåleholderen til å knytte strengen tett for å suturere ett lymfatisk fartøy med kirurgens knute (figur 1C).
MERK: Vevet under snittet kan tørke ut med langvarig eksponering for luft. Å gjøre snittet så lite som mulig og utføre suturen raskt (det vil vil at innen 5 min) vil hindre vevet i å tørke ut. Opprettholde vevsfuktighet ved å bruke et lite volum saltvann med en bomullspinne. - Masser forsiktig fotplaten for å sikre at ingen Evans Blå fargestoff passerer suturstedet og kutter deretter overflødig streng med saks.
- Utfør de samme suturtrinnene (det vil at trinn 3,5 og 3,6) på det andre afferent lymfekaret (figur 1D). Lukk hud snittet med samme sutur som ble brukt til å suturere karene i trinn 3.5 (figur 1E).
- For sham kontroll, intradermally injisere 5 μL av 1% Evans blå fargestoff på venstre fottastatur og massere fotplaten for å visualisere lymfekar. Åpne huden med en eksisjon og lukk deretter såret uten å suturere fartøyet (figur 1F).
- Du kan eventuelt overvåke de opererte musene i 2-4 timer. Sutursiden av beinet skal vise ødem med Evans Blue spredt til låret, mens kontrollbenet vil vise begrenset Evans blå fargestoff i fotplaten. Hvis mus våkner, vil en ekstra ketamin/xylazinblanding bli injisert for å holde bedøvet til eutanasi.
4. Sporing av lymfestrømmen
- Umiddelbart etter operasjonen injiserer intradermally 10 μL av 2% fluorescein isothiocyanat (FITC) i fotplaten på både kontrollen og lymfefatisk suturert ben.
- Euthanize musene med 400 μL ketamin / xylazine blanding og utføre cervical forvridning når musene er fullt bedøvet.
- Samle pLNer fra popliteal fossa og fjern forsiktig perinodale fettvevet rundt pLNene under disseksjonsmikroskopet ved 2, 6 og 12 timer etter FITC-injeksjon.
- Bygg inn pLNene med det medullære sinusområdet vendt mot siden av kryomold i optimal skjæretemperatur (OCT) sammensatte (figur 1G, H).
- Forbered 20 μm frosne seksjoner ved hjelp av en kryotomi.
- Bilde kryoseksjonene under et konokalt mikroskop for å bestemme FITC-distribusjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Lymfatisk karsugur har blitt brukti tidligere studier 15,16,17,19, hvor det fungerte som et viktig verktøy for å studere funksjonen av lymfestrøm før molekylærbiologien til lymfatiske kar ble bedre forstått. Blokkering av lymfestrømmen avbryter LN homeostase, noe som fører til at HEVs mister det kritiske genuttrykket som trengs for optimal lymfocytt homing til LN15,16,17. Siden da tok det ytterligere to tiår å vise at DC-er som reiser med lymfe er avgjørende for å opprettholde HEV-genuttrykksprofilen og lymfocytter som homing til LN13. Skjærstresset fra lymfestrømmen er avgjørende for å stimulere chemokinuttrykket i LN. Blokkering av lymfestrøm avbryter chemokin CCL21-uttrykket i LN19, noe som er avgjørende for å lede DC- og T-celleposisjonering i LN. Derfor kan avbrutt flyt kompromittere DCer og T-celler posisjonering i LN8,18.
Umiddelbart etter operasjonen ble en liten molekylær vektfluoreserende tracer, FITC, brukt til å spore lymfestrøm. FITC (10 μL av 2 % FITC) ble injisert intradermally i fotplaten til sham-kontrollen og det lymfatiske suturerte benet. Drenerende pLNer ble samlet 2, 6 og 12 timer senere. Drenerende pLNer ble innebygd i OCT, og 20 μm frosne seksjoner ble utarbeidet. Konfokalbilder viste betydelig redusert FITC-akkumulering i pLNene etter sutur. Rester AV FITC i pLNene ble fortrinnsvis akkumulert i LN bihulene (figur 2).
Hvordan lymfen strømmer gjennom fettvevet rundt LN ble undersøkt ved hjelp av lymfatisk sutur. De afferent lymfatiske karene som førte til pLNene ble suturert for å blokkere lymfestrømmen, og det ble fastslått at perinodaldiponvevet kunne støtte en liten mengde lymfestrøm når lymfatiskekar ble blokkert 21. Lymfestrømmen gjennom fettvevet til LN-kapselen ble kartlagt; det syntes å mate inn i LN bihulene. Små mengder lymfe kan ha strømmet inn i LN bihulene over tid (Figur 3).
Figur 1: Trinn av popliteal LN (pLN) afferent lymfekar sutur. Kort tid etter at musene ble bedøvet med en ketamin- og xylazinblanding, ble beina barbert, og restpelsen ble fjernet av en hårfjerningskrem. Høyre ben ble brukt til sutur og venstre ben var sham kontroll. Høyre side av fotplaten ble intradermally injisert med 5 μL av 1% Evans Blå fargestoff tilberedt i PBS. Vedå massere fotplaten forsiktig fylte Evans Blå fargestoff de afferent lymfatiske karene. (B) Et lite hudkutt ble utført 5 mm fra pLN for å eksponere lymfekarene, som indikeres av de to hvite pilene. (C,D) Begge afferent lymfatiske kar ble suturert. (E) Hudens eksisjon ble lukket av suturer. Kontrollbenetfikk Evans blå injeksjon, hudutskjæring og suturlukking uten å suturere lymfekarene. (G)Suksessen til lymfestrømblokkering ble indikert av Evans blå fargestoff, som gikk inn i pLN av kontrollbenet, men ikke det suturerte benet. (H,I) De innsamlede pLNene ble innebygd i OCT-forbindelsen med subkapsformet sinus (SCS) og medullær sinus (MS) vendt mot siden av kryomolden før snap frysing i flytende nitrogen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: FITC-fordeling i drenerende pLNer på sham eller suturert ben. Konfokalbilder av pLNer samlet 2, 6 og 12 timer etter FITC injeksjon viste betydelig redusert FITC akkumulering i pLN etter sutur. Den gjenværende FITC i pLNene ble fortrinnsvis funnet i LN bihulene. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: FITC-fordeling i perinodaldiposevevet (PAT), rundt drenerende pLNer i sham eller suturert ben. Konfokale bilder av PAT og LN viste at FITC kommer inn i PAT og LN bihulene, men ble ikke effektivt distribuert over hele LN når lymfatiske kar ble blokkert. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Blokkering av lymfestrøm vil ha brede anvendelser i manipulering av antigenlevering til LN under friske og syke tilstander. Det er mulig å bruke denne metoden til å kontrollere tidspunktet for antigenlevering for å studere hvordan kontinuerlig lymfestrøm regulerer immunresponsen ved drenering av LN.It is possible to use this method to control the timing of antigen delivery in to study how continuous lymph flow regulates immune response in draining LNs. Denne metoden for lymfestrømavbrudd kan også brukes til å studere hvordan lymfepåvirkninger celle compartmentalization, celleaktivering, cellemigrasjon, og cellecelle interaksjoner i LN.
Mus som spesifikt uttrykker humant difteritoksinreseptor (DTR) i lymfefenotelceller (Flt4-cre-dtr) er utviklet; disse kan brukes til å spesifikt tømme lymfekar for å studere lymfatiskfunksjon 22. Administrering av DT dreper lymfatiske endotelceller langs lymfekarene og i LN. Uttømmingen av lymfatiske endotelceller kan helt oppheve lymfestrømmen regionalt eller systemisk for å studere lymfefunksjon. Denne metoden forårsaker betydelig væskeakkumulering i vev og fungerer som en flott modell for å studere lymfødem og lymfatisk funksjon.
Sammenlignet med den lymfatiske endotelcellespesifikke DTR-uttrykksmodellen, er fordelen med lymfeasugoturmetoden at den avbryter lymfestrømmen med minimal skade på lymfatiske endotelceller eller andre lymfatiske kar rundt området. Intervensjonen påvirker ikke cellene direkte i drenerings-LN, så den resulterende virkningen på LN-mikromiljøet eller immuncellekommunikasjonen er en konsekvens av lymfestrømsblokaden i stedet for potensiell celledød indusert av DT. En annen fordel med denne metoden er at lymfestrømmen umiddelbart blokkeres etter operasjonen, slik at tidspunktet for lymfestrømblokaden kan kontrolleres bedre.
Begrensningen av denne metoden er at den bare kan brukes til å studere regional intervensjon av lymfestrøm i afferent lymfatiske kar fra fotplaten til pLN. Denne metoden trenger identifisering av den nøyaktige plasseringen av de samlende lymfatiske karene. Innsamling av lymfatiske kar er vanskelig å identifisere på noen anatomiske steder, og dermed krever denne teknikken omfattende anatomisk og kirurgisk trening før vellykket identifisering av afferent lymfekar for å blokkere lymfestrømmen. En annen begrensning er at denne metoden ikke direkte kan blokkere lymfe som kommer inn i de første lymfatiske karene. Etter suturen kan den blokkerte lymfestrømmen øke interstitiell væsketrykk og endre lymfestrømretningen i de første lymfatiske karene. Dermed kan de intakte lymfatiske karene rundt området kompensere for funksjonen til de avbrutte lymfatiske karene og endre retningen av lymfestrømmen.
Videre øker injeksjonen av Evans Blue fargestoff interstitiell væsketrykk, noe som kan forstyrre den påfølgende tracer eller antigen injeksjon. Autofluorescensen til Evans Blå fargestoff kan forstyrre andre fluorescerende sporstoffer eller andre fluoroforer som brukes til immunofluorescerende farging. For å unngå interaksjon mellom Evans Blå fargestoff og potensielle antigener, andre tracers, eller potensielle molekylære mekanismer for lymfatisk funksjon regulering, er det mulig å identifisere samle lymfatiske kar uten Evans Blå fargestoff med det blotte øye. Dette kan oppnås med omfattende opplæring for å identifisere fartøyene. Andre fargestoffer, som isosulfan blå fargestoff kan også brukes til å erstatte Evans Blå fargestoff.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter å avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne takker Ava Zardynezhad for korrekturlesing av manuskriptet. Dette arbeidet støttes av Canadian Institute of Health Research (CIHR, PJT-156035) og Canada Foundation for Innovation for SL (32930), og av National Natural Science Foundation of China for Yujia Lin (81901576).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chloride Saline | Baxter | JB1323 | |
| 100% ethanol | Greenfield Global | University of Calgary distribution services UN1170. | |
| Depilatory cream | Nair | Nair Sensitive Formula Hair Removal Crème with Sweet Almond Oil and Baby Oil, 200-ml. Or similar product. | |
| Evans Blue dye | Sigma Life Science | E2129-10G | For 1 ml of Evans blue dye, add 0.1g Evans blue to 10 ml PBS. The Evens Blue solution will be filtered through 0.22 mm filters and kept sterile in 1ml aliquots. |
| Fluorescein isothiocyanate isomer I (FITC) | Sigma Life Science | F7250-1G | |
| Forceps Dumont #3 | WPI | 500337 | |
| Forceps Dumont #5 | WPI | 500233 | |
| Injection apparatus | Connect one end of polyethylene tubing to 30G × ½ needle. Attach a 1ml TB syringe to the needle. Dislodge needle shaft from another 30G × ½ needle. Insert the blunt end of the 30G × ½ needle shaft into the other end of the tubing. The inside diameter of this tubing is 0.28mm. Thus, 1.6 cm of fluid in the tubing is 1 μl. | ||
| Insulin syringe | Becton Dickinson and Company (BD) | 329461 | |
| IRIS Forcep straight | WPI | 15914 | |
| IRIS scissors | WPI | 14218-G | |
| Ketamine | Narketan | DIN 02374994 | The suppliers of Ketamine and Xylazine are usually under institutional and governmental regulation. |
| Needles (26Gx3/8) | Becton Dickinson and Company (BD) | 305110 | |
| Needles (30Gx1/2) | Becton Dickinson and Company (BD) | 305106 | |
| Paton Needle Holder | ROBOZ | RS6403 | Straight, Without Lock; Serrated |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Sigma Life Science | P4417-100TAB | |
| Polyethylene tubing | Becton Dickinson and Company (BD) | 427401 | |
| Surgical tape (1.25cmx9.1m ) | Transpore | 1527-0 | |
| Surgical tape (2.5cmx9.1m ) | Transpore | 1527-1 | |
| Suture | Davis and Geck CYANAMID Canada | 11/04 | 0.7 metric monofilament polypropylene |
| Syringe (1ml) | Becton Dickinson and Company (BD) | 309659 | |
| VANNAS scissors | World Precision Instruments (WPI) | 14122-G | |
| Xylazine | Rompun | DIN02169606 | The suppliers of Ketamine and Xylazine are usually under institutional and governmental regulation. |
| Equipment | |||
| Dissecting microscope | Olympus | Olympus S261 (522-STS OH141791) with light source: Olympus Highlight 3100 | |
| Confocal microscope | Leica | SP8 |
References
- Pflicke, H., Sixt, M. Preformed portals facilitate dendritic cell entry into afferent lymphatic vessels. The Journal of Experimental Medicine. 206, 2925-2935 (2009).
- Schmid-Schonbein, G. W.
- Skalak, T. C., Schmid-Schonbein, G. W., Zweifach, B. W. New morphological evidence for a mechanism of lymph formation in skeletal muscle. Microvascular Research. 28, 95-112 (1984).
- Johnston, M. G., Hay, J. B., Movat, H. Z. Kinetics of prostaglandin production in various inflammatory lesions, measured in draining lymph. The American Journal of Pathology. 95, 225-238 (1979).
- Eisenhoffer, J., Yuan, Z. Y., Johnston, M. G. Evidence that the L-arginine pathway plays a role in the regulation of pumping activity in bovine mesenteric lymphatic vessels. Microvascular Research. 50, 249-259 (1995).
- Gasheva, O. Y., Zawieja, D. C., Gashev, A. A. Contraction-initiated NO-dependent lymphatic relaxation: a self-regulatory mechanism in rat thoracic duct. Journal of Physiology. 575, 821-832 (2006).
- Breslin, J. W., et al. Vascular endothelial growth factor-C stimulates the lymphatic pump by a VEGF receptor-3-dependent mechanism. American Journal of Physiology- Heart and Circulatory Physiology. 293, 709-718 (2007).
- Randolph, G. J., Angeli, V., Swartz, M. A. Dendritic-cell trafficking to lymph nodes through lymphatic vessels. Nature Reviews. Immunology. 5, 617-628 (2005).
- Mempel, T. R., Henrickson, S. E., Von Andrian, U. H. T-cell priming by dendritic cells in lymph nodes occurs in three distinct phases. Nature. 427, 154-159 (2004).
- Gerner, M. Y., Casey, K. A., Kastenmuller, W., Germain, R. N. Dendritic cell and antigen dispersal landscapes regulate T cell immunity. The Journal of Experimental Medicine. 214, 3105-3122 (2017).
- Kastenmuller, W., Torabi-Parizi, P., Subramanian, N., Lammermann, T., Germain, R. N. A spatially-organized multicellular innate immune response in lymph nodes limits systemic pathogen spread. Cell. 150, 1235-1248 (2012).
- Gerner, M. Y., Torabi-Parizi, P., Germain, R. N. Strategically localized dendritic cells promote rapid T cell responses to lymph-borne particulate antigens. Immunity. 42, 172-185 (2015).
- Moussion, C., Girard, J. P. Dendritic cells control lymphocyte entry to lymph nodes through high endothelial venules. Nature. 479, 542-546 (2011).
- Gretz, J. E., Norbury, C. C., Anderson, A. O., Proudfoot, A. E., Shaw, S. Lymph-borne chemokines and other low molecular weight molecules reach high endothelial venules via specialized conduits while a functional barrier limits access to the lymphocyte microenvironments in lymph node cortex. The Journal of Experimental Medicine. 192, 1425-1440 (2000).
- Mebius, R. E., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. The function of high endothelial venules in mouse lymph nodes stimulated by oxazolone. Immunology. 71, 423-427 (1990).
- Mebius, R. E., Streeter, P. R., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. The influence of afferent lymphatic vessel interruption on vascular addressin expression. Journal of Cell Biology. 115, 85-95 (1991).
- Mebius, R. E., et al. Expression of GlyCAM-1, an endothelial ligand for L-selectin, is affected by afferent lymphatic flow. Journal of Immunology. 151, 6769-6776 (1993).
- Drayton, D. L., Liao, S., Mounzer, R. H., Ruddle, N. H. Lymphoid organ development: from ontogeny to neogenesis. Nature Immunology. 7, 344-353 (2006).
- Tomei, A. A., Siegert, S., Britschgi, M. R., Luther, S. A., Swartz, M. A. Fluid flow regulates stromal cell organization and CCL21 expression in a tissue-engineered lymph node microenvironment. Journal of Immunology. 183, 4273-4283 (2009).
- Liao, S., Jones, D., Cheng, G., Padera, T. P. Method for the quantitative measurement of collecting lymphatic vessel contraction in mice. Journal of Biological Methods. 1, 6 (2014).
- Lin, Y., et al. Perinodal Adipose Tissue Participates in Immune Protection through a Lymphatic Vessel-Independent Route. Journal of Immunology. 201, 296-305 (2018).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. Journal of Clinical Investigation Insight. 1, 84095 (2016).
