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Gonadectomia e procedure di prelievo del sangue nel modello teleosteo di piccole dimensioni Giapponese Medaka (Oryzias latipes)

Published: December 11, 2020 doi: 10.3791/62006
Automatic Translation
1, 2, 3, 4, 4, 1, 1
1Physiology Unit, Faculty of Veterinary Medicine, Norwegian University of Life Sciences, 2Laboratory of Physiology, Atmosphere and Ocean Research Institute, The University of Tokyo, 3Department of Biological Sciences, Graduate School of Science, The University of Tokyo, 4Centre of Reproduction, Development and Aging (CRDA), Faculty of Health Sciences, University of Macau

Summary

L'articolo descrive un protocollo rapido per gonadectomizzare e campionare il sangue dal piccolo pesce teleosteo, usando il medaka giapponese (Oryzias latipes) come modello, per studiare il ruolo degli steroidi sessuali nella fisiologia animale.

Abstract

Gli steroidi sessuali, prodotti dalle gonidi, svolgono un ruolo essenziale nella plasticità del cervello e del tessuto ipofisario e nel controllo neuroendocrino della riproduzione in tutti i vertebrati fornendo feedback al cervello e all'ipofisi. I pesci teleostei possiedono un più alto grado di plasticità tissutale e variazione nelle strategie riproduttive rispetto ai mammiferi e sembrano essere modelli utili per indagare il ruolo degli steroidi sessuali e i meccanismi con cui agiscono. La rimozione della principale fonte di produzione di steroidi sessuali utilizzando la gonadectomia insieme al prelievo di sangue per misurare i livelli di steroidi è stata ben consolidata e abbastanza fattibile nei pesci più grandi ed è una tecnica potente per indagare il ruolo e gli effetti degli steroidi sessuali. Tuttavia, queste tecniche sollevano sfide se implementate in modelli di teleostei di piccole dimensioni. Qui, descriviamo le procedure passo-passo della gonadectomia sia nei maschi che nelle femmine di medaka giapponese seguite da prelievo di sangue. Questi protocolli si sono dimostrati altamente fattibili in medaka indicato da un alto tasso di sopravvivenza, sicurezza per la durata della vita e fenotipo del pesce e riproducibilità in termini di clearance degli steroidi sessuali. L'uso di queste procedure combinato con gli altri vantaggi dell'utilizzo di questo piccolo modello di teleosteo migliorerà notevolmente la comprensione dei meccanismi di feedback nel controllo neuroendocrino della riproduzione e della plasticità tissutale fornita dagli steroidi sessuali nei vertebrati.

Introduction

Nei vertebrati, gli steroidi sessuali, che sono prodotti principalmente dalle gonadi, svolgono un ruolo importante nella regolazione dell'asse cervello-ipofisi-gonadi (BPG) attraverso vari meccanismi di feedback1,2,3,4,5. Inoltre, gli steroidi sessuali influenzano la proliferazione e l'attività dei neuroni nel cervello6,7,8 e le cellule endocrine, compresi i gonadotropi, nell'ipofisi9,10e quindi svolgono ruoli cruciali nel cervello e nella plasticità ipofisaria. Nonostante le conoscenze relativamente buone nei mammiferi, il meccanismo di regolazione dell'asse BPG mediato dagli steroidi sessuali è ben lungi dall'essere compreso nelle specie non mammifere, portando a una scarsa comprensione dei principi evolutivi conservati11. C'è ancora un numero limitato di studi che documentano il ruolo degli steroidi sessuali sul cervello e sulla plasticità ipofisaria, aumentando così la necessità di ulteriori indagini sul ruolo e gli effetti degli steroidi sessuali su diverse specie di vertebrati.

Tra i vertebrati, i teleostei sono diventati potenti animali modello nell'affrontare numerose domande biologiche e fisiologiche, tra cui la risposta allo stress12,13,la crescita 14,15,la fisiologia nutrizionale16,17 e la riproduzione2. I teleostei, in cui gli steroidi sessuali sono per lo più rappresentati da estradiolo (E2) nelle femmine e 11-chetotestosterone (11-KT) nei maschi18,19, sono stati a lungo modelli sperimentali affidabili per indagare il principio generale della riproduzione tra le specie. I teleostei mostrano unicità nella loro connessione ipotalamo-ipofisaria20,21 e distinte cellule gonadotrope22, che a volte sono convenienti per la delucidazione dei meccanismi di regolazione. Inoltre, grazie alla loro suscettibilità sia agli esperimenti di laboratorio che a quello sul campo, i teleostei offrono molti vantaggi rispetto ad altri organismi. Sono relativamente poco costosi da acquistare e mantenere23,24. In particolare, piccoli modelli di teleostei come il pesce zebra (Danio rerio) e il giapponese medaka (Oryzias latipes), sono specie con una fecondità molto elevata e un ciclo di vita relativamente breve che consente una rapida analisi della funzione genica e dei meccanismi di malattia23, fornendo così vantaggi ancora maggiori nell'affrontare una pletora di questioni biologiche e fisiologiche, considerando i numerosi protocolli ben sviluppati e toolkit genetici disponibili per queste specie25.

In numerosi studi, la rimozione delle gonidi (gonadectomia) insieme alle tecniche di prelievo del sangue sono state utilizzate come metodo per indagare molte questioni fisiologiche, incluso il suo impatto nella fisiologia riproduttiva dei vertebrati nei mammiferi26,27,28,uccelli29 e anfibi30. Sebbene l'effetto della gonadectomia sulla fisiologia riproduttiva possa essere alternativamente imitato da antagonisti degli steroidi sessuali, come il tamoxifene e il clomifene, l'effetto dei farmaci sembra essere incoerente a causa degli effetti bimodali31,32. L'esposizione cronica a un antagonista steroideo sessuale può portare all'allargamentoovarico33,34, che può disabilitare l'osservazione dei suoi effetti a lungo termine a causa di un fenotipo malsano. Inoltre, è impossibile eseguire un esperimento di recupero dopo il trattamento con antagonisti degli steroidi sessuali, per garantire l'effetto specifico di alcuni steroidi sessuali. Insieme a questi punti di cui sopra, altri compromessi dell'uso di antagonisti di steroidi sessuali sono stati ampiamente rivisti31,32. Pertanto, la gonadectomia appare ancora oggi come una potente tecnica per indagare il ruolo degli steroidi sessuali.

Mentre la gonadectomia e le tecniche di prelievo del sangue sono relativamente facili da eseguire in specie più grandi, come il branzino europeo (Dicentrarchus labrax)35, il labbro blu (Thalassoma bifasciatum)36, il pesce cane (Scyliorhinus canicula)37 e il pesce gatto (Heteropneustes fossilis e Clarias bathracus)38,39, sollevano sfide quando applicati in piccoli pesci come medaka. Ad esempio, l'uso del Fish Anesthesia Delivery System (FADS)40 è meno fattibile e sembra essere soggetto a danni fisici eccessivi per i piccoli pesci. Inoltre, una procedura di gonadectomia comunemente usata per i pesci più grandi40 non è adatta per i pesci piccoli che richiedono un'elevata precisione per evitare danni eccessivi. Infine, il prelievo di sangue è impegnativo a causa dell'accesso limitato ai vasi sanguigni e della piccola quantità di sangue in quegli animali. Pertanto, un protocollo chiaro che dimostri ogni fase della gonadectomia e del prelievo di sangue in un piccolo teleosteo è importante.

Questo protocollo dimostra le procedure passo-passo della gonadectomia seguite dal prelievo di sangue nel medaka giapponese, un piccolo pesce d'acqua dolce originario dell'Asia orientale. I medaka giapponesi hanno un genoma sequenziato, diversi strumenti molecolari e genetici disponibili25e un sistema di determinazione genetica del sesso che consente di esaminare le differenze sessuali prima che le caratteristiche sessuali secondarie o le gonde siano ben sviluppate41. È interessante notare che i medaka giapponesi possiedono gondi fuse contrariamente a molte altre specie di teleostei42. Queste due tecniche combinate richiedono solo 8 minuti in totale e completeranno l'elenco dei protocolli video già esistenti per questa specie che includeva l'etichettatura dei vasi sanguigni43, patch-clamp sulle sezioni ipofisarie44 e neuroni cerebrali45e la coltura cellulare primaria46. Queste tecniche consentiranno alla comunità di ricerca di indagare e comprendere meglio i ruoli degli steroidi sessuali nei meccanismi di feedback, nonché la plasticità cerebrale e ipofisaria in futuro.

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Protocol

Tutte le sperimentazioni e la manipolazione degli animali sono state condotte in conformità con le raccomandazioni sul benessere animale sperimentale presso l'Università norvegese di scienze della vita. Gli esperimenti con gonadectomia sono stati approvati dall'Autorità norvegese per la sicurezza alimentare (FOTS ID 24305).

NOTA: Gli esperimenti sono stati eseguiti utilizzando medaka giapponesi maschi e femmine adulti (6-7 mesi, peso circa 0,35 g, lunghezza circa 2,7 cm). Il sesso è stato determinato distinguendo le caratteristiche sessuali secondarie, come la dimensione e la forma della pinna dorsale e anale, come descritto in42,47.

1. Preparazione di strumenti e soluzioni

  1. Preparare la soluzione stock anestetica (0,6% di tricaina).
    1. Diluire 0,6 g di tricaina (MS-222) in 100 mL di 10x soluzione salina tampone fosfato (PBS).
    2. Distribuire 1 mL della soluzione stock di Tricaina in diversi tubi di plastica da 1,5 mL e conservare a -20 °C fino all'uso.
  2. Preparare l'acqua di recupero (soluzione di NaCl 0,9%) aggiungendo 18 g di NaCl in 2 L di acqua dell'acquario. Conservare la soluzione a temperatura ambiente fino all'uso.
  3. Preparare gli strumenti di incisione rompendo un rasoio in diagonale per ottenere un punto acuto (Figura 1A).
  4. Preparare una soluzione anticoagulante nel sangue (0,05 U/μL di eparina sodica) diluendo 25 μL di eparina sodica in 500 μL di 1x PBS. Conservare la soluzione anticoagulante a 4 °C fino all'uso.
  5. Preparare due aghi di vetro da un capillare di vetro lungo 90 mm tirando un capillare di vetro con un estrattore di aghi (Figura 1B) seguendo le istruzioni del produttore.
    NOTA: il diametro esterno dell'ago di vetro è di 1 mm, mentre il diametro interno è di 0,6 mm.
  6. Preparare un coperchio del tubo di plastica da 1,5 ml tagliando il coperchio e praticare un foro che si adatti al diametro esterno dell'ago (Figura 1C). Per fare il foro, riscaldare un'estremità del capillare di vetro da 9 mm e pugnalare il capillare di vetro riscaldato attraverso il coperchio. In alternativa, utilizzare un ago per pugnalare il coperchio fino a quando il diametro del foro si adatta al capillare di vetro da 9 mm.

2. Procedura di gonadectomia

  1. Preparare lo 0,02% di soluzione anestetica diluendo un tubo di brodo di tricaina (0,6%) in 30 ml di acqua dell'acquario.
  2. Preparare strumenti di dissezione tra cui una pinza ultra-fine e due sottili (una con punta relativamente larga), piccole forbici, filo di nylon e rasoio come descritto al punto 1.3.
  3. Anestetizzare il pesce mettendolo nella soluzione anestetica allo 0,02% per 30-60 secondi.
    NOTA: La durata dell'anestesia dipende dalle dimensioni e dal peso del pesce e deve essere adattata. Per garantire che il pesce sia completamente anestetizzato, il corpo del pesce può essere pizzicato delicatamente usando una pinza. Se il pesce non reagisce, la gonadectomia può essere avviata.
  4. Esponi il pesce dalla soluzione anestetica e posiziona il pesce orizzontalmente su un lato, fuori dall'acqua sotto un microscopio di dissezione.
  5. Ovariectomia (OVX) nelle femmine
    1. Rimuovere le uova ovopositate (uova appese all'esterno del corpo femminile) se presenti e raschiare le squame nell'area dell'incisione (Figura 2A).
    2. Fare delicatamente un'incisione lunga circa 2-2,5 mm tra le costole, tra le pinne pelvica e anale (Figura 2A), usando la lama del rasoio. Quindi, pizzicare delicatamente l'addome del pesce mentre si esano le ovaie a poco a poco usando una pinna fine con punta larga.
    3. Tagliare l'estremità delle ovaie usando una pinna fine e mettere da parte le ovaie (Figura 2B).
      NOTA: Fare attenzione a non rompere il sacco ovarico, se possibile. Se il sacco ovarico è rotto, rimuovere eventuali tracce di gonne il più completamente possibile senza lasciare nemmeno uova non ovulate.
  6. Orchidectomia nei maschi
    1. Fare delicatamente un'incisione tra le costole sopra l'ano (Figura 2A) e aprire lentamente l'incisione usando una pinica fine.
    2. Afferrare delicatamente i testicoli usando la pincitta fine e lentamente togliere i testicoli. Successivamente, tagliare l'estremità dei testicoli per rimuovere completamente i testicoli (Figura 2B). Per l'orchidectomia maschile, tutti i preparati sono simili alle femmine fino alla parte di incisione. Quando si afferrano i testicoli, a volte si ottiene il grasso simile ai testicoli. Tuttavia, dopo aver ripristinato il grasso, è possibile provare a trovare nuovamente i testicoli (Figura 2B).
      NOTA: Sia per i maschi che per le femmine, è importante ridurre al minimo la dimensione dell'incisione nell'addome per prevenire danni eccessivi che possono portare alla mortalità. A volte l'intestino può anche apparire attraverso l'incisione insieme alle gondi, quindi assicurati che siano correttamente restituite all'interno dell'incisione prima della chiusura. È essenziale una conoscenza preliminare della posizione delle ovaie e dei testicoli nell'addome medaka.
  7. Suturare l'incisione in modo simile nei maschi e nelle femmine (Figura 3).
    1. Posizionare il filo di nylon accanto all'area dell'incisione e pugnalare la pelle dal lato destro dell'incisione attraverso la cavità interna del corpo usando una pinza ultra-fine per inserire il filo con una pinza fine (Figura 3; 1-2).
    2. Pugnalare la pelle dal lato sinistro dell'incisione attraverso la cavità esterna del corpo per eliminare il filo ( Figura 3; 3-4).
    3. Chiudere l'apertura dell'incisione e fare due nodi e tagliare il filo in eccesso (Figura 3; 4-6).
      NOTA: la sutura deve essere adeguatamente stretta e il filo rimanente sul pesce deve essere abbastanza lungo da impedire l'allentamento della sutura. L'intera procedura dall'anestesia fino alla sutura richiede comunemente fino a 6 minuti. Un tempo più lungo può portare alla mortalità.
    4. Metti il pesce nell'acqua di recupero e lasciali per almeno 24 ore prima di trasferirli nel sistema dell'acquario.
      NOTA: i pesci gonadectomizzati di solito mostrano un comportamento normale dopo 1-2 ore nell'acqua di recupero. Pertanto, a seconda dello scopo dell'esperimento, è possibile campionare il pesce dopo questo intervallo di tempo.

3. Procedura di prelievo del sangue

  1. Preparare gli strumenti: un ago di vetro, un capillare in silicone, un tubo di plastica con un foro, un tubo di plastica vuoto da 1,5 ml, un minicentrifuga e nastro.
  2. Anestetizzare il pesce con una soluzione anestetica allo 0,02% come descritto nel passaggio 2.1 e posizionare il pesce sotto un microscopio di dissezione in posizione verticale (Figura 4A). Posizionare il pesce su una superficie luminosa per facilitare la visualizzazione della vena caudale di puntura.
  3. Installare il cassetto del sangue attaccando un ago di vetro al capillare in silicone (Figura 4B). Rompere la punta dell'ago con una pinna a punta larga e rivestire l'interno dell'ago con una soluzione anticoagulante aspirando e soffiando.
    NOTA: L'uso di una ventosa e di un capillare in silicone con almeno 50 cm di lunghezza sono raccomandati per le misure di sicurezza per evitare qualsiasi contatto diretto del sangue durante l'aspirazione. Inoltre, assicurarsi che l'apertura della punta dell'ago sia sufficientemente grande da consentire il prelievo del sangue.
  4. Dirigere l'ago verso l'area del peduncolo del pesce, mirare alla vena del peduncolo caudale (Figura 5A) e prelevare il sangue usando la bocca fino a riempire almeno un quarto del volume totale dell'ago (Figura 5B).
    NOTA: È importante interrompere l'aspirazione prima di rimuovere l'ago dal corpo del pesce.
  5. Rilasciare l'ago e mettere un pezzo di nastro in prossimità del lato affilato dell'ago. Posizionare il coperchio con un foro su un tubo di raccolta e mettere l'ago all'interno del tubo attraverso il foro con la punta dell'ago all'esterno (Figura 5C).
  6. Metti il pesce nell'acqua di recupero e lasciali per almeno 24 ore prima di trasferirli nel sistema dell'acquario.
    NOTA: Per eseguire un secondo prelievo di sangue dallo stesso pesce, campionare il sangue una settimana dopo il primo prelievo di sangue.
  7. Flash spin down il sangue raccolto per 1-2 secondi con 1.000 x g a temperatura ambiente per raccogliere il sangue nel tubo.
  8. Procedere direttamente alle applicazioni a valle o conservare il sangue a -20 °C fino all'uso.
    NOTA: Fare riferimento allo studio precedente per l'estrazione di steroidi sessuali dal sangue intero48.

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Representative Results

Questo protocollo descrive ogni fase per l'esecuzione della gonadectomia e del prelievo di sangue in un teleosteo modello di piccole dimensioni, il medaka giapponese. Il tasso di sopravvivenza del pesce dopo ovariectomia (OVX) nelle femmine è del 100% (10 su 10 pesci) mentre il 94% (17 su 18 pesci) dei maschi è sopravvissuto dopo orchidectomia. Nel frattempo, dopo che è stata eseguita la procedura di prelievo del sangue, tutti i pesci (38 pesci) sono sopravvissuti.

Le femmine con ovidetà (Figura 6A) e tutte le uova sono state fecondate e consentite per lo sviluppo embrionale (Figura 6B). I maschi operati da Sham sono stati anche in grado di fecondare le uova dopo solo 1-2 settimane. Due delle sei femmine parzialmente gonadectomizzate allevate con maschi parzialmente gonadectomizzati hanno anche mostrato ovideposizione con il 100% di uova fecondate dopo 2 mesi. Al contrario, nessuna ovodeposizione nelle femmine o fecondazione da parte dei maschi è stata osservata nei pesci completamente gonadectomizzati, anche dopo 4 mesi.

Se eseguita correttamente, la forma del corpo del pesce cambia leggermente (Figura 7A) e nessun pezzo di gonadi deve rimanere dopo la procedura di gonadectomia (Figura 7B). Nel frattempo, 4 settimane dopo la gonadectomia, l'incisione e la sutura sono completamente scomparse (Figura 8), e dopo 4 mesi, tutti i pesci gonadectomizzati mostravano ancora fenotipo sano e non è stato trovato tessuto gonadico.

Le concentrazioni ematiche di E2 nelle femmine (Tabella 1), misurate con ELISA seguendo le istruzioni del produttore, hanno rivelato che il livello di E2 nei pesci OVX è significativamente inferiore rispetto ai pesci operati da sham 24 ore dopo l'intervento chirurgico (p < 0,00001). Dopo 4 mesi, il livello di E2 nei pesci OVX è anche significativamente inferiore rispetto ai pesci a base di sham(p < 0,00001) e non mostra differenze significative rispetto a quello in 24 ore di pesce post-OVX(p > 0,05). Infine, in parte i pesci OVX, dove è stato rimosso solo da 1/3 a 1/2 della gonadi, mostrano livelli di E2 significativamente più bassi rispetto ai pesci a base di sham (p = 0,0437) e livelli di E2 significativamente più alti rispetto ai pesci completamente OVX (p < 0,00001) (Figura 9A).

Allo stesso modo nei maschi (Tabella 1), la concentrazione di 11-KT nei pesci orchidectomizzati è significativamente inferiore rispetto ai pesci operati da sham 24 ore dopo l'intervento chirurgico (p < 0,00001). Il livello di 11-KT nei pesci orchidectomizzati dopo 4 mesi è anche significativamente inferiore rispetto ai pesci operati da sham(p < 0,00001) e non mostra alcuna differenza rispetto ai pesci post-orchidectomizzati di 24 ore(p > 0,05). Infine, i pesci parzialmente orchidectomizzati mostrano livelli significativamente più bassi di 11-KT rispetto ai pesci operati da sham(p = 0,0428) e livelli significativamente più alti di 11-KT rispetto ai pesci completamente orchidectomizzati (p < 0,00001) (Figura 9B).

Figure 1
Figura 1. Preparazione dello strumento. (A) Lama di rasoio per gonadectomia, (B) ago di vetro per l'estrazione del sangue e (C) un tubo di plastica insieme a un coperchio con un foro per la raccolta del sangue. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2. Posizione dell'area di incisione. A)Disegno dell'area di incisione situata tra le costole, tra le pinne pelvica e anale nelle femmine (pannello di sinistra) e nei maschi (pannello di destra); B)rimozione delle gonne nelle femmine (pannello di sinistra) e nei maschi (pannello di destra), cerchi bianchi che mostrano la parte articolare, freccia bianca che mostra il testicolo e freccia nera che mostra il grasso. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3. La procedura di sutura. 1) Un foro viene praticato sul lato destro dell'incisione utilizzando una pinica ultra-fine. 2) Il filo di nylon viene fatto passare attraverso la pelle usando il foro fatto in 1. 3) Un foro è fatto nel lato sinistro dell'incisione. 4) Il filo di nylon viene fatto passare attraverso il foro fatto in 3. 5) Un nodo overhand viene fatto due volte per chiudere l'incisione. 6) Il filo in eccesso viene tagliato. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4. Posizione del pesce durante il prelievo di sangue (A), l'installazione dell'ago di vetro con il capillare siliconico (B). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 5
Figura 5. L'area di aspirazione del prelievo di sangue (A), il sangue prelevato (B) e le fasi di raccolta del sangue (C). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 6
Figura 6. Il pesce a base di sham mostra l'ovodeposizione di uova puntate da freccia bianca (A) e uova fecondate (B). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 7
Figura 7. Aspetto morfologico (A) e anatomico (B) di pesci intatti e gonadectomizzati. Le frecce bianche (pannelli superiori) mostrano il segno chirurgico sui pesci gonadectomizzati. Le frecce nere (pannelli inferiori) mostrano le gonde nei pesci intatti. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 8
Figura 8. Segni chirurgici nei pesci maschi e femmine dopo 4 settimane. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 9
Figura 9. Livelli ematici di E2 nella femmina (A) e 11-KT nel medaka giapponese maschile (B), 24 ore dopo l'operazione fittizia (controllo), in parte gonadectomia o gonadectomia, e 4 mesi dopo gonadectomia (OVX, ovariectomia nelle femmine; Cas, orchidectomia nei maschi). Le analisi statistiche sono state eseguite utilizzando One Way ANOVA seguito dal test Tukey Post Hoc. Lettere diverse (a-c) mostrano differenze significative(p-value < 0,05). I dati nel grafico sono forniti come media + SD, n = 5. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Livelli E2 (Femmine) Livelli di 11-KT (Maschi)
Gestito da Sham 4,15 ± 0,5 (n = 5) 10,38 ± 1,32 (n = 5)
Parzialmente gonadectomizzato 3,37 ± 0,6 (n = 5) 8,37 ± 1,92 (n = 5)
Post-gonadectomia 24h 0,36 ± 0,2 (n = 5) 0,4 ± 0,2 (n = 5)
4 mesi post-gonadectomia 0,54 ± 0,28 (n = 5) 0,74 ± 0,22 (n = 5)

Tabella 1. Livelli di E2 e 11-KT (ng/mL) nelle femmine e nei maschi di pesci operati da sham e gonadectomizzati e parzialmente gonadectomizzati.

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Discussion

Come riportato nella letteratura precedente, la gonadectomia e il prelievo di sangue sono stati a lungo utilizzati in altre specie modello per indagare domande relative al ruolo degli steroidi sessuali nella regolazione dell'asse BPG. Tuttavia, queste tecniche sembrano essere suscettibili solo per gli animali più grandi. Considerando le piccole dimensioni del modello di teleosteo comunemente usato, il medaka giapponese, forniamo un protocollo dettagliato per la gonadectomia e il prelievo di sangue che è fattibile per questa specie.

Il fatto che il tasso di sopravvivenza dei pesci gonadectomizzati abbia raggiunto quasi il 100% indica che la procedura di gonadectomia è fattibile da applicare su medaka. Allo stesso modo, la procedura di prelievo del sangue non influisce sulla sopravvivenza del pesce, come dimostrato dal tasso di sopravvivenza del 100% dopo aver subito questa procedura. Inoltre, le femmine operate da sham allevate insieme ai maschi con chirurgia fittizia mostrano ovideposizione e uova fecondate al 100%, indicando che l'incisione e la procedura di sutura non influenzano la riproduzione del pesce. In altre parole, erano abbastanza sani da deporre le uova. Inoltre, i pesci parzialmente gonadectomizzati mostrano concentrazioni comparabili di steroidi sessuali ai pesci operati da sham, e l'ovideposizione in alcune femmine e la fecondazione delle uova da parte dei maschi sono state osservate in quei pesci parzialmente gonadectomizzati. Questi risultati suggeriscono che la procedura di gonadectomia deve essere eseguita con alta precisione, il che significa che le ovaie o i testicoli devono essere completamente rimossi.

Come mostrato nella Figura 8,l'incisione e il segno di sutura sul pesce sono completamente scomparsi 4 settimane dopo la gonadectomia e i pesci sono ancora vivi e sembrano sani 4 mesi dopo l'intervento chirurgico. Questi indicano che la procedura operativa è sicura per il pesce per scopi a lungo termine e non influisce sulla durata della vita del pesce. Inoltre, dopo 4 mesi, non sono state osservate gondi. Ciò è confermato dai bassi livelli di E2 e 11-KT che sono ancora simili a quelli trovati nei pesci gonadectomizzati dopo 24 ore.

I livelli di E2 e 11-KT nei pesci gonadectomizzati sono significativamente più bassi rispetto ai pesci operati da sham, già dopo 24 ore dopo la gonadectomia e rimangono più bassi nei pesci campionati 4 mesi dopo la gonadectomia. I livelli significativamente più bassi di steroidi sessuali nei pesci gonadectomizzati rispetto al controllo sono stati osservati in studi precedenti nel pesce cane37,pesce gatto39 e medaka48. Queste prove coerenti suggeriscono che la procedura di gonadectomia descritta nel protocollo è una tecnica affidabile per eliminare gli steroidi sessuali circolanti.

Poiché questa procedura non si basa sulla FADS come dimostrato in40, la gonadectomia deve essere eseguita il più rapidamente possibile per prevenire la mortalità durante l'intervento chirurgico. Infatti, l'uso di FADS consente di mantenere il ritmo di funzionamento poiché questo strumento consente una condizione anestetica continua al pesce nonostante sia esposto all'aria. Tuttavia, a causa della sua minore fattibilità nel piccolo teleosteo come medaka, l'uso di FADS non può essere eseguito con pesci di quelle dimensioni. Inoltre, a differenza del precedente protocollo di gonadectomia nei pesci più grandi che consente un'ampia incisione per raggiungere la gonna, il protocollo descritto in questo manoscritto non consente un'ampia incisione per evitare danni eccessivi al piccolo pesce. Pertanto, si dovrebbe stare molto attenti quando si cerca di accedere alla gonna usando una pinna per prevenire danni in altri tessuti all'interno della cavità del corpo del pesce.

Il protocollo si basa su una procedura rapida e pulita. L'allenamento è quindi altamente raccomandato fino al raggiungimento di un alto tasso di successo, indicato da un alto tasso di sopravvivenza del pesce dopo gonadectomia nonché dalla completa rimozione delle gonali (vedi la differenza di aspetto morfologico e anatomico del pesce prima e dopo gonadectomia di successo in Figura 7). In effetti, molti fattori possono influenzare il tasso di successo della procedura, tra cui il periodo di anestesia, l'ampia entità dell'incisione, l'accuratezza e l'ordine della sutura e la manipolazione del pesce durante la procedura. Un altro punto importante è che si dovrebbe preparare pesce sano mantenendo il pesce in modo ottimale prima di eseguire il protocollo.

Per quanto riguarda la procedura di prelievo del sangue, gli studi precedenti hanno tentato di campionare il sangue da medaka48 e zebrafish49,50,51, ma la procedura non consente il campionamento ripetuto del sangue nello stesso pesce poiché il sangue viene prelevato dopo l'eutanasia del pesce. Ripetuti prelievi di sangue sono stati dimostrati utilizzando zebrafish in un altro studio52, ma riportiamo questo tipo di protocollo per la prima volta in medaka.

La valutazione delle concentrazioni di steroidi sessuali viene comunemente effettuata utilizzando un kit di test immunoassorbiente enzimatico (ELISA) e ci sono stati molti kit ELISA disponibili in commercio per diversi tipi di steroidi sessuali. A causa della bassa quantità di sangue raccolto durante il prelievo di sangue, i saggi a valle sono destinati al sangue intero. Studi precedenti hanno dimostrato che esiste una differenza nel livello misurato dei livelli di steroidi circolanti estratti dal sangue intero e dal plasma53,54. Pertanto, la differenza nei livelli di steroidi sessuali dal sangue intero e plasma deve essere convalidata prima di eseguire l'esperimento reale utilizzando il protocollo.

Come documentato in studi precedenti con diversi modelli animali, il protocollo qui descritto permetterà di indagare questioni relative alla fisiologia riproduttiva utilizzando come modello un teleosteo di piccole dimensioni. Infatti, queste tecniche hanno già contribuito a rispondere a domande riguardanti la regolazione dell'asse BPG e dei suoi meccanismi di feedback, come il coinvolgimento di kiss1 (gene kisspeptin di tipo 1) che esprimono neuroni in cicli di feedbackpositivi 55, regolazione mediata da estrogeni di kiss1 che esprimo neuroni nel nucleo ventralis tuberis (NVT) e kiss2 (gene kisspeptin di tipo 2) che esprimono neuroni nell'area preottica (POA)56, 57, il possibile coinvolgimento del recettore degli estrogeni β1 (Esr2a) nella down-regolazione del livello di espressione di fsh nella medaka58 giapponese femminile e il profilo del ritmo circadiano di E2 nel pesce femmina48. Inoltre, poiché studi precedenti hanno dimostrato che gli steroidi sessuali influenzano anche la proliferazione delle cellule gonadotrope nell'ipofisi dei teleostei59,60,è intrigante indagare gli effetti della clearance degli steroidi sessuali dopo gonadectomia sulla plasticità ipofisaria.

La tecnica di campionamento del sangue non solo può essere utilizzata per l'analisi degli steroidi sessuali, ma anche per altre analisi del contenuto di sangue, compresi i livelli di glucosio nel sangue. In effetti, il protocollo può essere applicato anche per le misurazioni della glicemia come dimostrato in zebrafish52 e medaka61. Pertanto, questa tecnica può essere ampliata per affrontare domande di ricerca in altri campi della fisiologia.

Infine, i protocolli qui descritti sono destinati e ottimizzati per il medaka giapponese adulto e i risultati dovuti alle diverse dimensioni dei pesci e dei materiali utilizzati durante le procedure possono variare. Inoltre, poiché medaka le ovaie / testicoli sinistro e destro sono fusi, il che potrebbe fornire un importante vantaggio per la gonadectomia, questo protocollo potrebbe richiedere diversi adattamenti prima di essere utilizzato in altre specie in cui questo non è il caso come nel pesce zebra. Pertanto, un'ottimizzazione in base alla scelta delle attrezzature di laboratorio e delle dimensioni del pesce dovrebbe essere presa in considerazione prima di testare questi protocolli.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgments

Gli autori ringraziano la signora Lourdes Carreon G Tan per la sua assistenza nella zootecnia. Questo lavoro è stato finanziato da NMBU, Grants-in-Aid from Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) (Grant number 18H04881 e 18K19323), e grant for Basic Science Research Projects dalla Sumitomo Foundation a S.K.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Glass capilary GD1 Glass Capillary with Filament GD-1; Narishige
Heparin sodium salt H4784-1G Sigma-aldrich
Needle puller P97 Flaming/Brown Micropipette puller Model P-97; Sutter Instrument
Nylon thread N45VL Polyamide suture, 0.2 metric; Crownjun
Plastic tube T9661 Eppendorf Safe-lock microcentifuge tube 1.5 ml, Sigma-aldrich
Razor blade - Astra Superior Platinum Double Edge Razor Blades Green, salonwholesale.com
Silicone capillary a16090800ux0403 Uxcell Silicone Tube 1 mm ID x 2 mm OD, amazon.com 
Tricaine WXBC9102V Aldrich chemistry

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Biologia Numero 166 Gonadectomia ovariectomia orchidectomia castrazione medaka sangue steroidi pesce riproduzione plasticità estradiolo 11-chetotestosterone
Gonadectomia e procedure di prelievo del sangue nel modello teleosteo di piccole dimensioni Giapponese Medaka (<em>Oryzias latipes</em>)
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Royan, M. R., Kanda, S., Kayo, D., Song, W., Ge, W., Weltzien, F. A., Fontaine, R. Gonadectomy and Blood Sampling Procedures in the Small Size Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes). J. Vis. Exp. (166), e62006, doi:10.3791/62006 (2020).

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