Summary
Klinik bağlamda lokalize pankreas kanseri olan hastalar pankreastektomi ve ardından adjuvan tedavi görecektir. Burada bildirilen bu protokol, pankreas kanserinin ortotopik implantasyonu ve ardından distal pankreasektomi ve splenektomi yoluyla çıplak farelerde bu klinik senaryoyu modellemek için güvenli ve etkili bir yöntem oluşturmayı amaçlamaktadır.
Abstract
Pankreas kanseri (PC) cerrahisi için düşünülen hastalarda adjuvan ve/veya neoadjuvan tedaviyi incelemek için tatmin edici hayvan modellerinin eksikliği vardır. Bu eksikliği gidermek için, PC'nin ortotopik implantasyonunu ve ardından distal pankreastomi ve splenektomi içeren bir fare modelini tarif ediyoruz. Modelin, adjuvan ve neo adjuvan ortamlarda çeşitli terapötik yaklaşımların incelenmesi için güvenli ve uygun şekilde esnek olduğu gösterilmiştir.
Bu modelde, pankreas tümörü ilk olarak balb/c athymic çıplak farelerin distal pankreasına insan pankreas kanseri hücrelerinin (luciferaz etiketli AsPC-1) ve insan kanseri ilişkili pankreas yıldız hücrelerinin bir karışımının yerleştirilmesiyle üretilir. Üç hafta sonra, kanser yeniden laparotomi, distal pankreastomi ve splenektomi ile resected edilir. Bu modelde biyolüminesans görüntüleme, kanser gelişiminin ilerlemesini ve rezeksiyon/tedavilerin etkilerini takip etmek için kullanılabilir. Rezeksiyondan sonra adjuvan tedavi verilebilir. Alternatif olarak, rezeksiyondan önce neoadjuvan tedavi verilebilir.
45 fareden temsili veriler sunulmaktadır. Tüm farelere hemostaz sorunu olmayan başarılı distal pankreastomi / splenektomi uygulandı. 43'te 5 mm'den büyük makroskopik proksimal pankreas marjı elde edildi (%96) Fare. Pankreas rezeksiyonunun teknik başarı oranı %100, erken mortalite ve morbiditesi %0 idi. Rezeksiyondan sonraki hafta boyunca hayvanların hiçbiri ölmedi.
Özetle, klinik senaryoyu taklit eden farelerde pankreas kanserinin cerrahi rezeksiyon modeli için sağlam ve tekrarlanabilir bir teknik tanımlıyoruz. Model hem adjuvan hem de neoadjuvan tedavilerin test edilmesi için yararlı olabilir.
Introduction
Pankreas düktal adenokarsinom (pankreas kanseri [PC]) zayıf bir prognoz ile ilişkilidir1. Cerrahi rezeksiyon PC için potansiyel olarak iyileştirici tek tedavi olmaya devam etmektedir ve erken evre hastalığı olan hastalar için düşünülmelidir. Ne yazık ki, R0 rezeksiyonu (yani tümör içermeyen rezeksiyon marjları) ile bile, tekrarlama oranı (lokal veya tespit edilmemiş metastatik hastalıktan) yüksektir2,3. Bu nedenle, rezeksiyon uygulanan hemen hemen tüm hastalarda sistemik adjuvan tedavi endikedir4. Ayrıca, neoadjuvan tedavi artık sadece borderline-rezeke edilebilir kanserler için tavsiye edilirken, endikasyonları rutin kullanımı çok klinik araştırmaların odak noktası olacak şekilde genişliyor5,6,7,8. PC için rezeksiyon içeren yeni terapötik yaklaşımlar geliştirmek için, bu yaklaşımların öncelikle klinik ayarları doğru bir şekilde yeniden deneyen klinik öncesi modellerde değerlendirilmesi gerekir.
PC'nin ortotopik fare modelleri geçmişte ilaç tedavilerini test etmek için sıklıkla kullanılmıştır9,10. Bunların çoğu, kanser hücrelerinin tek başına fare pankreasına enjekte ederek üretildi ve PC'nin karakteristik özelliği olan belirgin stromadan yoksun tümörlerle sonuçlandı. Daha yakın zamanda, ilk olarak insan PC ve insan pankreas yıldız hücrelerinin bir karışımını enjekte ederek geliştirdiğimiz gibi ortak enjeksiyon ortotopik modeller (PC'deki kollajenöz stromanın birincil üreticileri olan PSC'ler) düzenli olarak kullanıma girdi11,12. Kanser ve stromal hücrelerin bu tür ko-enjeksiyonu ile üretilen tümörler (i) hem kanser elementlerini hem de PC'nin karakteristik stromal (desmoplastik) bileşenini ve (ii) gelişmiş kanser hücresi çoğalması ve metastazını sergiler11. Bu nedenle, bu model insan PC'ye çok benziyor. Ortotopik PC'nin bir dizi rezeksiyon modeli tanımlanmış olsa da13,14,15,16, hiçbiri insanlarda pankreas rezeksiyonunun klinik gerçeklerini bu model kadar doğru yansıtmamıştır ve bu nedenle adjuvan veya neoadjuvan tedavileri test etmek için suboptimal olmuştur.
Sunulan fare modelinin amacı şu şekildeydi: (i) yanlışlıkla periton yayılımını en aza indirirken ortotopik pankreas kanserinin başarılı bir şekilde implante edildiğini ve (ii) daha sonra kanserin tamamen resect olduğunu göstermekti. Makale, bu tekniğin ipuçlarını ve potansiyel tuzaklarını vurgulamaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm prosedürler Yeni Güney Galler Üniversitesi Hayvan Bakım ve Etik Kurulu tarafından onaylandı (17/109A). Bu protokol için 8-10 haftalık 16-19 g ağırlığında dişi athymic Balb/c çıplak fareler kullanılmıştır. Fareler mikro izolatör kafeslerinde barındırıldı ve ticari olarak mevcut peletlenmiş yiyecek ve su ad libitumile beslendi.
1. Ortopedik pankreas kanseri implantasyonu
- Hücreleri implantasyona hazırlayın. İlk olarak, prosedür için gerekli hücre sayısını hesaplayın (her hayvan için 1 x10 6 luciferaz etiketli AsPC-1 hücreleri ve 1 x10 6 kanser ilişkili insan pankreas yıldız hücreleri [CAhPSC'ler] gereklidir).
- Bu hücreleri nemlendirilmiş sıcaklık kontrollü bir CO2 inkübatöründe koruyun ve rutin mikoplazma testi gerçekleştirin. AsPC-1 ve CAhPSC'ler için kullanılan kültür ortamı RPMI 1640'tır (300 mg/ L L-glutamin ile, %20 v/v foetal sığır serumu, %1 v/v penisilin/streptomisinin) ve IMDM (4 mM L-glutamin, %10 v/v foetal sığır serumu, %1 v/v penisilin/streptomisan ile).
- Hücreleri hücre süspansiyonuna dönüştürmeyi denemek için standart hücre kültürü tekniklerini kullanın. Kullanılan tripsin çözeltisinin iki katı bir hacimde ilgili tam kültür ortamını kullanarak tripsin nötralize edin.
- Bu hücreleri fosfat tamponlu salin (PBS) ile iki kez yıkayın ve 50 μL hücre süspansiyonunda 1 x10 6 AsPC-1 hücresi ve 1 x10 6 CAhPSC içeren bir karışıma yeniden atın.
- Bu süspansiyonu kullanıma kadar buzda tutun.
- Prosedür için sınıf II biyogüvenlik kabini hazırlayın. Steril plastik bir örtü ile kaplanmış bir ısıtma paspası kullanın. İşlem sırasında büyütme için, 2,5x ila 3,5x büyütme cerrahi loupes bir çift kullanın.
- 1 cm çapında bir deliği gazlı bez çubuğuna keserek çanta ipli sürüntüler hazırlayın. Bu deliği bir çanta ipli dikişle sabitleyin. Bunun için herhangi bir ince örgülü dikiş kullanılabilir (örneğin, 5/0 poliglik asit dikiş). Örgülü dikiş malzemesi, gevşek düğümün sıkıldıktan sonra yerinde kalmasını sağladığı için önerilir. Bu şekil 1a'dagösterilmiştir.
- Fareyi intraperitoneal enjeksiyonla 80 mg/kg ketamin ve 10 mg/kg ksilazin ile uyuşturun.
- 5 mg/kg enrofloksasin antibiyotik profilaksisi, 2,5 mg/kg flunixin analjezi ve %0,9 salin deri altı 1 mL'si uygulanır.
- Uyuşturuldktan sonra, fareyi steril alana bir destek pozisyonunda yerleştirin ve povidone-iyot uygulayın ve ardından cilt hazırlığı için% 70 etanol uygulayın.
- Karnın sol kraniyal kadranının derisinde uzunlamasına bir kesi yapın ve ardından kas tabakasınıps arasında keserek karın içine girin.
- 50 μL hücre süspansiyonu ile 29 G insülin şırıngası yükleyin - bu, enjekte başına 1 x10 6 CAhPSC ve 1 x10 6 luciferaz etiketli AsPC-1 hücrelerine eşittir. Enjeksiyon cihazına monte edin. Bu enjeksiyon cihazının tasarımı ve işlevi Şekil 1b ve göstergesinde ayrıntılı olarak açıklanmıştır.
- Çanta-string bezini laparotomi kesisinin üzerine yerleştirin ve ardından bu çubuğun açılmasıyla dalak ve pankreas kuyruğunu dış hale getirin. Pankreasın gövdesini hafifçe çevrelemek için çanta dizesini sıkın, pankreas kuyruğunu enjeksiyon için açığa koyun. Gazlı bez pankreası çevresine temas ederken aynı zamanda daraltmayacak kadar sıkı olmak önemlidir.
- Bir çift tokmaca kullanarak pankreasın kuyruğunu kavrayın ve üzerine hafifçe yanal gerginlik yerleştirin. Ventral periton yüzeyini iğne ile sığ bir açıyla delin ve ardından hücre süspansiyonu enjeksiyon cihazı ile yavaş ve kontrollü bir şekilde (10−15 sn'nin üzerinde) pankreasa enjekte edin.
- Enjeksiyon işlemi sırasında, hem enjeksiyon bölgesinin etrafında (reflüden) hem de pankreas lobülünün diğer tarafında (içinden ve içinden penetrasyon durumunda) sızıntıyı dikkatlice gözlemleyin. Görünür sızıntı meydana gelirse, şırınnada kalan enjekte hacmini kontrol ederek enjeksiyonu durdurun ve sızıntı hacmini not edin. Sızıntı küçük hacimdeyse (<10 μL) ve ardından herhangi bir sızıntıyı gazlı bezle emer ve enjeksiyonu tamamlamak için iğneyi farklı bir pankreas lobülüne yeniden konumlandırın.
- Dalak ve pankreası değiştirin ve karın duvarını sürekli bir şekilde 5/0 poliglkolik asit dikişi ile kapatın. Cildi klipslerle kapatın.
- Fareyi anesteziden kurtulana kadar ısıtılmış bir kafeste izleyin. Uyandıktan ve uyarıldıktan sonra fareyi kafesine geri taşıyın.
2. Kanser rezeksiyon cerrahisi: Distal pankreastomi ve splenektomi
- İmplantasyon ile ilgili rezeksiyon zamanlaması deneysel protokole bağlı olarak değişebilir. Genel olarak, tümörlerin rezeksiyondan önce en az 3 hafta büyümesine izin verin, ancak bunu belirli implante edilmiş kanser hücresi hattı için ampirik olarak optimize edin.
- Rezeksiyon ameliyatından bir gün önce, lokalize primer tümörün varlığını doğrulamak için hayvanlar üzerinde biyolüminesans görüntülemesi gerçekleştirin. Bu görüntüleme çalışmasının, bariz ekstra pankreas hastalığı olan fareleri rezeksiyondan dışlamak için kullanıldığını unutmayın. Rezeksiyon için uygunluğu belirlemek için eşik olarak ne boyut ne de parlak akı kullanılmamalıdır.
- Fareleri tartın ve D-luciferin intraperitoneally (150 mg / kg) ile enjekte edin.
- Luciferin kinetik eğrisinin performansına göre her deney için luciferin enjeksiyonu ile ilgili görüntüleme adımının zamanlamasını belirleyin. Işıltılı akısının maksimumun% 90'ının üzerinde olduğu süre, biyolüminesans görüntüleme için en uygun zamanı temsil eder (bu deneyde, enjeksiyon sonrası 18 ila 26 dakika)
- Anesteziye neden olur ve izofluran (sırasıyla% 4 ve% 3 oksijen ile) kullanmaya devam eder ve biyolüminesan görüntüleme cihazı (örneğin, IVIS Lumina II) kullanarak görüntüleme gerçekleştirir. Otomatik pozlama ve binning ayarlarını kullanın (ancak bu, beklenen parlak akı için optimize edilebilir).
- Sınıf II biyogüvenlik kabinini prosedür için hazırlayın. Steril plastik bir örtü ile kaplanmış bir ısıtma paspası kullanın. Diseksiyon sırasında büyütme için, 2,5x ila 3,5x büyütme cerrahi loupes bir çift kullanın.
- Fareyi intraperitoneal enjeksiyonla 80 mg/kg ketamin ve 10 mg/kg ksilazin ile uyuşturun.
- 5 mg/kg enrofloksasin antibiyotik profilaksisi, 2,5 mg/kg flunixin analjezi ve %0,9 salin deri altı 1 mL'si uygulanır.
- Fareyi steril alana bir destek pozisyonunda yerleştirin ve povidone-iyot ve ardından cilt hazırlığı için% 70 etanol uygulayın.
- Karnın sol kraniyal kadranının derisinde, tercihen önceki kesi bölgesinden uzunlamasına bir kesi yapın.
- Alttaki kas karın duvarındaki deriyi künt bir şekilde parçalara ayrıştırın ve ardından cilt yarasını açık tutmak için bir Alm kendi kendini koruyan retraktör yerleştirin.
- Perküsler tabakayı, önceki operasyonun dikiş hattının hemen bir tarafına kadar perküler tabakayı inkütleyin ve daha sonra kesiği genişleterek önceki dikiş hattının tamamını kesin.
- Dalak ve distal pankreası dışlayın ve kraniyal olarak geri çekin. Pankreasın kaudal yönünde, kolon film yapışmaları ile tutturulmuş olarak bulunabilir. Bu bulunursa, kolonu açıkça parçalara ayırın.
- Pankreas ve dalak damarlarının vücuduna dikkatlice bir çift tokmak dorsal geçirin ve bu alanı açın. Bu, sonraki ligasyon için bir pankreas segmentini serbest bıraktı.
- Pankreasın proksimal gövdesini bir titanyum ligasyon klipsi ile tümöre yapıştırın ve sonra pankreas distalini koter ile buna çevirin. Pankreas kütüğünü kontrol etmenin alternatif bir yolu, transeksiyondan önce 5/0 poliglkolik asit dikişi ile süreklilik içinde lige etmektir.
- Pankreası kaudal olarak geri çekin ve dalak ve midenin kraniyal kutbu arasındaki gastrosplenik damarları dağlayın.
- Örneği çıkarın ve hemostazı onaylayın.
- Karın duvarını 5/0 poliglkolik asit dikişi ile sürekli bir şekilde kapatın. Cildi klipslerle kapatın.
3. Ameliyat sonrası yönetim
- Anestezi sonrası hemen dönemde (yukarıdaki prosedürlerin her ikisi için), fareyi anesteziden kurtulana kadar ısıtılmış bir kafeste izleyin. Uyandıktan ve uyarıldıktan sonra fareyi kafesine geri taşıyın. Ameliyat sonrası dönemde, hayvanları ağrı ve sıkıntı belirtileri için izleyin. Deri altı enjeksiyonu ile 0,05 mg/ kg buprenorfin uygulayın ve hayvanları 12 saat boyunca yakından gözlemleyin.
- Daha sonra, fareleri günlük olarak kilo, yiyecek alımı ve aktivite için izleyin. Kesi bölgelerini ve palpate tümör büyüklüğü için inceleyin. Ameliyat sonrası yedinci günde cilt klipslerini çıkarın.
- İnsancıl uç noktalara ulaşılırsa fareyi ötenazi edin. Bu insancıl uç noktalar şunlardır: vücut ağırlığının kaybı >20%, tedavi edilemeyen sıkıntı özellikleri (kambur duruş, hareket eksikliği veya tımar dahil) ve dış palpasyon tarafından tahmin edildiği gibi 1 cm3'ten büyük tümör boyutu.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ardışık 59 fare implantasyon ameliyatı geçirdi. Brüt sızıntı sekizde meydana geldi (%14) Fare. Enjeksiyon anında sızıntı derecesi, protokol bölümünde yukarıda açıklandığı gibi tahmin edilmektedir. Bu implante tümörlerin büyümesine izin vermek için üç hafta sonra, rezeksiyon öncesi biyolüminesans görüntülemesi, rezeksiyondan önce brüt metastatik hastalığı olan fareleri dışlamak için yapıldı. Kırk beş (%76) farelere cerrahi rezeksiyon uygulandı.
Hepsi 45 (%100) fareler, hemostaz sorunu olmadan başarılı distal pankreastomi / splenektomi geçirdi. 43'te 5 mm'den büyük makroskopik proksimal pankreas marjı elde edildi (%96) Fare.
Rezeksiyon sırasında, lokal metastaz 9/45'te bulundu (%20) fareler - çoğunlukla dikiş hattında (primer tümör ile süreksiz) dokuzdan üçü midenin daha büyük eğrisinde ek izole nodüller ve biri karaciğerde bir alt kapak nodül gösterir. Primer pankreas tümörü beşte dikiş hattına yapışmıştı (%11) fareler ve karaciğere bir tanesinde (%2) fare. Bu yapışmış yapılar en blokekscised edildi.
Ortalama (SEM) ameliyat süresi (kapanma indüksiyonu) 22 (0.9) dakika idi. Hayvanların hiçbiri rezeksiyondan sonraki 1 hafta içinde ölmedi.
Bir haftalık rezeksiyon sonrası, farelere artık hastalığı tespit etmek için biyolüminesans görüntülemesi yapıldı. Farenin ventral yüzeyi üzerindeki maksimum parlaklık oranı arka planla karşılaştırıldı. Otuz iki (%71) fareler maksimum parlaklık oranına (fare:arka plan) <10'a sahipti, bu da minimum veya hiç kalıntı hastalığını gösteriyordu.
Şekil 1: Tümör implantasyonunu kolaylaştırmak için özel yapım cihazlar. (a) Çanta-string gazlı bez çubuğu: (i) Pankreas kuyruğunun enjeksiyon sırasında yerleştirileceği yaklaşık 1 cm çapında merkezi delik; (ii) Deliğin etrafında çanta-dize dikiş; (iii) Çift katmanlı gazlı bez; (iv) Tek atış düğüm; (v) Dikiş malzemesinin bir uzvu sterilizasyon gösterge bandı ile gazlı beze sabitlenerek; (vi) Gösterge bandından yapılmış bir tutamak, dikiş malzemesinin diğer ucunda yapılır. (b) Enjeksiyon cihazı: (I) Şırındingi harekete geçmek. Bu şırınd gövdesinden kesilen yuvalar, enjeksiyon şırındının (hücre süspansiyonu enjektesi ile; gösterilmez) bu şırınna gövdesine monte edilmesine izin verir; (II) Denetleyici şırınna. Bu suyla dolu. Pistonun cerrahi asistan tarafından daha küçük kontrol şırıncı üzerindeki depresyonu, daha büyük aktüasyon yapan şırınna pistonunun yer değiştirmeine neden olur. Aktüasyon pistonunun yer değiştirmesi daha küçüktür, ancak enjeksiyonun enjeksiyon şırınd mekanizması ile ilişkili direncin yanı sıra dokunun enjekte ile genişlemeye karşı direncini aşmasını sağlayan mekanik bir avantaja sahiptir. Bu, 10-15 saniye boyunca 50 μL'lik hassas ve pürüzsüz enjeksiyon sağlar; (III) İç çapı 0,5 mm olan politetrafloroetilen (PTFE) bağlantı boruları.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Pankreas kanserinin rezeksiyonlu ortotopik fare modeli önemlidir, çünkü adjuvan ve neoadjuvan tedavilerin testine izin verir. Bu özellikle cerrahinin en etkili tedavi olmaya devam ettiği ancak yüksek nüks riski ile ilişkili olduğu pankreas kanserinde önemlidir. Bu makalede, neoadjuvan / adjuvan tedavinin gerekli olduğu klinik senaryoyu çoğaltarak, rezeksiyonla tedavi edilebilen pankreas kanserini güvenilir bir şekilde üretecek bir yöntem açıklanmaktadır.
Mevcut yöntemlere göre önemi
Pankreas kanserinde adjuvan ve neoadjuvan tedavilerin önemine rağmen, literatürde iyi tanımlanmış çok az ortotopik rezeksiyon fare modeli vardır. Bu tarifli rezeksiyon modelleri, insanlarda klinik durumun replikasyonuna sadakatlerinde farklılık göstermektedir. Bu önceki modeller geniş ölçüde şu şekilde sınıflandırılabilir: (i) floresan rehberliği ile sadece tümör eksizyonu; (ii) splenektomi yapılmayan subtotal pankreas rezeksiyonu; (iii) distal pankreastomi/splenektomi.
Floresan rehberliği ile tümör eksizyonu en fazla sayıda raporda tanımlanmıştır15,17,18,19,20,21. Bu makalelerin çoğu aynı araştırma grubundan geliyor. Ne yazık ki, insanlarda, lokal nüks olasılığının yüksek olması ve lenf nodu durumunun değerlendirilememesi nedeniyle pankreas adenokarsinom (PC) için tek başına tümörün lokal eksizyonu (enükleasyon) yapılmaz22,23. Bu nedenle, klinik olarak ilgili olmayan bir karşılaştırıcı grubun (floresan dışı güdümlü enükleasyon) kullanımı, bu tekniği açıklayan makalelerde onkolojik sonuçların raporlanmasına gölge sürür. Şaşırtıcı olmayan bir şekilde, floresan olmayan enükleasyon grupları her zaman aşırı lokal nüks oranlarına sahipti15,20,21. Buna karşılık, Torgenson ve ark.14 benzer bir floresan güdümlü rezeksiyon tekniği tanımladı ve % 58 gibi oldukça düşük bir nüks oranı bildirdi (rezeksiyon sonrası sekiz haftada). Genel olarak, bu çalışmalar ameliyat sırasında kalıntı hastalığın görselleştirilmesi için floresan rehberliğinin yararını göstermektedir. Bununla birlikte, bu henüz insanlarda bakım standardı değildir, bu da klinik senaryoyu çoğaltmayı amaçlayan bir fare modelinde kullanımı açısından bir sınırlamadır. Tabii ki, floresan güdümlü cerrahi klinik uygulamada yaygın olarak benimsenecekse bu durum değişebilir.
Başka bir rezeksiyon modeli pankreasın vücuduna yerleştirilen bir tümör için splenektomi olmadan subtotal pankreasektomi bazlıydı13,24. Açıklanan operasyon insanlarda yapıldığı gibi ne pankreatikoduodenektomi ne de distal pankreastektomi olduğu için bunun klinik ilgisi de sorgulanmaktadır. Şaşırtıcı olmayan bir şekilde, bu fareler hem uzak hem de lokal olarak yüksek tümör nüks oranlarından muzdaripti. Özellikle dikkat edilmesi gereken, implantasyon24'teyetersiz rezeksiyon veya olası periton tümörü tohumlamasını öneren dalak nüksünün yaygın olduğudur.
Ni vd.16, floresan görüntüleme kılavuzu ile gerçekleştirilen distal pankreastomi/splenektomi modelini tanımladı. Hayal kırıklığıyla, klinik olarak ilgili bir operasyonun kullanılmasına rağmen (floresan rehberliği ile), distal pankreasektomi grubunda bile sağkalım çok kısaydı (ortalama 18 günlük sağkalım). Bu progresif hastalık derecesi palyatif tedavi modellerinden daha kötü görünmektedir25,26,27, rezeksiyondan sonra brüt kalıntı hastalığın olası varlığını düşündürmektedir. Son zamanlarda, Giri ve ark.28 distal pankreasektomi ve kısmi splenektomi fare modeli bildirdi. Bu çalışma, kanserin immün yetmsiz bir fare modelini temsil ettiği için dikkat çekicidir. Bununla birlikte, bu çalışma neredeyse evrensel lokal ve diğer intraperitoneal tümör nükslerini bildirmiştir, muhtemelen implantasyonda okült iyatrojenik metastazı gösterir.
Adjuvan tedavilerin test edilmesi için brüt kalıntı hastalık sonrası rezeksiyonun olduğu fare modellerinin kullanımı uygunsuz olabilir. Sorun, brüt kalıntı hastalığının tedavisinin gerçekten adjuvan tedavi olarak sınıflandırılamayacağı, aksine palyatif amaçlı tedavi olarak kabul edilmesi gerektiğidir. Bu durumda, bu tür fare modelleri düşük hacimli hastalığı olan rezeksiyonlu olmayan modellere kıyasla hiçbir avantaj sunmaz.
Kritik adımların ipuçları ve tuzakları
Tümör implantasyon prosedürü
Klinik senaryoyu çoğaltmak için, bu modelde implantasyon ve rezeksiyon prosedürleri ile ilgili farklı zorluklar vardır. İmplantasyon prosedürü için üstesinden gelinmesi gereken en büyük zorluklar başarılı implantasyon ve sızıntının önlenmesidir. Enjeksiyonun başarısızlığı tümör hücresi süspansiyonunun karın boşluğuna brüt olarak sızmasına neden olacağından, bu iki konu birbiriyle ilişkilidir. Bu, pankreas rezeksiyonu ne olursa olsun ilerleyecek periton metastazlı bir fare modeli üretecektir. Bu, metastatik PC'deki pankreas rezeksiyonun hasta sonucunu etkilemediği insanlarda iyi bilinen klinik senaryoyu yansıtır. Bu, insanlarda laparoskopinin evrelemesinin temelidir29.
Tümörün implantasyon başarısı intraoperatif olarak, belirgin bir sızıntı olmadan hücre süspansiyonunun "baloncuğu" olarak görülebilir. İyi bir sonuç elde etmedeki en önemli şey, iğnenin pankreas parankiminin içine doğru yerleştirilmesidir. Bu, ancak pankreası periton yüzeyinin gergin olması için "uzatarak" elde edilebilir. Delinme, iğne eğiminin yukarı bakacak şekilde (ventrally) meydana gelmesi gerekir. İğne periton yüzeyini deldikten sonra, iğne ucu hafifçe yukarı kaldırılırken ilerletilmelidir, böylece eğimli yüzey peritonun hemen altında süzülür. Bu, fare pankreas lobüllerinin küçük boyutları nedeniyle yaygın bir tuzak olan pankreasın yanlışlıkla delinmesini önleyecektir. Tüm eğim pankreas maddesi içinde olduğunda, hücre süspansiyonu enjekte edilir. Cerrahi loupes ile görmenin büyüttilmesi, iğne penetrasyonunun derinliğini doğru bir şekilde görselleştirmek için oldukça arzu edilir.
Yanlışlıkla sızıntı riskini daha da en aza indirmek için bir dizi teknik kullanılabilir.
Enjeksiyon için büyük bir lobül seçimi. Küçük lobüller şişirmek için daha yüksek basınç gerektirir (Laplace yasasına uyarak), böylece delinme yerindeki iğnenin etrafında sızıntı riskini artırır.
Enjeksiyon hızının optimizasyonu. Hücre süspansiyonunun10-15saniye boyunca enjekte edilmesine izin veren bir enjeksiyon cihazının (Şekil 1b) kullanılması üç amaca hizmet eder. İlk olarak, pankreastaki basınç değişim hızını azaltarak dokulara deforme olma süresi verir ve süspansiyonun reflü riskini azaltır. İkincisi, enjeksiyon işleminin izlenmesini ve gerekirse durdurulmasını ve iğnenin yeniden konumlandırılmasını sağlar. Herhangi bir sızıntı, povidone iyotla ıslatılmış bir gazlı bezle paspaslanabilir. Üçüncü olarak, operatörü pistonu bastırma ihtiyacından kurtarır, operatörün hücre süspansiyonunu enjekte ederken iğne ucunu pankreas içinde tutmaya odaklanmasını sağlar.
Çift katmanlı çanta-string gazlı bez kullanımı. Bu gazlı bez, pankreas kuyruğunun etrafında hücre süspansiyonunun herhangi bir sızıntısını emecek ve bu nedenle karın boşluğundaki kirlenmeyi en aza indirecek bir yaka oluşturur.
Literatürdeki bazı çalışmalar enjeksiyondan sonraki zamanla katılaşır hücre dışı matris karışımı (Matrigel) kullanmıştır13,15,24. Bu, enjeksiyon sonrası sızıntı riskini azaltabilir. Bununla birlikte, bu stratejinin potansiyel bir dezavantajı, Matrigel veya diğer benzer hücre dışı matris çözeltilerinin PSC'ler üzerinde fizyolojik olmayan etkiler uygulayabileceğidir30. Örneğin, Matrigel'in PSC'leri sessiz hale getirdiği ve böylece PSC'lerin model31,32'dekietkilerini olumsuzlama potansiyeline sahip olduğu gösterilmiştir. Kanser hücrelerinin enjeksiyonuna bir alternatif, tümör dokusunun ortotopik implantasyonudur (doğrudan hastalardan veya deri altı fare modellerinden). Ancak, bu yaklaşımların kendi dezavantajları vardır. İlk olarak, heterojenlik örnekleme hatasından veya implante edilen doku hacmindeki değişikliklerden kaynaklanabilir. Bu tür heterojenlik, sonraki tedavi karşılaştırmalarının gücünü azaltabilir. İkinci olarak, tümör dokusunun deri altı fare modeli ile geçmesi, orijinal hasta tümörüne farklı biyolojik davranışları olan alt klonların seçilmesine yol açabilir.
Tümör rezeksiyon prosedürü
Bu modelde, insanlarda yapılana benzer bir distal pankreasektomi/splenektomi prosedürü kullandık. Rezeksiyon cerrahisi ile ilgili zorluklar patolojik ve anatomik faktörlere bağlıdır.
Önemli patolojik faktör tümör yayılımdır. Düşük hacimli lokal yayılım pankreas rezeksiyonu zamanında rezeke edilebilir, ancak daha uzak periton ve diğer metastaz olasılığını gösterebilir. Dikiş hattını düzenli olarak ilk operasyondan çıkartıyoruz, çünkü olası bir yerel tekrarlama alanı. Tümör karın duvarı veya karaciğerin sol lobu gibi çevre yapılara bağlıysa, bunlar blok halindereseksiyon edilebilir. Anatomik olarak, anahtar adım düzlem dorsalını pankreasın vücuduna parçalamaktır. Dalak damarı, pankreas dışsallaştırıldıktan sonra genellikle pankreasın arkasında görselleştirilebilir. Embriyolojik kansız düzlem hemen buna dorsal olduğu için bu önemli bir dönüm noktasıdır.
Burada açıklanan modelde iki potansiyel anatomik tuzak daha vardır. Kolon, pankreas vücudunun kaudal yönüne yapışmış olabilir. Bu yapının harekete geçirilememesi pankreas bölünmesi veya ligasyonu anında yanlışlıkla kolonik yaralanmaya yol açabilir. Gastrosplenik damarlar küçüktür ve avulsed veya yetersiz koterize edilirse kolayca kanayabilir. Ayrıca, bir kez avulsed, kanama noktası genellikle midenin daha büyük eğrisinin arkasında karın derine geri çekilir, bu da kanamanın daha sonraki kontrolünü daha zor hale getirir. Bu nedenle, gastrosplenik damarların dalak ve koterinin dikkatli bir şekilde geri çekilmesi gerekir. Başarılı hemostaz için bir yaklaşım, bu damarları dalak hilar yönünde dağlamaktır, bu da içi boş iç organların çevresine yanlışlıkla termal yaralanma riskini en aza indirir.
Damarların ligasyonu için insan cerrahisinde yaygın olarak kullanılan bir titanyum ligasyon klipsi kullanmanın, pankreas kütüğünü kontrol etmenin hızlı ve etkili bir yolu olduğunu ve bunun sonucunda ligatürlerin kullanımına kıyasla toplam ameliyat süresinde azalma olduğunu bulduk. Bu da Giri ve ark.28tarafından kullanılmıştır.
Tekniğin sınırlamaları
Pankreasın bu rezeksiyonsal modelde sınırlamalar vardır. Bir sınırlama, nüks/metastaz üretmek için izin verilen zamanla ilgilidir. Bir yandan, metastatik hastalığın gelişimini en üst düzeye çıkarmak gerekir, ancak diğer yandan, tümörün lokal olarak ilerlemeden önce resect edilmesi gerekir. Bu nedenle implantasyon ve rezeksiyon arasındaki sürenin, çoğaltmak istediğiniz belirli klinik senaryo için ayarlanması gerekebilir. Başka bir sınırlama, yukarıda tartışılan kanser hücrelerinin yanlışlıkla dökülmesi ve sonraki periton metastazı ile ilgilidir.
Adjuvan tedavi modellerinin en büyük zorluğu, adjuvan tedavi etkisini cerrahi tedavi etkisinden parçalamaktır. Açıkçası, rezeksiyon ameliyatı geçiren bir kontrol grubu ile randomize edilmiş iyi tasarlanmış bir çalışma gereklidir. Göreceli tedavi etkilerinin değerlendirilmesini daha da iyileştirmek için, tümör yükünü in vivo olarak değerlendirmeyi öneriyoruz (örneğin, luciferaz etiketli kanser hücrelerini kullanarak ve in vivo biyolüminesans görüntülemesi yaparak). Ortotopik modellerde bu değerlendirmenin yarı nicel doğasına rağmen (biyolüminesans sinyali aşırı dokulardan geçerek zayıfıldıkça), bu yaklaşım ameliyat sonrası kalıntı hastalığın değerlendirilmesi de dahil olmak üzere tümör yükünün boyuna değerlendirilmesini sağlar.
Değişiklikler ve gelecekteki uygulamalar
Pankreas yıldız hücreleri olan veya olmayan implante edilmiş hücre hattı ve/veya hücre numaraları hedef klinik senaryoyu yansıtacak şekilde değiştirilebilir12. İmplantasyon ve rezeksiyon arasındaki süre de metastaz oluşumu riskini değiştirmek için değiştirilebilir. Diğer varyasyonlar hasta veya fare türevi ksinograftların veya organoidlerin implantasyonunu içerebilir33.
Neoadjuvan tedavi, burada açıklanan modelin temel özellikleri içinde de test edilebilir. Cerrahi rezeksiyon34'denönce ilaç tedavisinin başlatılmasını gerektirir. Benzer şekilde, aynı farelerde hem neoadjuvan hem de adjuvan tedavi çalışılabilir.
Son olarak, immün yetmezlikli bir modeli temsil eden athimik Balb / c çıplak farelerin kullanımını tarif ederken, alternatif bir immün yetmezlik modeli C57B6 farelere yerleştirilen KPC tümör hücrelerini içerebilir28. Bu, adjuvan/neoadjuvan immün tedavilerin test edilmesi için yararlı bir alternatif olabilir.
Özetle, klinik senaryoyu taklit eden ve özel ekipman gerektirmeyen farelerde pankreas kanserinin cerrahi rezeksiyon modeli için sağlam ve tekrarlanabilir bir teknik tanımlıyoruz. Bu model hem adjuvan hem de neoadjuvan tedavilerin test edilmesi için yararlı olabilir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların bu projeyle ilgili açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.
Acknowledgments
Yazarlar Avner Pankreas Kanseri Vakfı'ndan destek aldılar.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animals, Materials and Equipment for Implantation Procedure | |||
| AsPC-1 human pancreatic cancer cell line, luciferase tagged (luc+ gene from Promega PGL3 Basic plasmid) | American Type Culture Collection, Manassas, VA, USA | supplied by Professor Takashi Murakami, Saitama Medical University, Saitama, Japan | |
| Autoclip wound clips, 9 mm | Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW, Australia | 500346 | |
| Basic Dressing Pack | Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia | ||
| Cancer associated human pancreatic stellate cells | Pancreatic Research Group cell bank | In house cell bank | |
| Cryogenic tubes, 1.0 mL | Thermo Fisher Scientific Australia Pty Ltd, Scoresby, VIC, Australia | 366656 | |
| Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 | Livingstone International, Mascot, NSW, | SCP15 | |
| Foetal bovine serum (FBS) | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 16000044 | |
| Gilles fine tooth forceps 12 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery | Generic | ||
| Homozygous athymic nude mice: Strain BALB/c-Fox1nu/Ausb, female | Australian Bioresources, Moss Vale, NSW, Australia | ||
| Iscove's modified Dulbecco's medium (IMDM) with 4mM L-glutamine and no phenol red | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 21056023 | |
| Jewellers forceps 11.5 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro needle holder (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro scissors (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Penicillin 10,000 U/mL, streptomycin 10,000 μg/mL | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 15140122 | |
| Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | C1049407 | |
| Portable weighing scale | Precision balances, Bradford, MA, USA | ||
| Reflex clip applier and clip remover | World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA | 500345 | |
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 with phenol red and 300 mg/L Lglutamine | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 11875085 | |
| Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Trypsin 0.05%, EDTA 0.02% | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 25300054 | For pancreatic stellate cells |
| Trypsin 0.25%, EDTA 0.02% | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 25200056 | For ASPC-1 cells |
| U-100 insulin syringes, 0.5 mL with 29 G (0.33 mm) × 13 mm needle | Terumo Medical Corporation, Elkton, MD, USA | ||
| Equipment for Resection Procedure | |||
| Alm self-retaining retractor | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Autoclip wound clips 9 mm | Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW | 500346 | |
| Basic Dressing Pack | Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia | 08-559NP | |
| Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 | Livingstone International, Mascot, NSW, | SCP15 | |
| Gilles fine tooth forceps 12 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Hand-held high temperature fine tip cautery | Bovie Medical Corporation, Melville, NY, USA | AA01 | |
| Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery | Generic | ||
| IVIS Lumina II Bioluminescent Imaging Device | Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA, USA | ||
| Jewellers forceps 11.5 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro needle holder (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro scissors (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | C1049407 | |
| Portable weighing scale | Precision balances, Bradford, MA, USA | ||
| Reflex wound clip applier and clip remover | World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA | 500345 | |
| Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Titanium “Weck style” Ligaclip, small | HZMIM, Hangzhou, China | ||
| Titanium Ligaclip applier for open surgery, small | HZMIM, Hangzhou, China | ||
| Volatile anaesthetic machine, including vapouriser and induction chamber | Generic | Generic vapouriser and induction chamber | |
| Drugs for Procedures | |||
| 70% w/w ethanol solution | Sigma-Aldrich Pty Ltd, Castle Hill, NSW, Australia | Applied topically as surgical skin preparation | |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 0.05 mg/kg s.c. | |
| D-Luciferin (1 U/g) | PerkinElmer, Inc., Waltham, MA, USA | 122799 | diluted in PBS to 15 mg/mL. Dose: 150 mg/kg i.p |
| Enrofloxacin 50 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 5 mg/kg s.c. | |
| Flunixin 50 mg/mL | Norbrook Laboratories Australia, Tullamarine, VIC, Australia | Dose: 2.5 mg/kg s.c. | |
| Isoflurane | Zoetis Australia Pty Ltd., Rhodes, NSW, Australia | Dose (vapourised with oxygen): 4% induction, 3% maintenance | |
| Ketamine 100 mg/mL | Maylab, Slacks Creek, QLD, Australia | Dose: 80 mg/kg i.p. | |
| Povidone-Iodine 10% w/v solution | Perrigo Australia, Balcatta, WA, Australia | RIO00802F | Applied topically to the anterior abdomen as surgical skin preparation |
| Refresh eye ointment (liquid paraffin 42.5% w/w, soft white paraffin 57.3% w/w) | Allergan Australia Pty Ltd, Gordon, NSW, Australia | Applied to both eyes | |
| Sodium chloride 0.9% w/v | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | 9481P | Dose: 900 μL s.c. |
| Water for injections BP | Pfizer Australia, Sydney, NSW, Australia | For dilution of drugs | |
| Xylazine 20 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 10 mg/kg i.p. |
References
- Noone, A. M., et al. SEER Cancer Statistics Review, 1975-2015, National Cancer Institute. , Available from: https://seer.cancer.gov/csr/1975_2015/ (2018).
- Sugiura, T., et al. Margin status, recurrence pattern, and prognosis after resection of pancreatic cancer. Surgery. 154 (5), 1078-1086 (2013).
- Hishinuma, S., et al. Patterns of recurrence after curative resection of pancreatic cancer, based on autopsy findings. Journal of Gastrointestinal Surgery. 10 (4), 511-518 (2006).
- NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology - Pancreatic Adenocarcinoma (Version 3.2019). National Comprehensive Cancer Network. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019).
- Breslin, T. M., et al. Neoadjuvant chemoradiotherapy for adenocarcinoma of the pancreas: treatment variables and survival duration. Annals of Surgical Oncology. 8 (2), 123-132 (2001).
- Mokdad, A. A., et al. Neoadjuvant Therapy Followed by Resection Versus Upfront Resection for Resectable Pancreatic Cancer: A Propensity Score Matched Analysis. Journal of Clinical Oncology. 35 (5), 515-522 (2017).
- Tachezy, M., et al. Sequential neoadjuvant chemoradiotherapy (CRT) followed by curative surgery vs. primary surgery alone for resectable, non-metastasized pancreatic adenocarcinoma: NEOPA- a randomized multicenter phase III study (NCT01900327, DRKS00003893, ISRCTN82191749). BMC Cancer. 14, 411 (2014).
- Barbour, A. P., et al. The AGITG GAP Study: A Phase II Study of Perioperative Gemcitabine and Nab-Paclitaxel for Resectable Pancreas Cancer. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Fu, X., Guadagni, F., Hoffman, R. M. A metastatic nude-mouse model of human pancreatic cancer constructed orthotopically with histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (12), 5645-5649 (1992).
- Marincola, F., Taylor-Edwards, C., Drucker, B., Holder, W. D. Orthotopic and heterotopic xenotransplantation of human pancreatic cancer in nude mice. Current Surgery. 44 (4), 294-297 (1987).
- Vonlaufen, A., et al. Pancreatic stellate cells: partners in crime with pancreatic cancer cells. Cancer Research. 68 (7), 2085-2093 (2008).
- Xu, Z., et al. Role of pancreatic stellate cells in pancreatic cancer metastasis. American Journal of Pathology. 177 (5), 2585-2596 (2010).
- Tepel, J., et al. Adjuvant treatment of pancreatic carcinoma in a clinically adapted mouse resection model. Pancreatology. 6 (3), 240-247 (2006).
- Torgenson, M. J., et al. Natural history of pancreatic cancer recurrence following "curative" resection in athymic mice. Journal Surgical Research. 149 (1), 57-61 (2008).
- Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery allows for more complete resection of pancreatic cancer, resulting in longer disease-free survival compared with standard surgery in orthotopic mouse models. Journal of the American College of Surgeons. 215 (1), 126-135 (2012).
- Ni, X., Yang, J., Li, M. Imaging-guided curative surgical resection of pancreatic cancer in a xenograft mouse model. Cancer Letters. 324 (2), 179-185 (2012).
- Hiroshima, Y., et al. Hand-held high-resolution fluorescence imaging system for fluorescence-guided surgery of patient and cell-line pancreatic tumors growing orthotopically in nude mice. Journal of Surgical Research. 187 (2), 510-517 (2014).
- Hiroshima, Y., et al. Metastatic recurrence in a pancreatic cancer patient derived orthotopic xenograft (PDOX) nude mouse model is inhibited by neoadjuvant chemotherapy in combination with fluorescence-guided surgery with an anti-CA 19-9-conjugated fluorophore. PLoS One. 9 (12), 114310 (2014).
- Hiroshima, Y., et al. Fluorescence-guided surgery in combination with UVC irradiation cures metastatic human pancreatic cancer in orthotopic mouse models. PLoS One. 9 (6), 99977 (2014).
- Metildi, C. A., et al. Ratiometric activatable cell-penetrating peptides label pancreatic cancer, enabling fluorescence-guided surgery, which reduces metastases and recurrence in orthotopic mouse models. Annals of Surgical Oncology. 22 (6), 2082-2087 (2015).
- Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery with a fluorophore-conjugated antibody to carcinoembryonic antigen (CEA), that highlights the tumor, improves surgical resection and increases survival in orthotopic mouse models of human pancreatic cancer. Annals of Surgical Oncology. 21 (4), 1405-1411 (2014).
- NCCN Guidelines: Pancreatic Adenocarcinoma. National Comprehensive Cancer Network. , Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019).
- Maithel, S. K., Allen, P. J. Blumgart's Surgery of the Liver, Biliary Tract and Pancreas, 2-Volume Set (Sixth Edition). Jarnagin, W. R. , Content Repository Only 1007-1023 (2017).
- Egberts, J. H., et al. Dexamethasone reduces tumor recurrence and metastasis after pancreatic tumor resection in SCID mice. Cancer Biology & Therapy. 7 (7), 1044-1050 (2008).
- Xu, Z. H., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway in advanced pancreatic cancer: a key element of treatment that limits primary tumor growth and eliminates metastasis. British Journal of Cancer. , (2020).
- Pothula, S. P., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway: stromal remodelling in pancreatic cancer. Oncotarget. 8 (44), 76722-76739 (2017).
- Pothula, S. P., et al. Hepatocyte growth factor inhibition: a novel therapeutic approach in pancreatic cancer. British Journal of Cancer. 114 (3), 269-280 (2016).
- Giri, B., et al. An Immunocompetent Model of Pancreatic Cancer Resection and Recurrence. Journal of Gastrointestinal Surgery. , (2020).
- Allen, V. B., Gurusamy, K. S., Takwoingi, Y., Kalia, A., Davidson, B. R. Diagnostic accuracy of laparoscopy following computed tomography (CT) scanning for assessing the resectability with curative intent in pancreatic and periampullary cancer. Cochrane Database of Systematic Reviews. (11), 009323 (2013).
- Vaillant, F., Lindeman, G. J., Visvader, J. E. Jekyll or Hyde: does Matrigel provide a more or less physiological environment in mammary repopulating assays. Breast Cancer Research. 13 (3), 108 (2011).
- Jesnowski, R., et al. Immortalization of pancreatic stellate cells as an in vitro model of pancreatic fibrosis: deactivation is induced by matrigel and N-acetylcysteine. Laboratory Investigation. 85 (10), 1276-1291 (2005).
- Phillips, P. A., et al. Cell migration: a novel aspect of pancreatic stellate cell biology. Gut. 52 (5), 677-682 (2003).
- Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
- Egberts, J. H., et al. Superiority of extended neoadjuvant chemotherapy with gemcitabine in pancreatic cancer: a comparative analysis in a clinically adapted orthotopic xenotransplantation model in SCID beige mice. Cancer Biology & Therapy. 6 (8), 1227-1232 (2007).
