Summary
Het huidige protocol beschrijft beknopte experimentele details over de evaluatie en interpretatie van in vivo koppelgegevens verkregen via elektrische stimulatie van de gemeenschappelijke peroneuszenuw bij verdoofde varkens.
Abstract
Betrouwbare beoordeling van de kracht van de skeletspier is misschien wel de belangrijkste uitkomstmaat in neuromusculaire en musculoskeletale aandoeningen en letselstudies, met name bij het evalueren van de werkzaamheid van regeneratieve therapieën. Bovendien is een cruciaal aspect van het vertalen van veel regeneratieve therapieën het aantonen van schaalbaarheid en effectiviteit in een groot diermodel. Verschillende fysiologische preparaten zijn opgezet om intrinsieke spierfunctie-eigenschappen te evalueren in fundamentele wetenschappelijke studies, voornamelijk in modellen voor kleine dieren. De praktijken kunnen worden gecategoriseerd als: in vitro (geïsoleerde vezels, vezelbundels of hele spieren), in situ (spier met intacte vascularisatie en innervatie maar distale pees bevestigd aan een krachtomvormer) en in vivo (structuren van de spier of spiereenheid blijven intact). Er zijn sterke en zwakke punten aan elk van deze voorbereidingen; een duidelijk voordeel van in vivo sterktetesten is echter de mogelijkheid om herhaalde metingen uit te voeren bij hetzelfde dier. Hierin worden de materialen en methoden gepresenteerd om het isometrische koppel geproduceerd door de achterste dorsiflexorspieren in vivo te beoordelen als reactie op standaard peroneale elektrische stimulatie bij verdoofde varkens.
Introduction
De primaire functie van skeletspieren is het produceren van kracht, wat uiteindelijk activiteiten zoals ademhalen, eten en ambuleren mogelijk maakt. Aandoeningen die de functionele capaciteit van de skeletspieren verminderen, kunnen leiden tot verminderde prestaties (beroeps- of sport), invaliditeit of de dood. Het behoud van spiermassa en functie in vergrijzende populaties is bijvoorbeeld positief geassocieerd met de kwaliteit van leven en het vermogen om basis- en instrumentele activiteiten van het dagelijks leven uit te voeren 1,2. En afnemende spierkracht bij Duchenne spierdystrofiepatiënten resulteert in het onvermogen om te ambuleren en respiratoire insufficiëntie, wat uiteindelijk bijdraagt aan vroegtijdige mortaliteit 3,4,5. Spierkrachtmeting is dus een kritische uitkomstmaat in studies met neuromusculaire aandoeningen of letsel.
Maximaal vrijwillig isometrisch of isokinetisch koppel (en/of vermoeidheidsindex) wordt vaak gebruikt als een index van functionele capaciteit in klinische studies6. In dierstudies kunnen analoge metingen in vivo worden uitgevoerd met behulp van elektrische zenuwstimulatie terwijl ze onder narcose zijn. Met name in vivo preparaten zijn minimaal invasief met spieren, pezen, vasculatuur en innervatie die intact blijven en daarom herhaalde functionele beoordelingenmogelijk maken 7,8,9,10,11. Dit preparaat wordt vaak gebruikt in kleine knaagdiermodellen en in mindere mate in grotere diermodellen zoals konijnen12, honden13,14, schapen15 en varkens16,17. Het algemene gebruik van een dergelijke methodologie kan van invloed zijn op veel translationele onderzoeksstudies, zoals in genetisch gemanipuleerde varkensmodellen van spinale musculaire atrofie (SMA)18. Hierin worden methoden gepresenteerd om het door zenuwstimulatie geïnduceerde maximale isometrische koppel van de varkens dorsiflexor spiergroep in vivo te beoordelen. De gepresenteerde technieken werden aanvankelijk aangepast van de technieken die oorspronkelijk waren ontwikkeld om het koppel van de voorste kruisspier van de muis19,20 te beoordelen en vervolgens verfijnd door ervaring met het onderzoeken van koppelproducerende capaciteit na letsel 17,21,22,23,24,25,26,27,28 en tijdens de ontwikkeling16 in verschillende varkensmodellen.
Dit protocol benadrukt in vivo isometrische koppelmeting met behulp van een methodologie die een computer vereist die is geïntegreerd met een loadcel en elektrische stimulator. De hier gepresenteerde methoden maken gebruik van een in de handel verkrijgbare geïntegreerde varkensisometrische voetplaattestapparatuur, platformapparatuur en bijbehorende software (zie Tabel met materialen). De methodologie kan echter worden aangepast om andere commercieel beschikbare of op maat gemaakte software, data-acquisitie-apparaten en stimulatoren te gebruiken. Deze methoden zijn bedoeld voor gebruik in een speciale chirurgische suite voor grote dieren vol met standaardapparatuur, zoals: vergrendelbare operatietafel, tweede vergrendelingstafel van gelijke hoogte voor het testplatform, ventilator- en bewakingsapparatuur en verwarmingsmat of andere apparaten om de lichaamstemperatuur te handhaven.
De volgende teamleden zijn nodig om deze methoden uit te voeren: een bekwame anesthesietechnicus en twee studiepersoneel om de functionele tests uit te voeren. Deze mensen zullen samenwerken voor de initiële stabilisatie van de ledemaat op het platformapparaat. Vervolgens is een van de twee medewerkers verantwoordelijk voor de plaatsing/positionering van de elektrode en de andere voor de computertoepassingen tijdens het testen.
Protocol
Alle dierproeven zijn uitgevoerd in overeenstemming met de Dierenwelzijnswet, de uitvoeringsvoorschriften dierenwelzijn en de uitgangspunten van de Gids voor de Verzorging en het Gebruik van Proefdieren. Eerdere tests hebben aangetoond dat deze methoden betrouwbaar zijn26 en geen nadelige effecten hebben op de gezondheid of ledemaatfunctie van het varken. Er is zo vaak als wekelijks getest zonder bijwerkingen23. Bovendien kunnen pre- en postoperatieve ingrepen op dezelfde dag worden uitgevoerd zonder ongewenste stress op het dier te leggen of neuromusculaire disfunctie te veroorzaken.
1. Computer instellen
- Zorg ervoor dat de eerste set en kalibratie van het apparaat en de componenten worden uitgevoerd volgens de fabricagespecificaties (zie tabel met materialen). Kalibratie met behulp van een reeks gewichten van 0,2-2,5 kg wordt aanbevolen.
OPMERKING: Het koppel wordt gemeten door een voetpedaal van 140 mm (0,14 m) dat is bevestigd aan een lineaire koppelsensor met een capaciteit van 50 Newtonmeter (N·m). De versterking van het instrument is standaard ingesteld op een capaciteit van 25 Nm om beter aan te sluiten bij de verwachte koppelproductie. Kalibratie wordt uitgevoerd door een bekende massa (bijv. 1 kg) op het voetpedaal toe te passen op een bekende afstand (bijvoorbeeld 100 mm van de rotatieas) en het koppel te berekenen. Bijvoorbeeld, 1 kg is gelijk aan 9.806 N toegepast op 0,1 m is 0.9806 N·m koppel. Er kan dan een relatie worden vastgesteld tussen het koppel dat op de koppelsensor wordt toegepast en de overeenkomstige spanningsuitgang door de koppelsensor. De koppelsensoren van de auteur hebben de lineariteit van deze relatie van 0,2-20 kg bevestigd, toegepast op een bepaalde kalibratieplaat van 40 cm. Vanwege de lengte van het standaardpedaal wordt een kalibratiebereik van 0,2-2,5 kg aanbevolen. Dit levert voldoende signaal op om de schaalfactor door lineaire regressie te berekenen. - Schakel de computer, stimulator, transducersysteem en de analoog-digitale interface ongeveer 30 minuten voor het testen in om stabilisatie van warmtegerelateerde materiaalveranderingen mogelijk te maken die van invloed kunnen zijn op elektrische eigenschappen. Selecteer het juiste en verbonden DAQ-apparaat (Data Acquisition).
- Stel indien nodig experimentele parameters in de software in; de software maakt een opgeslagen studiesjabloon mogelijk. Bereid u voor op het instellen van het experiment (d.w.z. een studiesjabloon) om een nieuwe studie te maken met de optie Een nieuwe studiewerkmap maken .
OPMERKING: Experimentele parameters kunnen vooraf worden geladen voordat met het onderzoek wordt begonnen, wat zal resulteren in aanwijzingen om aanvullende specifieke experimentinformatie op te nemen, zoals geslacht, lichaamsmassa, geboortedatum, het tijdstip van testen, behandelingsgroep of vergelijkbare variabelen indien nodig. De parameters van de onderzoeksopstelling kunnen worden opgeslagen en gebruikt in het hele experiment. - Selecteer het onderzoek dat eerder aan het begin van elke evaluatie is gemaakt. Voeg een nieuw dier toe als dit de eerste test is voor het varken dat moet worden getest en volg de aanwijzing voor de variabelen die in het onderzoek zijn ingevoerd.
- Klik op Experiment voorbereiden zodra u klaar bent om met het onderzoek te beginnen, wat nodig is om de plaatsing van de elektrode te optimaliseren. Geef herhaalde spiertrekkingen aan de zenuw terwijl de optimale plaatsing wordt bepaald zodra de elektroden zijn geplaatst (zie stap 3.6.).
- Klik eerst op Instant Stim configureren en pas vervolgens de pulsfrequentie, pulsbreedte, het aantal pulsen, de treinfrequentie en de looptijd aan.
- Klik vervolgens op Instant Sim om herhaalde twitches te geven. U kunt ook op de knop Handmatige trigger op de Stimulatoreenheid drukken om handmatig één twitch te geven.
- Open de Live Data Monitor tijdens het onderzoeksprotocol wanneer u klaar bent om het hele experiment te starten om real-time onderzoek / visualisatie van de weeën mogelijk te maken. Klik op Experiment uitvoeren wanneer u klaar bent om met het experiment te beginnen (na de voorbereiding van het dier, zie stap 2).
2. Voorbereiding en onderhoud van anesthesie
- Snelle mannelijke of vrouwelijke varkens, 40-90 kg, 's nachts voor anesthesie, laten water ad libitum toe. Verkrijg en noteer het juiste lichaamsgewicht van het varken op de dag van de procedure.
- Induceer anesthesie met intramusculaire injecties van tiletamine / zolzepam (Telazol, 4-6 mg / kg), xylazine (1-3 mg / kg) en propofol (2,6 mg / kg). In eerste instantie handhaven met 5% isofluraan via mondkapje.
- Intubeer het varken met een endotracheale buis en plaats het op een automatische ventilator. Houd het varken op piekdruk op 20 cm H2O, een initieel getijdenvolume van 10 ml / kg en ademhalingsfrequenties op 8-12 ademhalingen / min.
- Pas de ventilatorinstelling aan om een eindgetijden-PCO2 van 40 ± 5 mmHg te behouden. Behoud anesthesie met 1% -3% isofluraan in 30% -37% O2.
- Houd de lichaamstemperatuur van het varken op 37 °C voor de duur van het protocol. Plaats indien nodig oorader en Foley-katheters voor vloeistofafgifte en urineverzameling.
OPMERKING: Het gebruik van chirurgische vliegtuiganesthesie voorkomt secundaire samentrekkingen tijdens het testen, vooral van de gluteale spieren. - Controleer de diepte van de anesthesie via oogreflex en -positie, gebrek aan kaaktonus, hartslag (bereik 80-150 bpm), systolische bloeddruk (bereik 120-70 mmHg), of een combinatie van al deze symptomen.
- Bereid zowel de rechter- als de linkerachterwand voor zodra het varken volledig is verdoofd en stabiel door eerst de ledematen schoon te maken met water en zeep om vuil te verwijderen en vervolgens het haar van de huid te scheren. Let goed op het laterale kniegebied, dat later zal worden gebruikt voor het plaatsen van elektroden.
- Transporteer het varken naar een operatietafel en plaats het veilig in rugligging. Plaats het varken naar de voet van de tafel met de bilspieren op of iets over het uiteinde van de tafel.
OPMERKING: Hierdoor kunnen de operatietafel en de tafel met het testapparaat aan elkaar grenzen. - Extubeer het varken na de test en laat ze herstellen. Standaard varkensvoer en -water moeten worden vervangen zodra het varken volledig is hersteld en vrij in de kooi kan ambuleren.
OPMERKING: Analgesie na de procedure is alleen voor de in-vivotest niet nodig; carprofen en/of buprenorfine SR kunnen echter per veterinaire aanbeveling worden verstrekt. Overleg met een lokale dierenarts wordt aangemoedigd. De anesthesie en medicijnen die hier worden vermeld, zijn alleen ter begeleiding en zijn momenteel goedgekeurd aan de Universiteit van Minnesota. Het behoud van anesthesie met isofluraan werd gekozen op basis van het snelle begin en de offset en de minimale impact op in vivo zenuwstimulatieriep koppel 29 op. Zorg voor consistentie in anesthesieparameters in verschillende onderzoeken. Tijdens het protocol wordt anesthesiebeoordeling en -opname uitgevoerd met intervallen van 15 minuten; de registratie wordt uitgevoerd op basis van de lokale richtlijnen en vereisten van het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) en het Amerikaanse ministerie van Landbouw (USDA).
3. Evaluatie van het in vivo isometrische koppel
- Plaats de voet op de voetplaat van de krachtopnemer. Gebruik een flexibel samenhangend verband om de voet aan de voetplaat te bevestigen.
LET OP: Een hele rol per voet is noodzakelijk; idealiter is de rol van 4 inch x 5 yard voldoende. - Houd de voet op zijn plaats op de voetplaat met de enkel op de neutrale (A) en bevestig de voet aan de plaat door het samenhangende verband rond de voet en voetplaat te wikkelen in de stijl van een gesloten mand weven enkeltaping (B).
OPMERKING: De twee studiemedewerkers moeten tegelijkertijd de individuele (A) en (B) taken uitvoeren. - Plaats de enkel in een rechte hoek zodra de voet aan de voetplaat is bevestigd, gedefinieerd als 0° of neutraal voor referentiegraden van plantair of dorsiflexie.
Figuur 1: Foto's vanuit verschillende gezichtspunten tonen de bevestiging van het varken aan de voetplaat en anatomische uitlijning op het frame. Anatomische oriëntatiepunten voor de spieren van het voorste compartiment, het fibulaire hoofd, de knie, het tibiale plateau en het dijbeen worden opgemerkt. Let op de plaatsing van subdermale elektrodeparen aan de laterale zijde van het been. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
- Stabiliseer de knie en enkel haaks.
- Plaats eerst de ledemaatklemstaven dicht bij de benodigde locaties. Wanneer u klaar bent, beginnend op het mediale aspect van de ledemaat, lijnt u de ledemaatklembalk uit op ongeveer het tibiale plateau.
- Lijn vervolgens de laterale ledemaatklembalk uit op de distale kop van het dijbeen.
OPMERKING: Tussen het uiteinde van elke ledemaat gebruikt de klembalk een gevouwen 4 x 4 gaasje om de huid naast de staaf te beschermen. - Stabiliseer de stangen stevig met behulp van de vergrendelbare duimschroeven.
OPMERKING: De ledemaatklemmen zullen niet in lijn met elkaar zijn, maar zullen uitlijnen met de anatomie van het varken. - Reinig de huid rond de fibulaire kop door 70% alcohol aan te brengen via schoon gaas in concentrische cirkels, beginnend in het midden van de beoogde elektrodeplaatsing en naar buiten te bewegen. Plaats de steriele percutane naald (50 mm, 26 G monopolair) en elektromyografie (EMG)-achtige elektroden (zie Materiaaltabel) over de peroneuszenuw. Implantaatelektroden subdermaal, ongeveer 5-10 mm.
- Optimaliseer de plaatsing van de elektrode met behulp van toenemende stroomamplitudes, zoals aangepast op de stimulator. Begin bij 100 mA en verhoog indien nodig.
OPMERKING: 300-500 mA is meestal vereist voor het piekkoppel. - Visualiseer de grootte van het twitch-koppel in de live gegevensweergave en over het voorste compartiment van het varken; de hoeven kunnen ook slingeren en naar boven bewegen.
- Zorg ervoor dat het achterste compartiment, of tibia zenuw, niet wordt geactiveerd tijdens de stimulatie. Inspecteer en palpeer de contractie van het achterste compartiment en de neerwaartse beweging van de hoeven tijdens de stimulatie visueel.
- Inspecteer het plateaugebied van tetanische contractie van de live koppeltijdtracering in de volgende stappen op gebrek aan antagonistische spierrekrutering (d.w.z. plantarflexie voor dit protocol).
- Ontlok maximaal isometrisch tetanisch koppel met behulp van de volgende stimulatieparameters: 100 Hz, 0,1 ms pulsbreedte, over een trein van 800 ms17, zodra de elektrodeplaatsing en stimulatieamplitudes zijn geoptimaliseerd.
OPMERKING: Deze parameters kunnen worden gebruikt voor verschillende contractiele evaluaties.
4. Protocol voor koppel-gewrichtshoekanalyse
- Meet het maximale isometrische tetanische koppel over een reeks enkelposities, variërend van neutraal tot het nabije eindbereik van plantarflexie, of 0-50° plantarflexie.
OPMERKING: Het gebruik van stappen van 10° vereist zes weeën en de incrementele verandering kan worden aangepast voor specifieke experimentele vragen. - Begin met het losdraaien van beide borgschroeven van de goniometertrap om tussen gewrichtshoeken te bewegen. Zorg ervoor dat beide borgschroeven worden aangedraaid voor de volgende samentrekking.
OPMERKING: De goniometer is voorzien van graadmarkeringen om een nauwkeurige uitlijning mogelijk te maken. Het is waarschijnlijk 0° plantaire flexie, die op de goniometer met 180° wordt gecompenseerd. Wees voorzichtig om de beoogde positionering te garanderen. - Bepaal de tijd tussen de weeën experimenteel; 2 minuten is echter voldoende om vermoeidheid te voorkomen.
OPMERKING: Naarmate de hoek van het enkelgewricht stapsgewijs wordt gewijzigd, kunnen de naaldelektroden verschuiven. Het kan nodig zijn om de plaatsing van de elektroden met twitch-contracties te bevestigen, zoals hierboven vermeld (zie stap 3.8).
5. Protocol voor koppelfrequentie-analyse
- Plaats de enkel in de gewenste gewrichtshoek. Zorg ervoor dat u, experimenteel, elke keer in dezelfde gewrichtshoek tests uitvoert.
OPMERKING: Doorgaans worden koppelfrequentieanalyses uitgevoerd onder een enkele gewrichtshoek die overeenkomt met het piekisometrische koppel dat is afgeleid van de koppel-gewrichtshoekanalyse. Piekkoppel wordt geproduceerd bij ~ 30-35 ° plantarflexie. - Meet het maximale isometrische koppel over een reeks stimulatiefrequenties die ongefuseerde treinen van spiertrekkingen induceren tot en voorbij die welke volledig gefuseerde tetani induceren.
OPMERKING: Dit kan worden bereikt door te stimuleren bij 10, 20, 40, 60 en 100 Hz (0,1 ms pulsbreedte; 800 ms trein) met 2 minuten tussen elke contractie om vermoeidheid te voorkomen. Afhankelijk van exacte experimentele vragen en specifieke varkensmodellen kunnen frequenties worden aangepast. Het bio-energetische substraat dat hoogstwaarschijnlijk wordt gebruikt tijdens een contractie van 800 ms om intracellulaire ATP te behouden, is fosfocreatine30 en de resynthese van fosfocreatine is afhankelijk van de fosfocreatine shuttle31. Fosfocreatineterugwinningskinetiek duidt op een 90% of meer opmerkelijk herstel tussen 90-120 s na het einde vande contractie op 30. Daarom zijn de aanbevolen rustintervallen tussen weeën 90-120 s. Hoewel dit kan worden beïnvloed door experimentele ontwerpen, waaronder spierziekte, letsel en / of veroudering.
6. Data-analyse
- Klik op Resultaten analyseren als u nog in de software zit om het venster Analyse te openen. U kunt ook het analyseprogramma rechtstreeks openen.
- Of het nu gaat om het gebruik van een geautomatiseerd dataplatform of handmatige analyse, bereken de verschillende variabelen bij het analyseren van individuele isometrische golfvormen.
OPMERKING: Deze variabelen omvatten: maximaal twitchkoppel, maximaal tetanisch koppel en contractiele eigenschappen gerelateerd aan twitches en tetani, bijvoorbeeld time-to-peak en half-relaxatie. Veel experimentele variabelen kunnen kracht normaliseren, bijvoorbeeld lichaamsgewicht, spiervolume bepaald door MRI (magnetische resonantie beeldvorming) of CT (computertomografie), of terminaal spiergewicht. Zowel het absolute koppel (N·m) als het koppel genormaliseerd tot de carrosseriemassa (N·m/kg) worden gepresenteerd. Het rustkoppel dat op de voetplaat wordt geplaatst, verschilt per experiment. Er moet een basiscorrectie voor rustkoppel worden toegepast om ervoor te zorgen dat echte maximale spiertrekkingen en tetanische koppels worden geregistreerd. Het basiskoppel onder elke gewrichtshoek wordt geregistreerd en kan veranderingen in passief koppel aangeven.
Representative Results
Betrouwbaarheid en optimalisatie van de in vivo testparameters van het voorste compartiment van het varken zijn eerder gemeld26. Vergelijkende gegevens over knaagdieren en varkens voor koppelfrequentie zijn ook gerapporteerd27.
Tijdens de in vivo beoordeling is visualisatie van de koppelgolfvorm in realtime nodig om de juiste activering van het voorste compartiment te garanderen. De golfvormen mogen alleen dorsiflexie weerspiegelen. De golfvormen moeten een glad, afgerond uiterlijk en een schijnbaar tetanisch plateau hebben (figuur 2A). Inconsistenties of verstoringen van de golfvorm wijzen op verschillende experimentele beperkingen, zoals onvoldoende stimulatie, onjuiste plaatsing van de elektrode of onvoldoende diepte van de anesthesie (figuur 2B).
Figuur 3A is een twitch torque-time tracing met een pijl die 50% max koppel aangeeft. Time-to-peak contractie moet beginnen bij de initiatie van de stimulator en eindigen wanneer het maximale trekkoppel is bereikt (representatieve tijdbalken worden onder de tracering weergegeven). Halve ontspanning voor een twitch moet beginnen bij het maximale twitch-koppel en eindigen bij 50% maximaal twitch-koppel (representatieve tijdbalken worden onder de tracering weergegeven). Figuur 3B is een tetanische koppeltijdtracering met een pijl die 50% maximaal koppel aangeeft. In tegenstelling tot spiertrekkingen die ideaal zijn in termen van een definitief en tijdig maximaal koppel, hebben tetanische contracties een grotere variabiliteit in de timing van het maximale koppel met betrekking tot wanneer de stimulator begint en eindigt, wat een meer genuanceerde benadering van contractiele eigenschapsanalyse vereist. Time-to-peak contractie moet beginnen met het initiëren van de stimulator en ergens tussen 90% -100% van het maximale koppel stoppen. De tijdbalken in figuur 3B tonen een cutoff van 95% maximaal koppel. Dit is handig in gevallen zoals de geselecteerde representatieve gegevens omdat het maximale koppel pas laat in de plateaufase wordt bereikt. Een aanvullende analyse van de time-to-peak is de gemiddelde snelheid van krimp. De onderbroken staven op het oplopende ledemaat van de koppeltijdtracering vertegenwoordigen een bereik van 30% -70% maximaal koppel. De gemiddelde snelheid van samentrekking moet worden gestart aan het begin van de stimulatie en de gemiddelde snelheidsverandering tussen 30% -70% maximaal koppel vastleggen. Dit zijn aanbevolen bereiken en individuele onderzoeksgroepen kunnen het ideale bereik rond 50% bepalen (bijvoorbeeld ±10%). Het belangrijkste is om consistent te zijn binnen en tussen studies. In tegenstelling tot de twitch, zou de halve ontspanning van de tetanische contractie moeten beginnen aan het einde van de stimulatie in plaats van het maximale koppel om dezelfde reden die hierboven is genoemd met de tijd-tot-piek. De tijdbalken in figuur 3B geven de tijd weer tussen het einde van de stimulatie en het bereiken van 50% ontspanning. Een aanvullende analyse van halve ontspanning is de gemiddelde snelheid van ontspanning. De onderbroken staven op de dalende ledemaat van de torque-tracing vertegenwoordigen hetzelfde maximale koppelbereik van 30% -70% als de oplopende ledemaat. De gemiddelde ontspanningssnelheid moet beginnen aan het einde van de stimulatie en de gemiddelde snelheid van verandering tussen 30% -70% maximaal koppel vastleggen. Nogmaals, dit zijn aanbevolen bereiken. Een kritische opmerking: verwar de gemiddelde snelheid van contractie / ontspanning niet met de maximale snelheid van contractie / ontspanning. De maximale snelheid vertegenwoordigt de meest opmerkelijke snelheidsverandering tussen twee aangrenzende gegevenspunten en kan sterk variabel zijn.
Verschillende twitch- en contractiele eigenschappen kunnen worden geanalyseerd om inzicht te krijgen in vezeltype en excitatie-contractiekoppelingsattributen van de skeletspieren10,32. Overinterpretatie van de twitch- en contractiele eigenschappen wordt gewaarschuwd; ze vertegenwoordigen suggesties en redenen voor verdere ondervraging op cellulair niveau en zijn niet noodzakelijkerwijs indicatief. Over het algemeen kunnen de snelheden van contractiliteit de afgifte van sarcoplasmatisch reticulumcalcium en de isoforme enzymatische snelheid van de myosine-zware keten weerspiegelen. Daarentegen kunnen ontspanningssnelheden sarco (endo) plasmisch reticulum calcium ATPase enzymsnelheid en isovorm weerspiegelen. Deze eigenschappen kunnen worden beïnvloed door vermoeidheid, spierschade, trainingstraining en tal van pathologieën (bijv. Atrofie van het onbruik).
Figuur 4 toont representatieve waarden voor koppel-frequentie en koppel-gewrichtshoekrelaties voor niet-gewonde ledematen. Deze gegevens zijn representatief voor een breed scala aan varkensgroottes.
Een representatieve, experimentele analyse van oppervlakte-EMG werd uitgevoerd tijdens in vivo spieranalyse (figuur 5) om experimentele controle van snelheidscodering en totale spieractiviteit aan te tonen. Zelfklevende EMG-elektroden werden geplaatst in het midden van de buik van de peroneus tertius. Een grondelektrode werd op de knie geplaatst om het stimulatie-artefact te minimaliseren en stimulatie-elektrodenaalden werden rond de peroneuszenuw proximaal aan de spierlocatie geplaatst. Gelijktijdige koppel- en EMG-opnames werden gemaakt bij stimulatiefrequenties van 20, 60 en 100 Hz. Het aantal stimulatorpulsen (rode balken in figuur 5) geeft het quotiënt van stimulatieduur en tijd tussen pulsen weer. Een stimulatiefrequentie van 20 Hz betekent bijvoorbeeld een puls om de 50 ms; daarom is 400 ms stimulatieduur gedeeld door 50 ms tussen pulsen gelijk aan acht afgeleverde pulsen (figuur 5A). De stimulatorpulsen worden via percutane naaldelektrodeplaatsing aan het zenuwaxon afgegeven en produceren een vergelijkbaar aantal elektrische spierpulsen (d.w.z. 20 Hz is gelijk aan 8 EMG-opnames), wat de experimentele controle van de actiepotentiaalfrequentie van de spiergroep van belang aantoont. De ruwe EMG-opnames kunnen worden geconverteerd via root-mean-square analysis (EMG RMS) om de totale spieractiviteit met toenemende stimulatiefrequentie te visualiseren. De area under the curve (AUC) analyse is een manier om de EMG RMS te kwantificeren om veranderingen in de hele spieractiviteit te bepalen. Representatieve AUC's voor elke EMG RMS-stimulatiefrequentie worden verstrekt (figuur 5A-C).
Figuur 2: Representatieve golfvormen van hoge en lage kwaliteit. (A) Isometrische golfvormen aanwezig in een blokgolfuitstraling, met een opmerkelijk vloeistofplateau. (B) Golfvormen van lage kwaliteit kunnen te wijten zijn aan onvoldoende stimulatie of onjuiste plaatsing van de elektrode. In deze gevallen is herpositionering van de elektroden nodig. Voor zowel A als B zijn de stimulatorpulsen (rode balken) aangegeven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Twitch en tetanische contractiele eigenschapsanalyse. (A) Representatieve twitch (1 Hz) en (B) tetanische (100 Hz) koppeltijdtraceringen worden gewijzigd om contractiele eigenschappen te detailleren. De rode pijl op elke grafiek toont 50% maximaal koppel. Blauwe en zwarte balken onder de traceringen tonen respectievelijk de tijd-tot-piek en de halve ontspanningstijd. Onderbroken staven op de stijgende en dalende ledematen van de tetanische koppeltijdtracering vertegenwoordigen een bereik van 30% -70% maximaal koppel dat kan worden gebruikt om de gemiddelde snelheid van samentrekking of ontspanning te bepalen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Voorbeeldgegevens van koppel-gewrichtshoek en koppelfrequentie. De verstrekte gegevens zijn afkomstig van een reeks vrouwelijke Yorkshire Cross-varkens na 2,9-6,3 maanden; 39,4-75,4 kg lichaamsgewicht; allemaal beschouwd als gezonde controle op het moment van evaluatie. Tijdens alle tests werd de kerntemperatuur van het lichaam gehandhaafd op 37 °C. (A) Het tot de lichaamsmassa genormaliseerde koppel wordt geëvalueerd bij enkelgewrichten van 0-50° plantarflexie; let op: het piekkoppel wordt bepaald op 30°. (B) Koppel genormaliseerd tot lichaamsmassa wordt geëvalueerd bij verschillende stimulatiefrequenties van 10-100 Hz; merk op dat deze evaluaties werden uitgevoerd met het enkelgewricht bij 30° plantarflexie. (C) Individuele koppeltraceringen voor elk van de stimulatiefrequenties werden geëvalueerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Gelijktijdige in vivo isometrische koppel- en EMG-metingen. Gelijktijdige EMG- en koppelregistraties bij representatieve stimulatiefrequenties van (A) 20, (B) 60 en (C) 100 Hz verzameld van een vrouwelijk Yorkshire-varken (~ 90 kg lichaamsgewicht). Stimulatorpulsen (rode balken) werden geleverd volgens de ingestelde stimulatiefrequentie. Ruwe EMG-opnames werden geconverteerd naar root-mean-square (EMG RMS) om de totale spieractiviteit met toenemende stimulatiefrequentie te visualiseren. Representatieve EMG RMS-curven werden geanalyseerd voor het gebied onder de curve (AUC) en AUC's worden verstrekt voor elke stimulatiefrequentie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Discussion
Kritieke stappen, wijzigingen en probleemoplossing
Om de variabiliteit van gegevens te minimaliseren en het succes van de aanpak te maximaliseren, worden de volgende kritieke stappen benadrukt.
Optimale zenuwstimulatie
Deze experimentele benadering begint met zenuw axon depolarisatie en vertrouwt op de juiste plaatsing van de elektrode en geoptimaliseerde elektrische stimulatie. Een post-mortem analyse van zenuwanatomie met betrekking tot botachtige oriëntatiepunten kan helpen bij het visualiseren van de juiste plaatsing van de elektrode tijdens het testen. Het verkrijgen van maximaal twitch-koppel helpt bij het bepalen van de juiste stroom (in milliamperes; mA) die aan het zenuwaxon wordt geleverd. Er zijn twee waarden om in gedachten te houden bij het optimaliseren van zenuwstimulatie aan het begin van het testen: (1) de twitch-to-tetanic ratio is ~ 1: 5, bijvoorbeeld ~ 2 N · m twitch-koppel komt overeen met een 10 N · m tetanisch koppel (figuur 3); en (2) het typische koppel tot de lichaamsgewicht is ~0,3 N·m per kg lichaamsgewicht (figuur 4). Als de piekkoppels laag lijken, verwijdert u de elektroden en probeert u een andere plaatsing. Zorg ervoor dat u de stimulatorinstellingen, BNC-verbindingen en elektrodeverbindingen controleert. Het opnieuw plaatsen van de elektrode kan nodig zijn tussen de weeën door als er te veel beweging is tijdens het positioneren van de ledemaat tussen gewrichtshoeken, zoals hierboven vermeld (figuur 2). Houd er rekening mee dat experimentele en interventionele benaderingen van invloed kunnen zijn op deze waarden.
Goede biomechanische uitlijning
Beginnende spierlengte beïnvloedt spiercontractiele kracht (de lengte-spanningsrelatie) en spierlengte kan veranderen op basis van de uitlijning van heup-, knie- en enkelgewrichten. De gewrichtshoeken moeten worden gestandaardiseerd tussen ledematen en tussen varkens. Een enkelgewrichtshoek van 90° wordt sterk aanbevolen voor de heup en knie. Een licht plantarflexe enkelpositie (~30° van de neutrale 0° enkelgewrichtshoek) is optimaal voor pieksterkte. Het weerspiegelt de natuurlijke anatomische positie van het enkelgewricht bij zowel varkens als honden tijdens het staan. Alle verbindingen moeten ook parallel lopen met het voetpedaal en de koppelomvormers om verlies van meetbaar koppel als gevolg van de bijdrage van een loodrechte koppelvector te voorkomen. Het inspecteren van de heup-knie-enkelgewrichtshoeken en voet-pedaal-gewrichtsuitlijning wordt sterk aanbevolen na het vastzetten van de voet aan het voetpedaal en het vastzetten van het kniegewricht met de ledemaatklemstaven (figuur 1). Als er een verkeerde uitlijning is, ontgrendel en verwijder dan de staven en verplaats het varken op de operatietafel. Hoewel het standaardiseren van gewrichtshoeken in verschillende studies van cruciaal belang is voor het minimaliseren van gegevensvariantie, zijn er beperkingen aan biomechanische uitlijning die opmerkelijk zijn, hieronder besproken.
Betekenis ten opzichte van bestaande of alternatieve methoden
Alternatieve voorbeelden van klinisch relevante en niet-invasieve beoordelingen van spierfunctie die kunnen worden gebruikt voor varkensmodellen zijn loopbandwandelafstand, EMG en actieve spierschuifgolfelektrografie. Als de 6 minuten lopen test bij mensen, kan een loopband loopband looptest ziekteprogressie en interventiesucces bij grote dieren evalueren 33,34,35. Meestal worden dieren na een acclimatisatieperiode tot het einde van de naleving gelopen bij verschillende loopbandsnelheden en / of hellingsniveaus. Voedselbeloningen zijn vaak nodig om maximale motivatie te bereiken. Loopbandwandelresultaten bieden echter alleen indirecte interpretaties van spiercontractiele functie als gevolg van beperkingen zoals onderwerpmotivatie, niet-maximale motorische eenheidsrekrutering en inherente co-afhankelijkheid van andere lichaamssystemen zoals het cardiovasculaire, skelet- en ademhalingssysteem.
Aan de andere kant biedt EMG een iets betere directe beoordeling van het skeletspieren, omdat EMG-elektroden direct op de spiergroep van belang worden geplaatst 36,37,38. EMG-elektroden meten vervolgens de collectieve spieractiviteit (gedepolariseerde spiervezels). Deze spieractiviteit is gebaseerd op rekrutering van motorische eenheden en snelheidscodering (de frequentie van actiepotentialen die naar gerekruteerde motoreenheden worden verzonden). Het scheiden van de relatieve bijdragen van motorische eenheidsrekrutering versus tariefcodering is echter onmogelijk met oppervlakte-EMG. Verder is EMG afhankelijk van de bereidheid van het onderwerp om maximale contracties te genereren, en dit niveau van samenwerking is onwaarschijnlijk in modellen met grote dieren. Hoewel het informatief kan zijn om veranderingen in EMG tijdens de loopcyclus te beoordelen, vertegenwoordigen deze gegevens geen maximaal functioneel vermogen van de skeletspiergroep van belang. Echografie-gebaseerde beeldvorming met behulp van B-modus en shear-wave elastografie is een andere niet-invasieve modaliteit die wordt gebruikt om de spierfunctie te evalueren. Er is een goede correlatie tussen Young's modulus gemeten door elastografie en toenemende spierbelasting39,40. Shear-wave elastografie is gevalideerd en gebruikt als een kwantitatieve maat voor passieve weefselstijfheid 41,42,43,44,45, inclusief in een varkensvolumetrisch spierverliesletselmodel 23. Het kan ook worden gebruikt als een indirecte meting van de productie van actieve spierkracht39. Beperkingen die verwant zijn aan EMG voor de bereidheid van het onderwerp en de samenwerking om weeën uit te voeren, zijn echter nog steeds aanwezig.
Het hier beschreven in vivo protocol, in tegenstelling tot loopband loopafstand en EMG, biedt een betrouwbare, reproduceerbare en maximale beoordeling van de spierfunctie. Dit protocol roept spiercontracties op op een gecontroleerde, kwantificeerbare manier die onafhankelijk is van motivatie. In het bijzonder worden percutane elektroden gebruikt om zenuwen axonen te stimuleren die het centrale zenuwstelsel omzeilen. Depolarisatie van de zenuwaxonen betrekt alle motorische eenheden en elimineert variabiliteit geassocieerd met motorische eenheidsrekrutering. Bovendien controleert de onderzoeker de snelheidscodering (stimulatiefrequentie). De resulterende neuromusculaire fysiologie die van toepassing is op deze benadering begint met voltage-gated natriumkanaalactivering op de knooppunten van Ranvier. Alle daaropvolgende (of stroomafwaartse) fysiologie is betrokken, inclusief excitatie-contractiekoppeling en cross-bridge fietsen. Een belangrijk voordeel van de in vivo niet-invasieve spieranalyse is dat de contractiele spierfunctie herhaaldelijk kan worden gemeten, bijvoorbeeld wekelijks, om de spierkracht te controleren na letsel, interventie of over een ziekteprogressie.
Beperkingen van de methode
De in vivo apparatuur beschreven in dit protocol maakt passief en actief isometrisch koppel mogelijk als functie van de gewrichtshoek en stimulatiefrequentie. Het gebruikte testapparaat ondersteunt niet de meting van dynamische contracties (bijvoorbeeld isokinetische excentrische of concentrische contracties). Het apparaat maakt een bewegingsbereik van 105° mogelijk om de koppel-gewrichtshoekrelatie te karakteriseren en maakt gebruik van een loadcel met een maximaal koppelbereik van ~ 50 N ·m. Specifieke experimentele vragen kunnen prestatiekenmerken vereisen die buiten deze specificaties vallen. Met name de loadcel op dit beschreven apparaat kan indien nodig worden verwisseld voor een groter koppelbereik.
Het hierin beschreven protocol om de maximale neuromusculaire sterkte in vivo te meten, heeft opmerkelijke beperkingen. Ten eerste vereist deze methode anesthesie, die anders kan worden uitgevoerd per dierfaciliteit protocollen en middelen. Van anesthetica is bekend dat ze verschillende effecten hebben op de neuromusculaire functie en er is aangetoond dat ze de in vivo dorsiflexorkoppelproductie van muizen op een verdovingstype en dosisafhankelijke manier veranderen29. De differentiële effecten van anesthetica op het in vivo koppel van grote dieren zijn onduidelijk; daarom moeten controle- en experimentele groepen dezelfde anesthesiemiddelen hebben (bijvoorbeeld alle groepen die ketamine toegediend krijgen) om deze variabiliteit te beheersen. Ten tweede beperkt het vertrouwen op in vivo diffusiepatronen de exploratie van cellulaire mechanismen van contractiele disfunctie en acute geneesmiddeltoxiciteit. Cafeïne kan bijvoorbeeld worden gebruikt tijdens in vitro orgaanbadtests van een geïsoleerde spier om de afgifte van sarcoplasmatisch reticulumcalcium te stimuleren, waarbij excitatie-contractiekoppeling46 direct wordt omzeild. De hoeveelheid cafeïne om dit effect (mM) te induceren is dodelijk in een in vivo setting. Geneesmiddelinvloeden op het hele lichaam (bijv. Nier- / leverstress) en daaropvolgende factoren die in de circulatie worden uitgescheiden, moeten worden overwogen als deze aanpak wordt gebruikt voor geneesmiddelenscreening op acute spierkracht23. Ten derde wijkt het gebruik van maximale elektrische zenuwstimulatie af van vrijwillige rekruteringsstrategieën, zoals hierboven besproken, en weerspiegelt daarom geen veranderingen in kracht die te wijten kunnen zijn aan neuromusculaire rekruteringsaanpassingen.
In vivo koppelmetingen kunnen ook worden beperkt met betrekking tot het opzetten van een specifiek mechanisme voor experimentele waarnemingen. Zo is het koppel rond het enkelgewricht niet alleen afhankelijk van de spierkrachtproductie, maar ook van de pees- en gewrichts- en bindweefseleigenschappen. Bovendien wordt kracht gegenereerd door groepen spieren, met name de plantaire buigers (gastrocnemius-, soleus- en plantarisspieren) en de dorsiflexoren (peroneus tertius, tibialis en digitorumspieren) bij varkens. Daarom vereisen interpretaties van maximale in vivo koppelgegevens dat rekening wordt gehouden met mogelijke musculotendineuze en anatomische veranderingen en zijn ze beperkt tot spiergroepen, niet tot individuele spieren. In verband hiermee bestaan spiergroepen vaak uit een mengsel van overwegend snelle en langzame spiervezels, zoals respectievelijk de gastrocnemius en de soleusspier van de plantaire buigers. Contractiele eigenschappen zoals de snelheid van contractie en ontspanning (of time-to-peak contractie en half-relaxatietijd) zijn geen betrouwbare indicatoren voor vezeltypefysiologie met behulp van in vivo versus geïsoleerde spierpreparaten, zoals in vitro of in situ testprotocollen47. Geïsoleerde spierpreparaten zijn ook superieur in het begrijpen van de invloed van biomechanische parameters op de spierfunctie omdat eigenschappen zoals spierlengte nauwkeurig kunnen worden geregeld; het is belangrijk om te benadrukken dat de gewrichtshoek-koppelrelatie niet direct equivalent is aan de spierlengte-krachtrelatie, omdat pees (bijv. Slap), spier (bijv. Pennatiehoek, sarcomere overlap) en gewrichtseigenschappen (bijv. Momentarm) die bijdragen aan de koppelproductie afhankelijk zijn van de gewrichtshoek. Daartoe zou het in situ testen van grote dieren48 een waardevolle aanvulling kunnen zijn op in vivo testen, rekening houdend met het feit dat in situ testen een terminaal experiment is. Andere verbeteringen in het huidige protocol die in de toekomst kunnen worden onderzocht om het mechanistische inzicht van experimentele bevindingen te verbeteren, zijn onder meer het gebruik van ultrasone B-modus beeldvorming om spier- en peesarchitectuureigenschappen te meten en implantatie van een peeskrachttransducer om spierkracht te meten tijdens vrijwillige en elektrisch gestimuleerde contracties49.
Belang en mogelijke toepassingen van de methode
Dit protocol evalueert de in vivo koppelproducerende capaciteit van de varkens dorsiflexor spiergroep, waarbij een niet-invasieve methode wordt gedemonstreerd om de winst of het verlies van spierfunctie in een fysiologische setting te beoordelen. Omdat de methodologie niet-terminaal is voor het varken, kan deze ook worden gebruikt om de spierfunctie bij dezelfde proefpersonen longitudinaal te evalueren tijdens de progressie van een ziekte, of vóór, tijdens en volgens een behandelingsstrategie. Als zodanig kan een experimenteel ontwerp met herhaalde metingen robuuste statistische vergelijkingen mogelijk maken met meer vermogen en minder dieren in vergelijking met onafhankelijke metingen. Bovendien is skeletspierdisfunctie een saillant onderdeel van verschillende ziekteprocessen en -aandoeningen, zoals chronische ziektegerelateerde spierverspilling (bijv. Hartfalen, nierfalen, AIDS, kanker, enz.), Spierdystrofie, neurodegeneratieve ziekten (bijv. SMA of amyotrofische laterale sclerose; ALS), veroudering (d.w.z. sarcopenie) en toxiciteit van geneesmiddelen. De functionele capaciteit van de skeletspier is een kritische primaire uitkomstmaat voor interventies zoals lichaamsbeweging, voeding en medicamenteuze en regeneratieve geneeskunde therapieën. Het hierin beschreven protocol om de koppelproductiecapaciteit van varkens in vivo betrouwbaar te evalueren, kan dus worden gebruikt in tal van onderzoekstoepassingen. Het kan een belangrijke rol spelen bij het verkrijgen van uitgebreide diergegevens voor de vertaling van het ontwikkelen van therapieën.
Disclosures
De meningen of beweringen die hier zijn opgenomen, zijn de privé-opvattingen van de auteurs. Ze mogen niet worden opgevat als officieel of als een weerspiegeling van de standpunten van het ministerie van het leger, het ministerie van Defensie of de regering van de Verenigde Staten.
De productie van het videoartikel en de open access beschikbaarheid werd gesponsord door Aurora Scientific, Inc. Matthew Borkowski is in dienst van Aurora Scientific Inc. Dit bedrijf kan mogelijk profiteren van de onderzoeksresultaten.
Acknowledgments
Het gepresenteerde werk en de gepresenteerde gegevens werden breed ondersteund door het US Army Medical Research and Material Command aan BTC en SMG (#MR140099; #C_003_2015_USAISR; #C_001_2018_USAISR); en het Department of Veterans Affairs, Veterans Health Administration, Office of Research and Development (I21 RX003188) aan JAC en Dr. Luke Brewster. De auteurs erkennen dankbaar de USAISR Veterinary Service and Comparative Pathology Branches en UMN Advanced Preclinical Imaging Center voor technische assistentie bij het voltooien van deze studies.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 615A Dynamic Muscle Control LabBook and Analysis Software Suite | Aurora Scientific Inc. | 615A | Compatible Win Vista/7/10 |
| 892A Swine Isometric Footplate Test Apparatus | Aurora Scientific Inc. | 892A | Includes Isometric Load Cell, Pig Footplate, Goniometer stage and positioners |
| Calibration Weights | Ohaus or similar | 80850116 | |
| Computer | Aurora Scientific or any vendor | 601A | Computer must include data acquisition card and interface for software |
| Gauze pad | Various vendors | 4 by 4 squares or similar | |
| Monopolar Needle Electrodes | Chalgren, Electrode Store, or similar vendor | 242-550-24TP, or DTM-2.00SAF | |
| Non-adhesive Flexiable Tape | 3M, Coflex, or similar | 4 inch by 5 yard role | |
| Stimulator | Aurora Scientific or comparable | 701C | Must include constant current stimulation mode |
References
- Verlaan, S., et al. Nutritional status, body composition, and quality of life in community-dwelling sarcopenic and non-sarcopenic older adults: A case-control study. Clinical Nutrition. 36 (1), 267-274 (2017).
- Wang, D. X. M., Yao, J., Zirek, Y., Reijnierse, E. M., Maier, A. B. Muscle mass, strength, and physical performance predicting activities of daily living: a meta-analysis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 11 (1), 3-25 (2020).
- Ishikawa, Y., et al. Duchenne muscular dystrophy: survival by cardio-respiratory interventions. Neuromuscular Disorders. 21 (1), 47-51 (2011).
- Khirani, S., et al. Respiratory muscle decline in Duchenne muscular dystrophy. Pediatric Pulmonology. 49 (5), 473-481 (2014).
- Ziter, F. A., Allsop, K. G., Tyler, F. H. Assessment of muscle strength in Duchenne muscular dystrophy. Neurology. 27 (10), 981-984 (1977).
- Garg, K., et al. Volumetric muscle loss: persistent functional deficits beyond frank loss of tissue. Journal of Orthopaedic Research. 33 (1), 40-46 (2015).
- Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (51), e2782 (2011).
- Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54487 (2016).
- Call, J. A., Warren, G. L., Verma, M., Lowe, D. A. Acute failure of action potential conduction in mdx muscle reveals new mechanism of contraction-induced force loss. The Journal of Physiology. 591, Pt 15 3765-3776 (2013).
- Call, J. A., Eckhoff, M. D., Baltgalvis, K. A., Warren, G. L., Lowe, D. A. Adaptive strength gains in dystrophic muscle exposed to repeated bouts of eccentric contraction. The Journal of Physiology. 111 (6), 1768-1777 (2011).
- Ingalls, C. P., Wenke, J. C., Nofal, T., Armstrong, R. B. Adaptation to lengthening contraction-induced injury in mouse muscle. The Journal of Physiology. 97 (3), 1067-1076 (2004).
- Hyman, S. A., et al. In vivo supraspinatus muscle contractility and architecture in rabbit. The Journal of Physiology. 129 (6), 1405-1412 (2020).
- Childers, M. K., Grange, R. W., Kornegay, J. N. In vivo canine muscle function assay. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (50), e2623 (2011).
- Grange, R. W., et al. Muscle function in a canine model of X-linked myotubular myopathy. Muscle & Nerve. 46 (4), 588-591 (2012).
- Novakova, S. S., et al. Repairing volumetric muscle loss in the ovine peroneus tertius following a 3-month recovery. Tissue Engineering Part A. , (2020).
- Maeng, G., et al. Humanized skeletal muscle in MYF5/MYOD/MYF6-null pig embryos. Nature Biomedical Engineering. , (2021).
- Ward, C. L., et al. Autologous minced muscle grafts improve muscle strength in a porcine model of volumetric muscle loss injury. Journal of Orthopaedic Trauma. 30 (12), 396-402 (2016).
- Prather, R. S., Lorson, M., Ross, J. W., Whyte, J. J., Walters, E. Genetically engineered pig models for human diseases. Annual Review of Animal Biosciences. 1, 203-219 (2013).
- Lowe, D. A., Warren, G. L., Ingalls, C. P., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Muscle function and protein metabolism after initiation of eccentric contraction-induced injury. Journal of Applied Physiology. 79 (4), 1260-1270 (1995).
- Ashton-Miller, J. A., He, Y., Kadhiresan, V. A., McCubbrey, D. A., Faulkner, J. A. An apparatus to measure in vivo biomechanical behavior of dorsi- and plantarflexors of mouse ankle. Journal of Applied Physiology. 72 (3), 1205-1211 (1992).
- Chao, T., Burmeister, D. M., Corona, B. T., Greising, S. M. Oxidative pathophysiology following volumetric muscle loss injury in a porcine model. Journal of Applied Physiology. 126 (6), 1541-1549 (2019).
- Corona, B. T., Greising, S. M. Challenges to acellular biological scaffold mediated skeletal muscle tissue regeneration. Biomaterials. 104, 238-246 (2016).
- Corona, B. T., Rivera, J. C., Dalske, K. A., Wenke, J. C., Greising, S. M. Pharmacological Mitigation of Fibrosis in a Porcine Model of Volumetric Muscle Loss Injury. Tissue Engineering Part A. , (2020).
- Corona, B. T., Rivera, J. C., Greising, S. M. Inflammatory and physiological consequences of debridement of fibrous tissue after volumetric muscle loss injury. Clinical and Translational Science. 11 (2), 208-217 (2018).
- Corona, B. T., Rivera, J. C., Wenke, J. C., Greising, S. M. Tacrolimus as an adjunct to autologus minced muscle grafts for the repair of a volumetric muscle loss injury. Journal of Experimental Orthopaedics. 4 (1), 36 (2017).
- Greising, S. M., et al. Unwavering pathobiology of volumetric muscle loss injury. Scientific Reports. 7 (1), 13179 (2017).
- Pollot, B. E., Corona, B. T.
- Kheirabadi, B. S., et al. Long-term effects of Combat Ready Clamp application to control junctional hemorrhage in swine. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 77 (3), Suppl 2 101-108 (2014).
- Ingalls, C. P., Warren, G. L., Lowe, D. A., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Differential effects of anesthetics on in vivo skeletal muscle contractile function in the mouse. Journal of Applied Physiology. 80 (1), 332-340 (1996).
- Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 296 (1), 161-170 (2009).
- Meyer, R. A., Sweeney, H. L., Kushmerick, M. J. A simple analysis of the "phosphocreatine shuttle.". American Journal of Physiology. 246 (5), Pt 1 365-377 (1984).
- McKeehen, J. N., et al. Adaptations of mouse skeletal muscle to low-intensity vibration training. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (6), 1051-1059 (2013).
- Boakye, M., et al. Treadmill-based gait kinematics in the yucatan mini pig. Journal of Neurotrauma. 37 (21), 2277-2291 (2020).
- Woodman, C. R., Muller, J. M., Laughlin, M. H., Price, E. M. Induction of nitric oxide synthase mRNA in coronary resistance arteries isolated from exercise-trained pigs. American Journal of Physiology. 273 (6), 2575-2579 (1997).
- Boddy, K. N., Roche, B. M., Schwartz, D. S., Nakayama, T., Hamlin, R. L. Evaluation of the six-minute walk test in dogs. American Journal of Veterinary Research. 65 (3), 311-313 (2004).
- Valentin, S., Zsoldos, R. R. Surface electromyography in animal biomechanics: A systematic review. Journal of Electromyography & Kinesiology. 28, 167-183 (2016).
- Stegeman, D. F., Blok, J. H., Hermens, H. J., Roeleveld, K. Surface EMG models: properties and applications. Journal of Electromyography & Kinesiology. 10 (5), 313-326 (2000).
- Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
- Liu, J., et al. Non-invasive quantitative assessment of muscle force based on ultrasonic shear wave elastography. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (2), 440-451 (2019).
- Wang, A. B., Perreault, E. J., Royston, T. J., Lee, S. S. M. Changes in shear wave propagation within skeletal muscle during active and passive force generation. Journal of Applied Biomechanics. 94, 115-122 (2019).
- Brandenburg, J. E., et al. Quantifying passive muscle stiffness in children with and without cerebral palsy using ultrasound shear wave elastography. Developmental Medicine & Child Neurology. 58 (12), 1288-1294 (2016).
- Brandenburg, J. E., et al. Ultrasound elastography: the new frontier in direct measurement of muscle stiffness. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 95 (11), 2207-2219 (2014).
- Brandenburg, J. E., et al. Feasibility and reliability of quantifying passive muscle stiffness in young children by using shear wave ultrasound elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34 (4), 663-670 (2015).
- Eby, S. F., et al. Shear wave elastography of passive skeletal muscle stiffness: influences of sex and age throughout adulthood. Clinical Biomechanics. 30 (1), Bristol, Avon. 22-27 (2015).
- Eby, S. F., et al. Validation of shear wave elastography in skeletal muscle. Journal of Biomechanics. 46 (14), 2381-2387 (2013).
- Ingalls, C. P., Warren, G. L., Williams, J. H., Ward, C. W., Armstrong, R. B. E-C coupling failure in mouse EDL muscle after in vivo eccentric contractions. Journal of Applied Physiology. 85 (1), 58-67 (1998).
- Warren, G. L., Lowe, D. A., Armstrong, R. B. Measurement tools used in the study of eccentric contraction-induced injury. Sports Medicine. 27 (1), 43-59 (1999).
- Dobson, J. L., Gladden, L. B. Effect of rhythmic tetanic skeletal muscle contractions on peak muscle perfusion. Journal of Applied Physiology. 94 (1), 11-19 (2003).
- Fleming, B. C., Beynnon, B. D. In vivo measurement of ligament/tendon strains and forces: a review. Annals of Biomedical Engineering. 32 (3), 318-328 (2004).
