Summary
Dans le présent protocole, un modèle de transplantation cardiaque de souris est utilisé pour étudier le mécanisme du rejet de l’allogreffe cardiaque. Dans ce modèle de transplantation cardiaque hétérotopique, l’efficacité de l’opération est améliorée et la survie des greffons cardiaques est assurée par une anastomose cervicale de bout en bout de l’implantation cardiaque à l’aide d’une technique de brassard modifiée.
Abstract
Le rejet d’allogreffe cardiaque limite la survie à long terme des patients après une transplantation cardiaque. Un modèle de transplantation cardiaque de souris est idéal pour étudier le mécanisme du rejet d’allogreffe cardiaque dans les études précliniques en raison de leur homologie élevée avec les gènes humains. Cette compréhension aiderait à développer des approches uniques pour améliorer la survie à long terme des patients traités par allogreffes cardiaques. Dans un modèle murin, l’implantation du cœur du donneur abdominal est généralement réalisée avec une anastomose de bout en bout de l’aorte du receveur et de la veine cave inférieure à l’aide de points de suture. Dans ce modèle, le cœur du donneur est implanté par anastomose de bout en bout à l’artère carotide et à la veine jugulaire du receveur par la technique du brassard modifié. La chirurgie de transplantation est réalisée sans point de suture et peut donc augmenter la survie du receveur car il n’y a pas d’interférence avec l’apport sanguin et le reflux veineux du bas du corps. Ce modèle murin aiderait à étudier les mécanismes sous-jacents au rejet immunologique et pathologique (aigu/chronique) des allogreffes cardiaques.
Introduction
La transplantation cardiaque est devenue le traitement standard de l’insuffisance cardiaque terminale. Plus de 5 500 transplantations cardiaques par an sont effectuées dans les organisations enregistrées auprès de l’International Society for Heart and Lung Transplantation. Parmi les receveurs allogéniques de transplantation cardiaque, le taux de rejet à 1 an est toujours de >10 %, tandis que le taux de rejet à 3 ans est passé à 36 %1,2. Cependant, les traitements prophylactiques efficaces pour les patients présentant un rejet d’allogreffe cardiaque font défaut. Par conséquent, des études sur des modèles animaux sont justifiées pour élucider les mécanismes physiologiques sous-jacents au rejet immunologique et pathologique des allogreffes cardiaques. De telles études contribueraient à la recherche de nouvelles cibles nécessaires pour développer des médicaments efficaces, ce qui aiderait à prévenir le rejet d’allogreffe cardiaque et à améliorer les taux de survie dans ces populations de patients.
Certains mécanismes immunologiques et physiopathologiques potentiels du rejet d’allogreffe cardiaque ont été proposés récemment dans des études sur des modèles murins de transplantation cardiaque hétérotopique 3,4,5. Par conséquent, la transplantation cardiaque hétérotopique de souris est devenue un modèle préclinique idéal pour étudier les mécanismes de rejet immunitaire et de lésion pathologique survenant dans les allogreffes cardiaques après transplantation cardiaque en raison de leur forte homologie avec les gènes humains. Le concept courant est d’effectuer une transplantation hétérotopique dans un modèle murin par une anastomose abdominale de bout en bout dans l’aorte receveuse et la veine cave inférieure à l’aide de points de suture, similaire à l’anatomie humaine normale. Cependant, cette procédure peut interférer avec l’approvisionnement en sang du receveur et le reflux veineux du bas du corps6. Par conséquent, une procédure de transplantation cardiaque hétérotopique modifiée dans un modèle murin est proposée ici.
Le cœur du donneur est implanté avec l’artère carotide et la veine jugulaire du receveur par une anastomose cervicale de bout en bout à l’aide d’une technique de brassard modifiée. Cette procédure modifiée a facilité la faisabilité opératoire et assuré la survie du greffon cardiaque sans interférer avec l’apport sanguin et le reflux veineux du bas du corps.
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Protocol
Toutes les expériences sur les animaux ont été réalisées conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, huitième édition, National Research Council (US) 2011. Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité de soin et d’utilisation des animaux de l’hôpital de cancérologie de l’Université de Chongqing, à Chongqing, en Chine. Des souris mâles BALB/c et C57BL/6 pesant de 20 à 30 g, obtenues de sources commerciales (voir le tableau des matériaux), ont été utilisées pour une étude allogénique de transplantation cardiaque. Les souris C57BL/6 ont été utilisées comme donneurs et receveurs syngéniques, tandis que les souris BALB/c ont servi de receveurs allogéniques. Un schéma du protocole est illustré à la figure 1.
REMARQUE: Toutes les fournitures utilisées pendant la chirurgie, y compris les instruments et solutions chirurgicales, sont stériles. L’intervention chirurgicale adhère au principe de la technique d’opération aseptique.
1. Procédure du destinataire
- Induire une anesthésie générale par inhalation d’isoflurane à 5 % à travers une chambre d’induction de 15 x 10 x 10 cm reliée à une hotte (voir le tableau des matériaux).
- Fixez la souris réceptrice sur la table d’opération à l’aide d’un coussin chauffant. Maintenir l’anesthésie par inhalation continue d’isoflurane à 2% à l’aide d’un masque facial sur le nez et la bouche.
REMARQUE: La lenteur de la fréquence et du rythme respiratoires, la disparition du réflexe cornéen et l’absence du réflexe de pédale dans les orteils indiquent l’efficacité de l’anesthésie. - Après avoir rasé les cheveux, désinfectez la zone chirurgicale avec trois cycles alternés de gommage povidone iodée suivis d’alcool. Ensuite, inciser la peau de 1,5 à 2 cm parallèlement à la ligne médiane cervicale de l’angle mandibulaire droit à l’extrémité de la queue.
- Disséquer ~1 cm de la veine jugulaire externe droite à l’aide d’un électro-coagulateur et de micro-pinces. Coupez la veine à l’extrémité proximale avec une pince microvasculaire atraumatique et ligaturez-la à l’extrémité distale.
- Passez l’extrémité distale de la veine à travers un brassard barbelé en polyuréthane de 22 G (voir Tableau des matériaux) avec une extrémité conique et des rainures superficielles. Fixez la veine avec la poignée du brassard à l’aide d’une pince microvasculaire.
- Supprimer le 8-0 Suture de ligature à l’extrémité distale, tournez la lumière sur le brassard accroché par la barbe superficielle à l’envers et fixez avec une suture chirurgicale 10-0 dans les rainures de la surface.
- Réséquez la glande sublinguale droite pour former une fosse pour implanter le greffon cardiaque et réservez le lobe droit de la glande sous-maxillaire et le sternocléidomastoïdien droit.
- Disséquer l’artère carotide commune droite sur ~1 cm à l’aide de micro-pinces et couper l’artère avec une pince microvasculaire atraumatique à l’extrémité proximale. À l’extrémité distale, ligaturer et couper l’artère.
- Passez l’extrémité distale de l’artère à travers un brassard barbelé en polyuréthane de 26 G (voir Tableau des matériaux) avec une extrémité conique et des rainures sur la surface. Fixez l’artère avec la poignée du brassard à l’aide d’une pince microvasculaire.
- Retirez la suture de ligature à l’extrémité distale, tournez la lumière à l’envers sur le brassard et fixez avec une barbe superficielle et des rainures avec une suture chirurgicale 10-0.
- Après avoir préparé les vaisseaux du receveur, déposer 100 UI/mL de solution saline d’héparine sur les vaisseaux pour prévenir la thrombose. Couvrir l’incision cervicale avec de la gaze saline humide stérile pour une implantation ultérieure.
2. Procédure de donneur
- Utilisez la même procédure anesthésique (étape 1.1) pour la souris donneuse.
- Rasez les poils abdominaux à l’aide d’un rasoir électrique et désinfectez la zone chirurgicale avec trois cycles alternés de gommage povidone iodée suivis d’alcool.
- Inciser l’abdomen (2-3 cm) avec un ciseau le long de la ligne médiane de la symphyse pubienne au sous-xiphoïde, et élargir la zone incisée avec un rétracteur.
- Disséquer 1 cm de l’aorte abdominale et de la veine cave inférieure à l’aide d’un électrocoagulateur et d’une micro-pince, et effectuer l’héparinisation en injectant 1 mL de solution saline physiologique additionnée de 250 UI/mL d’héparine à travers la veine cave inférieure. Après cela, excisez l’aorte abdominale et la veine cave inférieure.
- Extrayez le thorax le long de la ligne axillaire antérieure des deux côtés à l’aide d’un ciseau chirurgical pour séparer la paroi thoracique. Ligate la veine cave supérieure avec un 8-0 suture chirurgicale.
- Insérez une aiguille du cuir chevelu au niveau de la veine cave inférieure suprahépatique. Ensuite, injectez une solution saline physiologique glacée supplémentée de 100 UI / mL d’héparine à travers l’aiguille du cuir chevelu de la veine cave inférieure suprahépatique pour perfuser le cœur du donneur jusqu’à ce que la couleur du sang s’estompe.
- Reperfuser le cœur du donneur avec 2 à 3 mL de solution glacée d’histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) (voir le tableau des matières) à l’aide d’une aiguille du cuir chevelu de l’arc aortique pour protéger le myocarde du donneur. Le temps moyen d’ischémie chaude est de 5 min.
- Liligez la veine cave supérieure et inférieure et la veine pulmonaire avec une suture chirurgicale 5-0. Disséquer et couper l’aorte donneuse et l’artère pulmonaire avant leur ramification. Après cela, divisez la veine cave supérieure et inférieure et la veine pulmonaire pour retirer le cœur du donneur.
3. Implantation
- Implantez le cœur du donneur dans la poche cervicale de la souris receveuse en position inversée.
- Tirez le brassard avec une veine jugulaire receveuse éversée dans la lumière de l’artère pulmonaire donneuse pour effectuer une anastomose de bout en bout de l’artère pulmonaire donneuse à la veine jugulaire externe du receveur. Libellez le brassard en utilisant les rainures sur la surface à travers une suture chirurgicale 10-0 pour fixer l’anastomose.
- Utiliser une procédure similaire pour l’anastomose de bout en bout de l’aorte donneuse à l’artère carotide receveuse.
- Relâchez la pince microvasculaire atraumatique de la veine jugulaire suivie de l’artère carotide pour re-perfuser le cœur du donneur. Le temps moyen d’ischémie froide est de 15 min.
- Fixez la greffe cardiaque et suturez-la correctement pour éviter la torsion de la greffe.
- Fermer l’incision cervicale avec des sutures continues à l’aide d’une suture monofilament en polyamide 5-0 (voir le tableau des matériaux).
REMARQUE: Retirez la suture une fois la plaie complètement guérie. - Gardez la souris receveuse dans une cage chaude, sèche et propre jusqu’à ce qu’elle se rétablisse de l’anesthésie.
REMARQUE: Il faut 5-10 min pour récupérer. - Injecter de la buprénorphine (0,05 mg/kg) par voie sous-cutanée à la souris receveuse toutes les 6 heures pendant 48 h pour l’analgésie postopératoire.
REMARQUE: La posologie de l’analgésie a été optimisée pour cette étude. Cependant, le régime analgésique peut être prolongé ou modifié s’il y a des signes de douleur conformément aux lignes directrices de l’établissement sur l’utilisation des animaux.
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Representative Results
Dans ce modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris, le taux de survie des souris receveuses était d’environ 95,2% (20 souris sur 21 ont survécu). La principale cause de décès était une hémorragie postopératoire. Le rythme cardiaque rapide avec un rythme régulier sert d’indicateur de la survie du cœur du donneur implanté.
Les souris C57BL/6 et BALB/c étaient de type MHC (H-2b) et MHC (H-2d) dans ce modèle, respectivement 7,8. Ces deux souches diffèrent par le H-2, qui provoque un rejet aigu médié par les lymphocytes T9. De toutes les allogreffes cardiaques, 62,5% ont été perdues dans les 7 jours suivant la transplantation, comme évalué en palpant le rythme cardiaque. Toutes les allogreffes cardiaques ont été perdues dans les 8 jours suivant la transplantation. En revanche, toutes les transplantations cardiaques isogéniques ont survécu au-delà de 4 semaines (Figure 2). Les souris qui ont survécu au-delà de 4 semaines ont été euthanasiées par inhalation de CO2.
Figure 1 : Schéma du modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris. (A) Protocole de préparation du receveur: après avoir coupé l’artère carotide commune et la veine jugulaire externe à l’extrémité proximale, la lumière vasculaire des vaisseaux est évertée et fixée après avoir traversé le brassard barbelé avec une extrémité biseautée et des rainures à la surface. Le carré pointillé montre la structure et l’utilisation du brassard. (B) Résection cardiaque du donneur: après la perfusion du cœur du donneur avec l’héparine et la solution HTK de la veine cave inférieure et de l’aorte, la veine cave supérieure et inférieure et la veine pulmonaire sont ligaturées avec des sutures. Le cœur du donneur est ensuite réséqué en incisant les vaisseaux vasculaires. (C) Implantation du cœur du donneur. L’artère pulmonaire et l’aorte du donneur sont anastomosées à la veine jugulaire externe du receveur et à l’artère carotide via le brassard avec le système vasculaire du receveur retourné de bout en bout. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Courbe de survie pour les greffes cardiaques. La courbe de survie des greffes cardiaques montre que les transplantations cardiaques allogéniques sont perdues dans les 8 jours suivant la transplantation, qui a été évaluée par palpation du rythme cardiaque. Au total, 10 souris receveuses ont subi la transplantation cardiaque hétérotopique cervicale modifiée dans chaque groupe. Toutes les transplantations cardiaques isogéniques ont survécu plus de 4 semaines. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Rupert Oberhuber et coll.10 | Xin Mao et al (travaux actuels) | |||
| Anesthésie | xylazine et kétamine | isoflurane (sûr, continu et stable) | ||
| Lobe droit de la glande sous-maxillaire | enlèvement | préservation (Réduire le tourbillon des greffons) | ||
| Sternocléidomastoïdien droit | enlèvement | préservation (Réduire le tourbillon des greffons) | ||
| Perfusion cardiaque | Perfusion rétrograde avec une solution HTK à 4 °C provenant de l’arc aortique | 1. Perfusion antérograde avec une solution saline physiologique glacée supplémentée avec une solution d’héparine de 100 UI/mL provenant de la veine cave suprahépatique. 2. Reperfusion rétrograde avec une solution de HTK glacée de l’arc aortique. (Réduire la coagulation et augmenter la protection du myocarde) | ||
| Manchette | extrémité émoussée, avec poignée | extrémité conique, avec poignée, ardillon et rainures sur la surface (Faciliter l’éversion et la fixation) | ||
Tableau 1 : Comparaison des techniques de transplantation cardiaque. La technique actuelle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale chez la souris est modifiée à partir d’Oberhuber, R. et al.10 et présente des avantages supplémentaires pour la survie du greffon cardiaque.
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Discussion
Le modèle de transplantation cardiaque de souris contribue à l’étude des mécanismes de rejet après une transplantation cardiaque, contribuant ainsi au développement d’approches uniques pour améliorer la survie à long terme des receveurs d’allogreffe cardiaque. Cependant, la transplantation cardiaque chez la souris est une tâche complexe et difficile, nécessitant un haut niveau de techniques de microchirurgie, en particulier dans l’anastomose vasculaire11,12,13. Le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique abdominale de souris est réalisé à l’aide de points de suture par anastomose de l’aorte et de l’artère pulmonaire du donneur à l’aorte receveur et à la veine cave inférieure. L’aorte et la veine cave inférieure du receveur doivent être bloquées dans cette opération. Par conséquent, l’ischémie du bas du corps et la thrombose de la veine cave inférieure peuvent augmenter l’invalidité et la mort des souris receveuses. Pour réduire les difficultés de l’anastomose vasculaire pendant la transplantation, Matsuura et al. ont introduit pour la première fois un modèle de transplantation cardiaque cervicale chez la souris en utilisant la technique du brassard en 199114. Dans ce modèle, l’anastomose des vaisseaux par ligature avec brassard a augmenté l’efficacité de l’anastomose. Contrairement à l’anastomose des vaisseaux avec des sutures dans un modèle murin de transplantation cardiaque abdominale, il a réduit la probabilité de saignement après l’intervention. Par conséquent, l’amélioration de l’efficacité de l’anastomose a réduit le temps d’ischémie du muscle cardiaque et a augmenté le taux de survie des greffes cardiaques. De plus, l’implantation cervicale du cœur du donneur n’interrompt pas la circulation de l’aorte receveuse et de la veine cave inférieure par rapport à l’implantation abdominale15; Par conséquent, la survie des souris receveuses est augmentée.
Un modèle expérimental unique de transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris est décrit ici, établi par Rupert Oberhuber et al.10. La procédure implique une anastomose cervicale de bout en bout de l’aorte et de l’artère pulmonaire du donneur à l’artère carotide et à la veine jugulaire receveuses, à la suite d’une technique de brassard modifiée. Dans ce modèle, la circulation systémique des souris receveuses n’interfère pas avec10, et le cœur du donneur a été perfusé de la veine cave inférieure et de l’aorte avec des solutions d’héparine et de HTK pour une meilleure protection du myocarde. Cependant, la composante critique de ce modèle différait de celle d’Oberhuber et al.10, qui utilisaient le brassard barbelé modifié avec une extrémité conique et des rainures similaires à celles de Finsterer et al.16. L’extrémité biseautée facilite un contournement de la lumière vasculaire en forme de manche. Les rainures à la surface facilitent la fixation des parois des vaisseaux évertés à l’aide d’un brassard à l’aide de sutures, et la barbe à l’extérieur du brassard réduit le glissement des parois des vaisseaux anastomosées à partir du brassard (Figure 1). Ces modifications raccourcissent le temps chirurgical de 20% et améliorent l’efficacité et la survie des greffes cardiaques. De plus, le brassard barbelé modifié est produit à partir du cathéter en polyuréthane le plus couramment utilisé pour l’acupuncture du cuir chevelu, réduisant ainsi considérablement le coût de la procédure. Une comparaison de la technique actuelle avec celle d’Oberhuber et al.10 est présentée dans le tableau 1.
Les caractéristiques uniques de ce modèle doivent être notées. Tout d’abord, la longueur et le calibre du brassard sont essentiels pour une anastomose réussie. La longueur appropriée du brassard était de ~3 mm avec une poignée (1 mm) (Figure 1). Le calibre approprié du brassard est de 26 G et 22 G pour les artères et les veines, respectivement. La longueur et le calibre inappropriés du brassard entraîneraient une torsion ou une tension excessive des vaisseaux anastomosés. Deuxièmement, les longueurs appropriées des vaisseaux du destinataire sont de 1,5 à 2 fois le brassard. Troisièmement, le cœur du donneur n’est pas perfusé avec une pression excessive, ce qui pourrait endommager la greffe. Quatrièmement, la greffe cardiaque est fixée et le brassard est anastomosé dans une position appropriée en suturant après l’implantation pour éviter le mouvement ou la torsion des vaisseaux anastomosés ou des greffons. Cinquièmement, la préservation de la glande sous-maxillaire et du sternocléidomastoïdien contribue à réduire le tourbillon ou la torsion des vaisseaux anastomosés ou de la greffe lors de la résection de la glande sublinguale droite pour produire une fosse pour greffe cardiaque. Sixièmement, pour faciliter l’évert de la lumière vasculaire en forme de manchon et réduire la thrombose après la chirurgie, une solution d’héparine (100 UI / mL) peut être fournie aux vaisseaux anastomosés tout en effectuant une anastomose.
Cette technique de brassard facilite l’anastomose des vaisseaux donneur et receveur lors de l’implantation; Cependant, la dureté du brassard peut, à son tour, augmenter le risque de torsion des vaisseaux anastomosés, entraînant une augmentation de la thrombose après la transplantation. L’optimisation du matériau du brassard est justifiée pour réduire les complications, augmenter la survie du greffon et augmenter le taux d’utilisation des modèles dans les expériences ultérieures. De plus, la cicatrice fibreuse de la coupure peut limiter l’espace pour la greffe cardiaque et affecter sa survie à long terme. De plus, l’éjection du greffon cardiaque peut interférer avec le flux sanguin hémodynamique normal des souris receveuses. Enfin, ce modèle n’est pas fonctionnel et ne peut pas être utilisé pour évaluer la fonction cardiaque des greffons. Néanmoins, cette étude fournit des connaissances sur les fonctions immunologiques et pathologiques de la transplantation cardiaque.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81870304) à Jun Li.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C3090954 | |
| 8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
| 10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
| 22 G polyurethane cuff | B.Braun Medical Inc. | 4251628-02 | |
| 26 G polyurethane cuff | Suzhou Linhua Medical Instrument Co., LTD | REF383713 | |
| Anesthesia induction chamber | RWD Life Science Co., LTD | V100 | |
| Atraumatic microvascular clamp | Beyotime | FS500 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (20–30 g) | Centre of Experimental Animals (Army Medical University, Chongqing, China) | ||
| Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
| Electrocoagulator | Guangzhou Runman Medical Instrument Co., LTD | ZJ1099 | |
| Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
| Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
| Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| HTK solution | Shenzhen Changyi Pharmaceutical Co., LTD | YZB/Min8263-2013 | |
| Injection syringe (10 mL) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
| Physiological saline | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
| Scalp needle | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
| Shaver | Beyotime | FS600 | |
| Small animal anesthesia machine | RWD Life Science Co., LTD | R500 | |
| Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
| Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 |
References
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