يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

حقن هيدروجيل السقالات المواد الحيوية إلى الدماغ بعد السكتة الدماغية

5.4K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/61450

⸱

أكتوبر 1, 2020

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Duke University, 2Department of Neurology, University of California Los Angeles, 3Department of Neurology, Duke University, 4Department of Dermatology, Duke University

في هذه المقالة

ملخص

السكتة الدماغية هي قضية عالمية مع الحد الأدنى من خيارات العلاج وليس العلاج السريري الحالي لتجديد أنسجة الدماغ المفقودة. هنا نحن وصف طرق لخلق السكتة الدماغية الضوئية دقيقة في القشرة الحركية من القوارض والحقن اللاحقة من المواد الحيوية هيدروجيل لدراسة آثارها على تجديد الأنسجة بعد السكتة الدماغية.

الملخص

السكتة الدماغية هي السبب الرئيسي للإعاقة والسبب الخامس للوفاة في الولايات المتحدة. ما يقرب من 87٪ من جميع السكتات الدماغية هي السكتات الدماغية وتعرف بأنها انسداد مفاجئ للوعاء توريد الدم إلى الدماغ. في غضون دقائق من الانسداد ، تبدأ الخلايا في الموت وتؤدي إلى تلف الأنسجة الذي لا يمكن إصلاحه. تركز العلاجات العلاجية الحالية على إزالة الجلطة أو التحلل للسماح بإعادة التروية ومنع تلف الدماغ الأكثر حدة. على الرغم من أن اللدونة الدماغية العابرة قد تنقذ بعض الأنسجة التالفة مع مرور الوقت ، إلا أن أجزاء كبيرة من المرضى تترك مع عجز عصبي لن يحل أبدا. هناك نقص في الخيارات العلاجية لعلاج العجز العصبي الناجم عن السكتة الدماغية، مؤكدا على الحاجة إلى وضع استراتيجيات جديدة لعلاج هذه الفئة المتزايدة من المرضى. ويجري حاليا تصميم المواد الحيوية القابلة للحقن لتعزيز للدونة الدماغ وتحسين إصلاح الذاتية من خلال تسليم العوامل النشطة أو الخلايا الجذعية. طريقة واحدة لاختبار هذه النهج هو الاستفادة من نموذج السكتة الدماغية القوارض، وحقن المواد الحيوية في جوهر السكتة الدماغية، وتقييم الإصلاح. معرفة الموقع الدقيق لجوهر السكتة الدماغية أمر حتمي للعلاج الدقيق بعد السكتة الدماغية، لذلك، فإن نموذج السكتة الدماغية الذي يؤدي إلى موقع السكتة الدماغية يمكن التنبؤ بها هو الأفضل لتجنب الحاجة إلى التصوير قبل الحقن. البروتوكول التالي سوف تغطي كيفية الحث على السكتة الدماغية الضوئية، وكيفية حقن هيدروجيل بطريقة تسيطر عليها ودقيقة، وكيفية استخراج والتبريد الدماغ مع الحفاظ على المواد الحيوية سليمة. بالإضافة إلى ذلك، سوف نسلط الضوء على كيفية استخدام هذه المواد الهيدروجيل نفسها للتسليم المشترك للخلايا الجذعية. يمكن تعميم هذا البروتوكول على استخدام المواد الحيوية الأخرى القابلة للحقن في قلب السكتة الدماغية.

المقدمة

السكتة الدماغية هي السبب الرئيسي للإعاقة والسبب الرئيسي الخامس للوفاة في الولايات المتحدة1. ما يقرب من 87٪ من جميع السكتات الدماغية، في حين أن غالبية 13٪ المتبقية هينزفية 2. تعرف السكتة الدماغية بأنها انسداد تدفق الدم في الشريان إلى الأنسجة المحيطة. ويؤدي هذا الانسداد إلى الحرمان من الأكسجين والنخر اللاحق الذي يؤدي في كثير من الأحيان إلى إعاقة دائمة لدى المرضى الباقين على قيد الحياة. في حين كان هناك انخفاض في معدل وفيات السكتة الدماغية3، من المتوقع أن يرتفع انتشاره إلى 3.4 مليون شخص بحلول عام 20304. وقد أدت هذه الزيادة في عدد الناجين المعوقين وما يترتب على ذلك من عبء اقتصادي إلى دفع البحوث السكتة الدماغية التي تركز على آليات الإصلاح العصبي. بعد السكتة الدماغية هناك فترة التهابية تؤدي إلى تكوين ندبة تمنع المنطقة النخرية من التوسع. المنطقة المحيطة بالنواة النخرية عبارة عن "شبه احتشاء" وهناك دليل قوي على أن اللدونة في هذه المنطقة ، والتي تشمل زيادة تولد الأوعية ، وتولد الأعصاب ، وتنتشر المحورية ، ترتبط مباشرة بالانتعاش الملحوظ في النماذج الحيوانية والبشر5. نظرا لعدم وجود نماذج في المختبر يمكنها تكرار التفاعلات المعقدة بشكل صحيح بعد السكتة الدماغية ، فإن النماذج الحيوانية ضرورية لأبحاث السكتة الدماغية.

هناك العديد من النماذج في الجسم الحي التي يمكن استخدامها لإنتاج السكتة الدماغية. واحدة من النماذج الأكثر شيوعا المستخدمة في الفئران هو انسداد الشريان الدماغي الأوسط، أو MCAo، من خلال انسداد البعيدة أو القريبة (عن طريق خيوط داخل الشرايين). النموذج القريب، المعروف أيضا باسم خيوط MCAo (fMCAo)، وعادة ما يؤدي إلى السكتات الدماغية الكبيرة التي تشمل في أي مكان من 5٪ إلى 50٪ من نصف الكرة الدماغي، اعتمادا على عدد من العوامل6. في هذه النماذج، يتم التقدم خياطة أو خيوط من الشريان السباتي الداخلي إلى قاعدة الشريان الدماغي الأوسط (MCA) وأبقى في مكان لفترة محددة من الزمن. هذه الطريقة للانسداد، والتي يمكن أن تكون مؤقتة أو دائمة، وتنتج احتشاء التي تتركز في المخطط، وربما أو قد لا تنطوي على القشرة المفرطة6. حجم السكتة الدماغية الناتجة متغير للغاية ، وتقنيات التصوير ، مثل دوبلر الليزر ، مطلوبة لتأكيد فعالية الإجراء في كل فأر. ينتج انسداد خيوط داخل الشرايين أو داخل الإنارة يستمر لأكثر من 30 دقيقة ضربات في الطرف الأكبر من نطاق الحجم. وقد ركز بعض المحققين على أقصر خيوط انسداد مرات, التي تتطلب التركيز التجريبي كبيرة والتحقق من صحة المختبر7. تتبع نماذج خيوط MCAo في الفئران مراحل مماثلة من موت الخلايا ، والتقدم الإقفاري ، وتشكيل منطقة شبه احتشائية كما رأينا في حالات السكتة الدماغية البشرية ؛ ومع ذلك ، فإن السكتات الدماغية الأكبر تشبه إلى حد كبير حالة المرض من احتشاءات الدماغ الخبيثة ، والتي هي أقل شيوعا ، والسكتات الدماغية البشرية أقل قابلية للعلاج6. وفي الوقت نفسه، يتطلب انسداد MCA البعيدة جراحة أكثر مشاركة واستئصال القحف. في هذا النموذج، يتم انسداد الجزء القاصي من MCA الذي يمتد على طول سطح الدماغ مباشرة بربطة عنق خياطة أو الكي. في بعض الاختلافات في هذه التقنية ، يتم انسداد الشرايين السباتية من جانب واحد أو ثنائي عابر. فائدة MCAo البعيدة هو أنه ينتج السكتة الدماغية القائمة على القشرية التي هي أقل متغير في الحجم من نموذج خيوط. ومع ذلك ، فإن النموذج القاصي ينتج ناتجا سلوكيا أقل بسبب تحويل الشريان السباتي الخارجي (ECA) ، وهو أيضا مصدر قلق مع fMCAo6.

نموذج السكتة الدماغية البديلة التي تشتهر بأنها أقل الغازية هو نموذج photothrombotic (PT). ينتج عن نموذج PT موقع محدد جيدا من نقص التروية ويرتبط بمعدل بقاء مرتفع8. تعتمد هذه التقنية على صبغة حساسة للضوء يتم حقنها بشكل غير مرغوب فيه تسمح بأكسدة الصور داخل الأوعية الدموية ببساطة عن طريق تشعيع الأنسجة المطلوبة بضوء أو ليزر9. عند الإثارة ، تتشكل راديكاليات الأكسجين التي تسبب تلفا بطانة الرحم ، مما ينشط تجميع الصفائح الدموية وتكوين الجلطة في المنطقة المشععة8،9. الرقابة المشددة على حجم السكتة الدماغية وموقعها ، فضلا عن إعادة إنتاج عالية من نموذج PT ، يجعلها مثالية لدراسة المواد الحيوية. في حين يتم إجراء الدقة ممكن باستخدام الليزر والإحداثيات ستيريوتاكسيك، وهناك بعض العيوب التي قد تجعل هذا النموذج أقل مثالية لعدد قليل من الدراسات. على عكس نموذج fMCAo، لا يمكن إعادة عرض نموذج السكتة الدماغية PT. ولذلك، فإن المواد اللازمة للتحقيق في عوامل الحماية العصبية محددة للأضرار بعد إعادة التروية أو الآليات التالية إعادة التروية لن تكون مفيدة هنا8. بالإضافة إلى ذلك، نظرا لإهانة الأوعية الدموية الدقيقة من نموذج PT، وينظر إلى البنومبرا الإقفارية صغيرة نسبيا. بدلا من ذلك ، تحدث وذمة الأوعية الدموية المحلية ، وهو أمر غير معهود للسكتة الدماغية البشرية ، مما يجعل هذا النموذج غير مرغوب فيه لدراسات الأدوية قبل السريرية التي تركز على منطقة المحيط بالحجرة6،8.

الهدف العام لاستراتيجيات المواد الحيوية في السكتة الدماغية هو إما تقديم عوامل نشطة بيولوجيا أو العمل كمصفوفة بديلة خارج الخلية لنمو أنسجة الدماغ. استراتيجية واحدة أننا سوف استكشاف باستخدام أساليبنا هو تقديم هيدروجيل مباشرة في جوهر السكتة الدماغية، بدلا من الأنسجة المحيطة بها حيث يتم تسليم العديد من العلاجات الخلية الحالية10. الأساس المنطقي لهذا النهج هو أن التسليم إلى الأنسجة النخرية الموجودة في اللب سيتجنب تعطيل الأنسجة السليمة أو المتعافية المحيطة. نفترض أن نشر أي عوامل نشطة مدرجة داخل المادة الحيوية سيكون قادرا على الوصول إلى شبه العصى من اللب ، خاصة وأننا نجد أن تسليم المواد الحيوية الهيدروجيل يقلل من سمك الندبةالدبقية 11. وهذا أمر مهم منذ أن ثبت أن منطقة المحيط بالحجرة تظهر مرونة عصبية بعد السكتة الدماغية ، مما يجعلها هدفا جذابا. وعلاوة على ذلك، يمكن تحميل تسليم مصفوفة بديلة إلى قلب السكتة الدماغية مع12 الأوعية أوالعصبية 13 عاملا لتوجيه تشكيل الأنسجة الجديدة، فضلا عن الخلايا لتسليم14. يتم تعزيز تسليم الخلية بشكل كبير باستخدام مصفوفة لأنه يحمي الخلايا من قوى الحقن القاسية والبيئة المحلية الموجودة أثناء الولادة ، وكذلك يشجع على التمايز والغراية15.

هذه المواد الحيوية العلاجية عن طريق الحقن لها أهمية سريرية في تطبيقات السكتة الدماغية، كما لا توجد حاليا العلاجات الطبية التي تحفز انتعاش الخلايا العصبية بعد السكتة الدماغية. الدوائر العصبية الكامنة المشاركة في الانتعاش تكمن في أنسجة الدماغ التي هي المتاخمة لجوهر السكتة الدماغية16, في حين أن جوهر السكتة الدماغية نفسها خالية من الأنسجة العصبية قابلة للحياة. نتوقع أن تسليم مادة بيولوجية في قلب السكتة الدماغية النخرية لديه القدرة على تحفيز الأنسجة المجاورة نحو العمليات التجديدية من خلال عدد من الآليات المذكورة سابقا، بما في ذلك إطلاق مستودع عوامل النمو13،وتحفيز الأنسجة في النمو وتعزيز استعادة نمو أنسجة الدماغ11،12،تغيير الاستجابات المناعية17،وتقديم العلاجات المشتقة من الخلايا الجذعية14، 18. ومع ذلك ، لدراسة فعالية إمكانية هذه التطبيقات ، هناك حاجة إلى طريقة متسقة وقابلة للاستنساخ لتحفيز السكتة الدماغية وحقن المواد الحيوية. يستخدم نموذج السكتة الدماغية PT التقنيات التي توفر تحكما دقيقا في اتجاه السكتة الدماغية وموقعها. ليزر تعلق على توجيهات جهاز ستيريوتاكسيك، ومضخات تعلق على الأجهزة ستيريوتاكيك التحكم في معدل حقن المواد دون الحاجة إلى أشكال إضافية من التصوير. لذلك ، اخترنا وصف طرق إجراء السكتة الدماغية PT في القشرة الحركية للفئران وحقن المواد الحيوية في جوهر السكتة الدماغية. هنا، نستخدم الجسيمات الصلبة المجهرية (MAP) الهيدروجيلات كمالحيوية للحقن مع عدم وجود خلايا إضافية أو عوامل النمو. بالإضافة إلى ذلك، نشرح كيفية استرداد الدماغ بنجاح مع المواد الحيوية سليمة، ونحن نناقش المقايسات الكيمياء المناعية المستخدمة لتحليل نتائج السكتة الدماغية مع وبدون حقن المواد الحيوية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وأجريت التجارب وفقا ل IUCAC في جامعة ديوك وجامعة كاليفورنيا في لوس انجليس. تم استخدام الفئران الذكور C57Bl/6J البالغ من العمر 8 إلى 12 أسبوعا في هذه الدراسة. تم إيواء الحيوانات تحت درجة حرارة خاضعة للرقابة (22 ± 2 درجة مئوية) ، مع فترة دورة خفيفة داكنة مدتها 12 ساعة والوصول إلى الطعام والماء الكريات libitum الإعلانية. توصف بروتوكولات التسكين والتخدير بأنها معتمدة من قبل IUCAC ولكنها قد تختلف عن البروتوكولات المستخدمة في مختبرات أخرى.

قد يتم قتل الحيوانات قبل الأوان إذا كانت تعاني من الأرق المفرط ، والغناء (مما يشير إلى ألم لا يمكن السيطرة عليه) ، والصدمات الذاتية ، وانخفاض أو ضعف الحركة ، والعلامات الجسدية للعدوى الجلدية ، وفقدان الشهية و / أو فقدان الوزن أكثر من 10 ٪ - 15 ٪ نتيجة لجراحة البقاء على قيد الحياة. لا توجد آثار سلبية متوقعة من حقن الجل ، لأنه يتكون من بوليمر يحدث بشكل طبيعي داخل الدماغ. يجب مراقبة الحيوانات يوميا، بما في ذلك عطلات نهاية الأسبوع والعطلات، وإعادة ويجتها كل يومين. وقد وجدت الدراسات من مختبرنا وغيرها 'أي عجز في الاستمالة, فقدان وزن الجسم أو علامات / أعراض الانسحاب أو الإجهاد المزمن في الفئران بعد هذه السكتات الدماغية القشرية الصغيرة أو تحت القشرية. إذا كانت الحيوانات تظهر أي علامات على عدوى جرح الرأس المحلية ينبغي قتلها بالرصاص. كما يجب مراقبة الحيوانات لسوء الاستمالة، وحالة الجرح، والأدلة على القتال بين الحيوانات (جروح الظهر). إذا كان هناك دليل على القتال أو تأليه الجرح ، يجب أولا علاج الحيوانات بعد الاتصال بالأطباء البيطريين. وهذا غالبا ما ينطوي على المضادات الحيوية في الماء و / أو تطبيق المضادات الحيوية الموضعية المحلية. إذا فشلت هذه التدابير في إنتاج الشفاء ، يجب أن يتم تخريج الحيوانات.

1. إعداد المواد والأدوات

  1. إعداد صبغة فوتوثروثي قبل الجراحة. تزن 15 ملغ من روز البنغال في أنبوب الطرد المركزي الدقيق 2 مل.
    تحذير: روز البنغال يمكن أن يسبب تلف العين خطيرة / تهيج.
    1. حل روز البنغال في 1.5 مل من عقيمة تصفية 1x برنامج تلفزيوني لجعل تركيز العمل من 10 ملغم / مل.
    2. دوامة الأنبوب حتى لا كتل مرئية، مما يدل على صبغ قد حلت تماما، ثم تغطية في احباط حتى مزيد من الاستخدام.
      ملاحظة: كمية الصبغة المطلوبة تعتمد على عدد الفئران. يتم حقن الصبغة IP intraperitoneally بتركيز 10 ميكرولتر / غرام ، على سبيل المثال ، 200 ميكرولتر لفأر 20 غرام.
  2. قم بتشغيل لوحة التدفئة للحفاظ على درجة حرارة جسم الماوس أثناء التخدير (37 درجة مئوية).
  3. إعداد مقص autoclaved، ملقط، القطن، مرهم العين البيطري، الغراء الجراحية، أو مواد خياطة، علامة جراحية زرقاء أو سوداء، والكحول المعقمة ومناديل اليود بيتا. إعداد العظام الحفر مع رؤساء بت الحفر المعقمة.
  4. بدوره على تعقيم حبة إلى 160 درجة مئوية للسماح لتعقيم الأدوات بين جراحة الفئران. خصص أنبوبا مخروطيا سعة 50 مل من محلول ملحي معقم أو محلول PBS 1x للاستخدام لاحقا في الحفاظ على منطقة عملية رطبة.
  5. إرفاق الليزر إلى جهاز ستيريوتاكسيك. ارتداء نظارات السلامة بالليزر، وقياس قوة الليزر (mW).
    تنبيه: استخدم نظارات السلامة بالليزر كلما تم تشغيل الليزر في الإجراء.
    1. ضبط التيار على وحدة التحكم بالليزر، باتباع تعليمات تصنيع الليزر، حتى يقرأ إخراج الطاقة بالليزر 10 كيلوواط، وتعيين التيار كوحدة تحكم مسبقة على الشاشة الرئيسية. ثم ضبط التيار مرة أخرى لإنشاء آخر قبل تعيين حيث قوة الانتاج الليزر يقرأ 40 كيلوواط. الآن إيقاف تشغيل الليزر حتى مزيد من الاستخدام.
      ملاحظة: سيتم استخدام 10 كيلوواط لتوجيه الليزر قبل الاستخدام.
  6. إعداد قفص نظيف للفئران بعد الجراحة. ثم ضع الماوس في غرفة التعريفي بتركيز isoflurane من 4٪ لتخديره حتى تتوقف الحركة العفوية ويأتي تنفسها إلى معدل بطيء وثابت.
  7. مرة واحدة نائما، تزن الماوس لتحديد كم روز البنغال صبغ لحقن. ثم نقل وتأمين الماوس إلى جهاز ستيريوتاكسيك مع تركيز isoflurane الصيانة من 1.5٪.
    ملاحظة: زيادة تركيزات الأيزوفلوران يمكن أن توسع الأوعية وتمنع انسداد كافية أو السكتات الدماغية الحجم باستمرار بين الفئران.
  8. تطبيق مرهم العين البيطري على كلتا العينين.
    ملاحظة: مشاهدة التنفس ودرجة الحرارة طوال العملية وقرصة أصابع في بعض الأحيان للتأكد من أن الماوس لا يمكن أن يشعر أي شيء.

2. نموذج السكتة الدماغية الضوئية9

  1. حلق الفراء قبالة رأس الماوس وإعداد المنطقة بشكل مطهر باستخدام مسح الكحول تليها مسح اليود بيتا. كرر ثلاث مرات.
    ملاحظة: إذا لزم الأمر، استخدم مسح الكحول إضافية في نهاية لتنظيف جميع اليود بيتا لأنه يسبب تهيج الجلد مما يؤدي الفئران إلى حكة جمجمتهم بعد الجراحة.
  2. باستخدام مقص عملية صغيرة، وجعل شق الجانبي بين الأذنين إلى العينين، حوالي 1-2 سم. القيام بذلك عن طريق سحب الجلد إلى أعلى مع ملقط لإنشاء خيمة، وقطع مرة واحدة إلى أسفل، ثم إدراج مقص في الافتتاح وخلق شق خط الوسط المستمر.
  3. فصل الجلد واضغط بخفة على العظام الجدارية مع ملقط لتحديد موقع bregma. وضع علامة على bregma مع نقطة باستخدام علامة الجراحية.
    ملاحظة: حركة جزء العظام يسلط الضوء على الحدود الأمامية للعظام الجدارية. و bregma هو نقطة الوسط التي الأمامية وشظايا العظام الجدارية تلبية (الشكل 1A).
  4. ارتداء نظارات السلامة بالليزر، وتحريك الليزر على جمجمة الماوس، وتحديد الجهاز ستيريوتاكسيك بزاوية 90 درجة. حدد مجموعة 10 كيلوواط مسبقا ثم قم بتشغيل الليزر.
    1. ضبط الليزر x- و ص محور حتى يكون مباشرة على bregma. أعد تعيين x و y على وحدة التحكم بالشاشة الرقمية، ثم حرك الليزر 1.8 مم إلى اليسار من البريغما. الآن أحضر الليزر إلى أقرب ما يمكن إلى الجمجمة دون السماح لها بلمس الجمجمة.
    2. نقل الليزر إلى 2.2 ملم اليسار من bregma لضمان أنه يمكن أن تتحرك دون أي عوائق. أطفئ الليزر
  5. حقن الكمية المناسبة من صبغة روز البنغال intraperitoneally (IP) باستخدام إبرة 29 G المتاح. بدء تشغيل جهاز ضبط الوقت فورا لمدة 7 دقائق للسماح صبغ تعميم نظاميا. حدد المجموعة المسبقة ل 40 كيلوواط دون تشغيل الليزر.
    ملاحظة: مرة واحدة مريحة مع الإجراء، يمكن حقن الصبغة قبل إعداد مطهر من الماوس وانتهت قبل 7 دقائق قد انتهت لتوفير الوقت.
  6. قم بتشغيل الليزر (40 كيلوواط) عندما ينطلق المؤقت الذي يعمل ب 7 دقائق، بينما يرتدي نظارات واقية للسلامة بالليزر، وحدد مؤقت 10 دقائق.
    1. بعد 10 دقائق، نقل الليزر إلى 2.2 ملم اليسار من bregma دون إيقاف تشغيله، وتعيين آخر 10 دقيقة الموقت.
    2. مرة واحدة في الثانية 10 دقيقة الموقت قد انفجرت، تغيير الليزر مرة أخرى إلى 10 كيلوواط ونقل الليزر إلى 2.0 ملم اليسار من bregma. ضع علامة على هذه البقعة مع علامة الجراحة. ثم إيقاف الليزر.
    3. ارفع الليزر وافتحه من زاوية 90 درجة بحيث يمكن نقله بعيدا عن الماوس. عند هذه النقطة، وتطبيق المالحة العقيمة أو برنامج تلفزيوني مع القطن إذا كانت المنطقة الجراحية جافة.
  7. حفر في رشقات نارية صغيرة في علامة 2.0 ملم عمودي على سطح الجمجمة.
    ملاحظة: كن حذرا لحفر ببطء لتجنب الحفر بعمق كبير جدا وضرب الدماغ. سيكون هناك انخفاض طفيف / تغيير في المقاومة بمجرد أن يمر الحفر من خلال الجمجمة ، والحفر قد يسبب النزيف.
    1. استخدام القطن لامتصاص أي فائض في الدم. ومن المعتاد أن نرى بعض الدم من الشرايين التي سرقت في الجمجمة بعد الحفر – الدم المفرط يعني بت الحفر ضرب الدماغ. إذا حدث هذا، تسجيل معرف الماوس، والمضي قدما.
  8. ضع مسحة صغيرة بجوار الماوس. باستخدام ملقط، سحب الجلد قريبة من بعضها البعض للتحضير للصق.
    ملاحظة: يمكن إجراء خياطة هنا بدلا من ذلك. خياطة يتطلب عادة فقط 3 خياطة.
    1. باستخدام ملقط، والاستيلاء على الجانبين من الجلد وسحبها معا وصعودا. الداب قبالة أي قطرات كبيرة من الغراء الجراحية في نهاية تلميح على مسح قبل تطبيقها على الماوس.
    2. تطبيق الغراء الجراحية لماما وعقد الجلد جنبا إلى جنب مع ملقط لمدة 10 ق. استمر حتى لا توجد فتحات مرئية.
      ملاحظة: الغراء يخرج بسرعة - لا تضغط على زجاجة. تجنب لصق الجلد على الجمجمة أو الحصول على الغراء في العين.
  9. بعد الإلتصاق، أو خياطة، ضع الماوس في القفص الجديد للتعافي من التخدير. يستغرق 5-10 دقيقة للحيوان لاسترداد، وأنه يساعد على بقية نصف القفص على وسادة التدفئة.

3. عملية السكتة الدماغية الشام

  1. إجراء جميع الإجراءات مطابقة للعملية المذكورة أعلاه في القسم 2 باستثناء حقن 1x PBS أو المالحة بدلا من صبغة روز البنغال.

4. حقن الهيدروجيل أو المواد الحيوية الأخرى

  1. إجراء حقن المواد الحيوية في وقت محدد من قبل المستخدم. في هذه التجربة تم إجراء الحقن بين 5-و 7 أيام بعد السكتة الدماغية. 2 - 6 ميكرولتر من الهيدروجيل يتم حقنها (معرفة من قبل المستخدم).
    1. قم بتشغيل لوحة التدفئة للحفاظ على درجة حرارة جسم الماوس أثناء التخدير (37 درجة مئوية).
    2. إعداد مقص autoclaved، ملقط، القطن، مرهم العين البيطرية، الغراء الجراحية أو مواد خياطة، والكحول المعقمة ومناديل اليود بيتا. إعداد الحفر العظام مع رؤساء بت الحفر العقيمة و25 ميكروغرام الزجاج هاملتون المحاقن مع الإبر المعدنية 30 G.
    3. بدوره على تعقيم حبة إلى 160 درجة مئوية للسماح لتعقيم الأدوات بين الفئران.
    4. إرفاق مضخات الحقن إلى الجهاز ستيريوتاكسيك. تعيين معدل التدفق إلى 1 ميكرولتر/دقيقة وتعيين الحجم إلى 4 ميكرولتر.
    5. إعداد قفص نظيف للفئران بعد الجراحة.
  2. ضع الماوس في غرفة التعريفي مع تركيز isoflurane من 4٪ لتخديره حتى تتوقف الحركة العفوية والتنفس يأتي إلى معدل بطيء وثابت.
    1. مرة واحدة نائما، ونقل وتأمين الماوس إلى جهاز ستيريوتاكسيك مع تركيز isoflurane الصيانة من 1.5٪.
    2. تطبيق مرهم العين البيطري على كلتا العينين.
    3. حلق أي الفراء التي قد نمت من رأس الماوس، وإعداد المنطقة بشكل مطهر باستخدام مسح الكحول تليها مسح اليود بيتا. كرر ثلاث مرات.
      ملاحظة: إذا لزم الأمر، استخدم مسح الكحول إضافية في نهاية لتنظيف جميع اليود بيتا لأنه يسبب تهيج الجلد ويؤدي الفئران إلى حكة جمجمتهم بعد الجراحة.
  3. باستخدام مقص صغير و / أو ملقط، إعادة فتح الجلد فوق الدماغ. استخدام القطن مع المالحة المعقمة أو برنامج تلفزيوني لتنظيف أي حطام من الجمجمة. دائرة بيضاء صفراء (السكتة الدماغية، الشكل 1B)وثقب التجشؤ من الحفر ستكون مرئية. إذا لم يكن النسيج الميت مرئيا ، فمن المرجح أنه لم تحدث أي سكتة دماغية. إذا لم يتم توسيط ثقب التجشؤ فوق السكتة الدماغية، إعادة حفر لمركزه.
  4. توجيه مضخة الحقن فوق الماوس وقفل في 90 درجة. تنظيف المحاقن مع محلول ملحي معقم أو محلول PBS قبل تحميل المواد.
    1. مرة واحدة نظيفة، تفكيك حقنة الزجاج بحيث لا يوجد إبرة. تحميل الحقنة باستخدام ماصة إزاحة موجبة 25 ميكرولتر مع 10 ميكرولتر من الهيدروجيل (أو غيرها من المواد الحيوية هنا مع أو بدون خلايا).
    2. باستخدام المكبس حقنة، ودفع هلام على طول الطريق إلى الجزء الأمامي من الحقنة. ثم، إعادة تجميع الحقنة ومواصلة دفع حتى هلام ينضح بشكل واضح من الإبرة.
  5. ضع الحقنة على المضخة. قد تحتاج الجزء الخلفي من المضخة إلى تعديل بحيث تناسبها الحقنة. قم بذلك عن طريق ضبط معدل التدفق إلى 30 ميكرولتر/دقيقة، وحدد السحب أو الحقن وفقا للاتجاه الذي تحتاج إليه للتحرك، ثم اضغط على ابدأ. ضرب توقف عندما الجزء الخلفي من المضخة في الموقع الصحيح.
    1. المسمار الجزء الخلفي من المضخة حتى حقنة آمنة. إذا تم إجراء تعديلات مسبقا، تأكد من تعيين معدل التدفق مرة أخرى إلى 1 ميكرولتر/دقيقة ويتم تعيينه للحقن.
  6. تحريك المضخة في اتجاه س و ص لتوجيهه عبر الحفرة. تحريك المضخة إلى أسفل في الاتجاه z حتى الإبرة من المحقنة يمس الجزء العلوي من الحفرة.
  7. إعادة تعيين z على وحدة التحكم العرض الرقمية. ثم، نقل الحقنة إلى أسفل في الاتجاه z 0.750 مم. إذا انحنت الحقنة أو كانت هناك مقاومة ، فإن الجمجمة إما شفيت أو لم يتم حفرها بالكامل وتحتاج إلى إعادة حفرها.
  8. اضغط على بدء تشغيل على وحدة ضخ لحقن 4 - 6 ميكرولتر من الهيدروجيل بمعدل 1 ميكرولتر / دقيقة.
  9. تعيين جهاز توقيت 5 دقائق عندما تتوقف المضخة عن الحقن للسماح للجل لبدء الربط المتبادل.
  10. بعد 5 دقائق، سحب ببطء حتى المحقنة عن طريق تحويل ز نوس. مشاهدة لمعرفة ما إذا كان يتم سحب أي مادة عن طريق الخطأ أو تسرب من الحفرة. فتح المضخة ونقله بعيدا عن الماوس عندما الإبرة بعيدة بما فيه الكفاية بعيدا عن الجمجمة.
  11. باستخدام ملقط، الغراء الجراحية، أو الغرز، وإغلاق الجلد فوق الرأس. ضع الماوس في القفص النظيف ولاحظ تعافيه. يجب أن يستغرق حوالي 5 - 10 دقيقة للفأر للتعافي من التخدير.

5. التغلغل وجمع العينات

  1. تخدير الماوس باستخدام ايزوفلوران.
  2. إصلاح الحيوان في موقف سوبين وفتح تجويف البطن مع خفض متوسط. اختياريا، المشبك الشريان الأورطي البطن تنازلي لاستخدام أقل مثبتة وبرنامج تلفزيوني.
  3. قطع فتح الحجاب الحاجز والتحرك حتى الجانبين من القفص الصدري لفتح تجويف الصدر. أدخل قنية تغلغل في البطين الأيسر وقطع فتحة في الأذين الأيمن. تبدأ في perfuse ببطء مع 10-20 مل من برنامج تلفزيوني أو حتى السائل يعمل شبه واضحة.
  4. مرة واحدة واضحة، والتحول إلى 4٪ PFA لآخر 10 - 20 مل. فك الأسلحة يسمح لهم بالانكماش كما يبث PFA. بمجرد أن يتوقفوا عن الحركة، انتظروا 30 ثانية أخرى.
  5. قطع رأس الحيوان وسحب الجلد لكشف الجمجمة. باستخدام ملقط حاد ورقيق ، قم بإزالة أجزاء الجمجمة بعناية لفضح الدماغ. يجب توخي الحذر عند إزالة الجمجمة فوق موقع السكتة الدماغية. يمكن استخدام مقص جراحي صغير هنا للمساعدة في قطع الجمجمة. التحدي الأكبر هو هلام تتعثر في الجمجمة والخروج من الدماغ كما تتم إزالة الجمجمة.
  6. مرة واحدة يتم فصل الدماغ, مكان في 10 – 15 مل من 4٪ PFA بين عشية وضحاها (لا يزيد عن 24 ح).
  7. نقل الأدمغة من PFA إلى السكروز 30٪ في اليوم التالي. الدماغ جاهز لهذه الصرخة بمجرد أن يغرق إلى أسفل (حوالي 2 - 3 أيام). ويمكن أيضا أن تترك للتخزين في هذه المرحلة.

6. Cryosectioning وتلطيخ

  1. أخرج الدماغ من السكروز وضعيه على شريحة زجاجية. قطع جزء صغير من الجزء الخلفي من الدماغ قبالة مع شفرة حلاقة لإنشاء جزء مسطح ليتم تركيبها على تشاك.
    1. وضع dollop من مركب درجة الحرارة قطع الأمثل (أكتوبر) على تشاك، ومن ثم وضع الدماغ، الجانب المسطح إلى أسفل، على تشاك في أكتوبر.
      ملاحظة: يمكن إضافة OCT لتشمل الدماغ بالكامل للمساعدة في منع المواد من الانفصال عن الدماغ أثناء المقطع.
  2. قطع العقول بشكل متسلسل على cryostat في -20 درجة مئوية في 30 ميكرومتر أقسام سميكة عبر 10 شرائح الجيلاتين المغلفة. الحرص عند تقسيم ضمان عدم فقدان الهيدروجيل. إذا كان هذا الجزء من الصعب، ووضع بعض أكتوبر على الجزء العلوي من الدماغ على هلام(الشكل 3). يخزن عند -80 درجة مئوية حتى يتم استخدامه مرة أخرى.
  3. أخرج الشرائح من -80 درجة مئوية وضعها على صينية تلطيخ للسماح لها بالجفاف. الشرائح التي لم يتم تجميدها ولكن فقط مقطعة يمكن أيضا أن تكون ملطخة على الفور.
  4. باستخدام قلم كاره للماء، ارسم دائرة حول شرائح الدماغ على الشريحة. مرة واحدة جافة، إعادة ترطيب شرائح الدماغ مع 1x PBS تصفيتها ووضعها على شاكر في درجة حرارة الغرفة لمدة 15 دقيقة. هذا يستغرق حوالي 1 مل من العازلة لكل شريحة مع 9 - 12 أقسام الدماغ.
  5. غسل الشرائح مع 1x PBS تصفيتها لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة، كرر ثلاث مرات.
  6. كتلة الشرائح لمدة 30 دقيقة إلى ساعة مع مصل حمار 10٪ في 0.01٪ PBS-Triton X في درجة حرارة الغرفة على راقصة البطن. يستغرق هذا حوالي 200 ميكرولتر لكل شريحة.
  7. احتضان الأجسام المضادة الأولية في مصل حمار 10٪ مع 0.01٪ PBS-Triton X بين عشية وضحاها في 4°C على شاكر. اختبار الأجسام المضادة الأولية أولا لتحديد تركيزات الصحيح. هنا GFAP (1:400) ، Iba1 (1:250) ، Glut1 (1:500) (الشكل 4) استخدمت.
  8. غسل الشرائح مع 1x PBS تصفيتها في اليوم التالي لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة، كرر ثلاث مرات.
  9. احتضان مع الأجسام المضادة الثانوية في مصل حمار 10٪ في 0.01٪ PBS-تريتون X وDAPI لمدة 2 ساعة على شاكر المختبر في درجة حرارة الغرفة. 1:1,000 تم استخدامه لجميع الثواني وDAPI.
  10. غسل الشرائح لمدة 5 دقائق مع 1x PBS تصفيتها.
  11. السماح للأقسام بالجفاف في درجة حرارة الغرفة في الظلام. هذا يمكن أن يستغرق 20 دقيقة إلى 4 ساعة; وضع الشرائح في desiccator يمكن تسريع العملية.
  12. الشرائح المجففة في تركيزات تصاعدية من الكحول (1 دقيقة لكل محلول) من 50٪، 70٪، 95٪، 100٪، و 100٪.
  13. إزالة الدهون في الحمام الأول من الزيلين لمدة 1 دقيقة، ثم حمام الثاني من الزيلين لمدة 5 دقائق.
  14. بسرعة تأخذ الشرائح من واحد تلو الآخر وإضافة تصاعد المتوسطة في حين أن أقسام الدماغ مبللة مع xylene. إضافة بسرعة غطاء زجاجي على القمة. استخدم زلة غطاء ذات طول وسمك صحيحين مطلوبين للشريحة والمجهر المستخدم للتصوير، على التوالي.
  15. تخلص من أي فقاعات تحت غطاء الغطاء بالضغط برفق مع طرف ماصة في حركة خارجية من وسط الشريحة. السماح DPX لتجف لمدة 4 ساعات إلى بين عشية وضحاها في الظلام في درجة حرارة الغرفة.
  16. استخدام شفرة حلاقة لكشط قبالة أي وسيلة تصاعد المجففة التي تسربت على الشرائح. امسح الشرائح باستخدام منظف العدسة. يمكن الآن تصوير الشرائح باستخدام المجهر الفلوري.
    ملاحظة: من الأفضل تخزين الشريحة في الظلام أو عند 4 درجات مئوية حتى يتم الانتهاء من التصوير.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وكان الهدف من هذه الطريقة هو إظهار كيفية حقن المواد الحيوية في الدماغ بعد السكتة الدماغية. تم استخدام نموذج photothrombotic مع البنغال الوردي والليزر 520 نانومتر للتوجه الخاضع للرقابة من آفة السكتة الدماغية في كل من الحجم والموقع. خمسة أيام بعد السكتة الدماغية يمكن تصور احتشاء أثناء الجراحة (الشكل 1B) وTC والتصوير IHC الشرائح الملطخة (الشكل 2). زيادة في قطر الليزر مع عدسة 2x يؤدي إلى زيادة بصرية في آفة السكتة الدماغية التي امتدت أكثر من 2.5 ملم مقابل مقطع واحد 1...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

هنا نظهر نموذج السكتة الدماغية الدائمة القابلة للاستنساخ بسهولة ، والحد الأدنى من الغازية ، ووصف كيفية حقن مادة بيولوجية في احتشاء بعد خمسة أيام من السكتة الدماغية. استخدام صبغة photothrombotic روز البنغال والليزر 520 نانومتر collimated متصلة الجهاز stereotaxic يعطينا القدرة على وضع السكتة الدماغية في القشرة الحركية للفأرة بدقة معززة. بعد خمسة أيام من السكتة الدماغية ، يكون موقع العقوت مرئيا بالعين في مركز التشعيع ، 2.0 مم ثنائي الجانب إلى البريغما. ثم يتم حقن هيدروجيل بدقة في جوهر السكتة الدماغية باستخدام مضخات حقنة. ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أن TS هو مؤسس في تيمبو العلاجية ، والتي تسعى إلى تسويق هيدروجيلس MAP.

شكر وتقدير

نود أن نعترف المعاهد الوطنية للصحة والمعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية للتمويل (R01NS079691).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10٪ مصل الماعز العاديVWR100504-028لمنع المخزن المؤقت
2-طبقة من الكحول قبل الوسادة ، معقمة ، متوسطةMedlineMDS090735
25uL حقنة هاميلتون 702RN ، لا إبرةFishcer Scientific14824663المحاقن المستخدمة لحقن المواد الحيوية
25uL ماصة الإزاحة الإيجابيةGilsonM-25
2x Beam Expander ، 400-650 نانومترThorlabsGBE02-Aموسع شعاع الليزر
منصة المرحلة القابلة للتعديلKopf Instruments901
الناقل المضاد للجلوكوز GLUT1 الجسم المضاد ، الأرانبAbcamab113435
الأجسام المضادة ل Iba1 ، الماعزabcam ab5076
BD Vacutainer Safety-Lok مجموعات جمع الدم. 25 جرام ، 12 بوصة367294Medsupplyل التروية
BKF12- رقائق الألومنيوم السوداء غير اللامعةThorlabsBKF12لتغطية أي شيء عاكس عند استخدام الليزر.
مقص صغير للعظام - 3-1 / 2 "أدوات جراحية Sklar64-2035
C57BL / 6مختبر الفئران جاكسون0006648-12 أسبوعا من العمر
تجميع القفص RobThorlabsER3-P43 "طويل ، قطر 6 مم ، 4 عبوات - لربط الليزر ب sterotax
نتوءات الكربون الصلب -0.5 ممقطر أدوات العلوم الدقيقة19007-05لإنشاء ثقب لدغ
كبريتات البوتاسيوم الكروم (III) دوديكاهيدراتVWREM1.01036.0250
وحدة تحكم مدمجة لليزر الضفيرةThorlabsCLD1010LP
مسحات قطنيةVWR89031-288
CP 25 أطراف ماصةجيلسونF148012
حمار مضاد للماعز IgG H& L (488)abcamab150129
حمار مضاد للأرانب IgG H& L (647)abcamab150075
حمار مضاد للفئران IgG H& L (555)abcamab150154
EMS DPX MountantElecron Microscopy Sciences13512حل تركيب للشرائح مسحوق
الجيلاتين EMS من النوع A 300 علومالمجهر الإلكتروني16564لشرائح طلاء الجيلاتين
EMS Paraformaldehyde ، حبيباتVWR100504-162لصنع 45 PFA
ESD Worstation kitElmsatWSKK5324SBالحاجة إلى إعداد
لوحة الحائطThorlabsHCA3الحاجة إلى توصيل الليزر بعمود Kopf
FiberPortThorlabsPAF-X-5-AFC / APC & APC ، f = 4.6 مم ، 350-700 نانومتر ، قطر 0.75 مم
مقص ناعم - مستقيم / حاد حاد / 10 سمأدوات العلوم الدقيقة14028-10
GFAP الأجسام المضادة ، الفئرانالحرارية فيشر العلمية13-0300
لوحة التسخينKopf InstrumentsHP-4M
ImmEdge مختبرات ناقلات الحاجز الكارهة للماءH-4000لتلطيخ الشرائح
IMPAC 6-Integrated Multi Patient Anesthesia CenterVetEquip901808
وسادات إعداد اليود MedxSuppleMED MDS093917H
المجوهرات ملقط # 5GFS للكيماويات46085
نظارات السلامة بالليزرThorlabsLG10Bعدسات العنبر ، 35٪ ضوء مرئي (إصدارات google متاحة أيضا)
M27-1084 LED قوي مزدوج رقبة أوزةمسكوپ متحدLED-11C
الطبية USP الصف الأكسجينAirgasOX USP250
Miltex Adson ملقط خلع الملابس ، Disecting-gradeIntefra MiltexV96-118
سلك صغير / ماكينة تشذيب صغيرةلاسلكية هارفارد aparatus72-6110
مضخة صغيرة متغيرة التدفقتوماس Scientific70730-064مضخة للتروية
دماغ الفأر المصفوفات ، الشرائح الإكليلية ، 1 ممكينت ScientificRBMA-200cلشرائح TTC
حامل رأس تخدير غاز الماوسKopf Instruments923-B
صندوق التحكم النفاث النانويChemyx10050
رأس مضخة NanojetChemxy10051نعلق على جهاز التجسيم لحقن المواد الحيوية
إبرة RN 30G PT STY 3 ، 0.5 بوصةFishcer ScientificNC9459562
قضبان الأذن غير الممزقة 60 & ordm;Kopf Instruments922
PBS عازلة درجة الحموضة 7.4VWR97062 338
ليزر Pigtaled 520 نانومتر ، 100 ميجا واط ، 5G دبوسThorlabsLP520-MF100
شرائح زجاجية ذات شحنة موجبةHaretaAHS90-WH
Power engergy meterThorlabsPM100Dتستخدم لقياس إخراج ليزر ميغاواط
Puralube Vet OintmentDr. Foster سميث9N-76855
مسبار المستقيم ماوسkopf InstrumentsRet-3-ISO
Rose Bengal Dye 95٪Sigma-Aldrich330000-5G
رمح معدل 8-32 ثقب مترابطة 1/2 "عمقKopf Instruments1770-02لتوصيل الليزر بجهاز التقسيم
مستشعر طاقة الصمام الثنائي الضوئي النحيفThorlabsS130VCالمستخدم مع طاقة الطاقة متر
SM1-Threaed 30 مم لوحة قفص 0.35 "سميكة 2 الاحتفاظThorlabsCP02لتوصيل موسع الليزر
Sol-M U-100 حقنة Insuline مع علامات 1/2 وحدة 0.5 ملVWR10002-726لحقن نظام
تلطيخ الشرائح StainTray الورديةSimport ScientificM920-2لتلطيخ الشرائح جهاز
SterotaxicKopf Instruments940أداة تجسيمية للحيوانات الصغيرة
ملقط الطالب Adson -1x2 أسنانأدوات العلومالدقيقة 91127-12
ملقط دقيقة للطلاب - سيقان مستقيمة /عريضة أدوات العلوم الدقيقة91113-10
جهاز التحكم في درجة الحرارةKopf InstrumentsTCAT-2LV
Tissue-Tek OCT مركبVWR25608-930
Triton X-100VWR97063-864
المشبك القوس العلويKopf Instruments1770-cلتوصيل الليزر بجهاز التقسيم
Vetbond Tissue Adhessive 3 ملسانتا كروز التكنولوجيا الحيويةsc-361931
Vogue Professional My ManicuristBargin Source6400For Burrs
VWR Bead SterilizersVWR75999-328
Tissue Tek OCT مركبساكورا4583لتضمين الأنسجة
بلوم بالليزر ، غير الملولبة

المراجع

  1. National Center for Health Statistics. Health, United States, 2015: With Special Feature on Racial and Ethnic Health Disparities. , U.S. Department of Health and Human Services. Hyattsville, MD. No. 2016-123 (2016).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart disease and stroke statistics-2017 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 135 (10), 229(2017).
  3. Rosamond, W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2007 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 115 (5), 69(2017).
  4. Ovbiagele, B., et al. Forecasting the future of stroke in the united states: A policy statement from the American heart association and American stroke association. Stroke. 44 (8), 2361-2375 (2013).
  5. Carmichael, S. T. Themes and strategies for studying the biology of stroke recovery in the poststroke epoch. Stroke. 39 (4), (2008).
  6. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: the journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 2 (3), (2005).
  7. Qin, L., et al. An adaptive role for BDNF Val66Met polymorphism in motor recovery in chronic stroke. Journal of Neuroscience. 34 (7), 2493-2502 (2014).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinshnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Talley Watts, L., Zheng, W., Garling, R. J., Frohlich, V. C., Lechleiter, J. D. Rose Bengal Photothrombosis by Confocal Optical Imaging In Vivo: A Model of Single Vessel Stroke. Journal of Visualized Experiments. (100), e52794(2015).
  10. Tuladhar, A., Payne, S. L., Scoichet, M. S. Harnessing the potential of biomaterials for brain repair after stroke. Frontiers. 5, 14(2018).
  11. Nih, L. R., Sideris, E., Carmicahel, S. T., Segura, T. Injection of microporous annealing particle (MAP) hydrogels in the stoke cavity reduces gliosis and inflammation and promotes NPC migration to the lesion. Advance Materials. 29 (32), (2017).
  12. Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Duel-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17, 642-651 (2018).
  13. Cook, D. J., et al. Hydrogel-delivered brain-derived neurotrophic factor promotes tissue repair and recovery after stroke. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 37, 1030-1045 (2017).
  14. Lam, J., Lowry, W. E., Carmichael, S. T., Segura, T. Delivery of iPS-NPCs to the stroke cavity within a hyaluronic acid matrix promotes the differentiation of transplanted cells. Advance Functional Materials. 24, 7053-7062 (2015).
  15. Nih, L. R., et al. Engineered HA hydrogel for stem cell transplantation in the brain: Biocompatibility data using a design of experiment approach. Data in Brief. 10, 202-209 (2016).
  16. Carmichael, S. T. The 3 Rs of Stroke Biology: Radial, Relayed, and Regenerative. Neurotherapeutics. 13, 348-359 (2016).
  17. Caicco, M. J., Cooke, M. J., Wang, Y., Tuladhar, A., Morshead, C. M., Shoichet, M. S. A hydrogel composite system for sustained epi-cortical delivery of Cyclosporin A to the brain for treatment of stroke. Journal of Controlled Release. 166 (3), 197-202 (2013).
  18. Moshayedi, P., et al. Systematic optimization of an engineered hydrogel allows for selective control of human neural stem cell survival and differentiation after transplantation in the stroke brain. Biomaterials. 105, 145-155 (2016).
  19. Lu, H., et al. Hemodynamic effects of intraoperative anesthetics administration in photothrombotic stroke model: a study using laser speckle imaging. BMC Neuroscience. 18 (10), (2017).
  20. Wiersma, A. M., Winship, I. R. Induction of Photothrombotic Stroke in the Sensorimotor Cortex of Rats and Preparation of Tissue for Analysis of Stroke Volume and Topographical Cortical Localization of Ischemic Infarct. Bio-protocol. 8 (10), (2018).
  21. Liang, H., et al. Region-specific and activity-dependent regulation of SVZ neurogenesis and recovery after stroke. PNAS. 116 (27), 13621-13630 (2019).
  22. Payne, S. L., Anandakumaran, P. N., Varga, B. V., Morshead, C. M., Nagy, A., Shoichet, M. S. In vitro maturation of human iPSC-derived neuroepithelial cells influences transplant survival in the stroke-injured rat brain. Tissue Engineering Part A. 24, 351-360 (2018).
  23. Lee, I. H., et al. Delayed epidural transplantation of human induced pluripotent stem cell-derived neural progenitors enhances functional recovery after stroke. Science Reports. 7, 1943(2017).
  24. Somaa, F. A., et al. Peptide-based scaffolds support human cortical progenitor graft integration to reduce atrophy and promote functional repair in a model of stroke. Cell Reports. 20, 1964-1977 (2017).
  25. Griffin, D. R., Weaver, W. M., Scumpia, P., Di Carlo, D., Segura, T. Accelerated wound healing by injectable microporous gel scaffolds assembled from annealed building blocks. Nature Materials. 14 (7), 737-744 (2016).
  26. Sideris, E. Y., Aaron, C. J., Carmichael, S. T., Segura, T. Hyaluronic acid particle hydrogels decrease cerebral atrophy and promote pro-reparative astrocyte/axonal infiltration in the core after ischemic stroke. bioRxiv. , (2019).
  27. Yu, H., et al. Combinated Transplantation of Neural Stem Cells and Collagen Type I Promote Functional Recovery After Cerebral Ischemia in Rats. The Anatomical Record. 293 (5), 911-917 (2010).
  28. Jin, K., et al. Transplantation of Human Neural Precursor Cells in Matrigel Scaffolding Improves Outcome from Focal Cerebral Ischemia after Delayed Postischemic Treatment in Rats. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 30 (3), 534-544 (2009).
  29. Gelderblom, M., et al. Temporal and spatial dynamics of cerebral immune cell accumulation in stroke. Stroke. 40 (5), 1849-1857 (2009).
  30. Wei, L., Erinjeri, J. P., Rovainen, C. M., Woolsey, T. A. Collateral growth and angiogenesis around cortical stroke. Stroke. 32 (9), 2179-2184 (2001).
  31. Zhang, R., et al. Activated Neural Stem Cells Contribute to Stroke-Induced Neurogenesis and Neuroblast Migration toward the Infarct Boundary in Adult Rats. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 24 (4), 441-448 (2004).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

نموذج السكتة الدماغية الناجمة عن التخثر الضوئيبروتوكول الحقن في الدماغاستهداف لب السكتة الدماغيةالسكتة الدماغية الإقفارية في القوارضنظام إيصال المواد الحيويةتقطيع أنسجة الدماغ بالتجميدالإيصال المشترك للخلايا الجذعيةتحليل قياس التدفق الخلويتقييم التحسن السلوكي
حقن هيدروجيل السقالات المواد الحيوية إلى الدماغ بعد السكتة الدماغية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.