Summary
우심실과 좌심실 사이에는 몇 가지 차이점이 있습니다. 그러나 우심실 경색 (RVI)의 병리 생리학은 명확하지 않습니다. 본 프로토콜에서, RVI 마우스 모델 생성을 위한 재현가능한 방법이 도입되고, 이는 RVI의 메카니즘을 설명하기 위한 수단을 제공할 수 있다.
Abstract
우심실 경색 (RVI)은 임상 실습에서 일반적인 프리젠 테이션입니다. 심한 RVI는 치명적인 혈역학 기능 장애와 부정맥으로 이어질 수 있습니다. 좌측 관상동맥 라이게이션에 의해 생성된 광범위하게 사용되는 마우스 심근경색(MI) 모델과는 달리, RVI 마우스 모델은 모델 생성과 관련된 어려움으로 인해 거의 채택되지 않는다. RVI 유발 RV 리모델링 및 기능장애의 메카니즘 및 치료에 대한 연구는 환자에서 RVI의 병태생리학을 모방하는 동물 모델을 필요로 한다. 이 연구는 C57BL/6J 마우스에서 RVI 모델 생성을 위한 실현 가능한 절차를 소개한다. 또한, 이 모델은 MI 후 24시간에서의 경색 크기 평가, 심초음파를 이용한 심장 리모델링 및 기능 평가, RV 혈역학 평가, RVI 후 4주째에 경색 영역의 조직학 등을 기반으로 특성화되었다. 또한, RV에서 관상동맥 배열을 관찰하기 위해 관상동맥 혈관계 캐스트를 수행하였다. RVI의이 마우스 모델은 오른쪽 심부전의 메커니즘에 대한 연구를 촉진하고 RV 리모델링의 새로운 치료 목표를 추구 할 것입니다.
Introduction
오랫동안 폐동맥에 연결된 단순한 튜브로 생각되었던 우심실 (RV)은 수년 동안 부당하게 무시되었습니다1. 그러나, RV 기능에 대한 관심이 증가하고 있는데, 이는 혈역학적 장애(2,3)에서 필수적인 역할을 하고 심혈관 질환(4,5,6,7)의 독립적인 위험 예측인자로서 작용할 수 있기 때문이다. RV 질환은 RV 경색 (RVI), 폐동맥 고혈압, 및 판막 질환8을 포함한다. 폐동맥 고혈압에 대한 엄청난 관심과는 달리, RVI는 7,9 무시 된 채로 남아 있습니다.
RVI는 일반적으로 열등한 후부 심근 경색10,11을 동반하며 우측 관상 동맥 (RCA) 폐색으로 인해 발생합니다. 임상 조사에 따르면, 중증 RVI는 저혈압, 서맥 및 방실 차단과 같은 혈역학 장애 및 부정맥을 유발할 가능성이 높으며 병원 이환률 및 사망률12,13,14과 관련이 있습니다. RV 기능은 재관류15,16의 부재 하에서도 어느 정도 자발적으로 회복될 수 있었다. 좌심실 (LV)과 RV17 사이에는 몇 가지 형태 학적 및 기능적 차이가 존재합니다. RV는 LV8보다 허혈에 더 내성이 있는 것으로 생각되며, 부분적으로는 RVI 후 보다 광범위한 부수적 순환 형성으로 인한 것이다. LV 경색 (LVI)과 RVI 사이의 차이점을 명확히하고 근본적인 메커니즘을 확인하면 심장 재생 및 허혈성 심부전을위한 새로운 치료 목표를 제공 할 것입니다. 그러나, RVI 마우스 모델 생성과 관련된 어려움 때문에, RVI에 대한 기초 연구는 주로 제한된다.
RVI의 큰 동물 모델은 돼지18에 RCA를 결찰함으로써 생성되었으며, 이는 가시적 인 RCA 때문에 작동하기가 더 쉽습니다. 대형 동물 모델과 비교할 때, 마우스 모델은 다음과 같은 장점을 가지고 있습니다 : 유전자 조작에 대한 접근성 향상, 경제적 비용 절감 및 실험 기간19,20 단축. LV 기능에 대한 RVI의 영향에 초점을 맞춘 마우스 RVI 모델이 이전에 보고되었지만, 절차의 상세한 단계, 작동의 어려움 및 요점, 혈역학적 변화와 같은 모델 특성은 완전히 도입되지 않았다 9,21.
이 기사는 RVI의 마우스 모델을 생성하기 위한 상세한 수술 절차를 제공한다. 또한,이 모델은 심 초음파 측정, 침습적 혈류 역학 평가 및 조직 학적 분석을 특징으로했습니다. 또한, RV에서 관상동맥 배열을 관찰하기 위해 관상동맥 혈관 캐스트를 수행하였다. 이 논문에 도입 된 기술은 초보자가 수용 가능한 수술 사망률 및 신뢰할 수있는 평가 접근법으로 마우스 RVI 모델의 생성을 신속하게 파악하는 데 도움이됩니다. RVI의 마우스 모델은 오른쪽 심부전의 메커니즘을 연구하고 RV 리모델링의 새로운 치료 목표를 찾는 데 도움이 될 것입니다.
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Protocol
모든 절차는 미국 국립 보건원 (NIH 간행물 제 85-23 호, 1996 년 개정)에서 발표 한 실험실 동물의 관리 및 사용 가이드에 따라 수행되었으며 남부 의과 대학 난팡 병원 동물 윤리위원회 (광저우, 중국)의 승인을 받았다. 건강한 수컷 C57BL/6J 마우스 (8-10주령; 체중, 25-30 g)를 남부 의과 대학의 동물 센터로부터 수득하였다. 암컷 쥐도 사용할 수 있지만 성별 차이의 잠재적 인 영향으로 인해 두 성별을 혼합하는 것은 권장되지 않습니다. 도착 후, 마우스는 12-h / 12-h 어두움 / 빛 사이클 (케이지 당 3-4 마우스) 아래에 보관되었으며, Ad libitum 음식과 물을 가지고있었습니다.
1. 수술 준비
- 수술 전에 오토클레이빙을 통해 수술 도구를 살균하십시오. 가열 패드를 37°C로 조정한다.
- 수술 통증을 완화하기 위해 50 mg / kg의 펜토바르비탈 ( 자료 표 참조)을 복강 내 주사하여 마우스를 마취하십시오. 마우스를 마취 유도를 위해 별도의 상자에 넣으십시오. 발가락 금단 반응의 부재로 마취의 깊이를 보장하십시오.
참고 : 또한 진통제에 더 좋기 때문에 흡입 마취를 위해 1.5 % 이소 플루란을 사용하는 것이 좋습니다. - 봉합사로 절치를 고정하고 접착 테이프로 팔다리를 고정시켜 마우스 수핀을 패드에 놓습니다. 반사 작용을 확인하여 마취의 깊이를 다시 확인하십시오.
- 탈모 크림으로 목에서 xiphoid까지 머리카락을 제거하십시오. 번갈아 소독 스크럽과 75 % 알코올로 수술 부위를 3 번 소독 한 다음 수술 현장을 드레이프하십시오.
- 아래 단계에 따라 삽관을 수행하십시오.
- 미니 인공 호흡기 ( 재료 표 참조)로 동물의 호흡 빈도를 150 / min으로, 조수 부피를 300 μL로 조정하십시오.
참고: 포지티브 엔드 내쉼 압력 모드를 사용할 필요가 없습니다. - 핀셋으로 혀를 약간 당기고, 혀 감압기로 하악골을 들어 올려 글로티스를 노출시키고, 22G 캐뉼라를 글로티스에 삽입하여 기관 내 삽관을 수행하십시오.
- 미니 인공 호흡기를 켜고 기관 캐뉼라를 인공 호흡기에 연결하십시오. 흉부 기복이 인공 호흡기 주파수와 같아지는 현상은 성공적인 삽관을 나타냅니다. 캐뉼라를 테이프로 고정하여 작동 중에 미끄러지지 않도록하십시오.
- 미니 인공 호흡기 ( 재료 표 참조)로 동물의 호흡 빈도를 150 / min으로, 조수 부피를 300 μL로 조정하십시오.
2. 오른쪽 관상 동맥의 영구 결찰
- 심전도 (ECG) 전극 ( 자료 표 참조)을 마우스 팔다리에 올바르게 연결하고 ECG를 기록하십시오.
참고: II, III 또는 AVF 리드 중 하나가 모니터링 리드로 선택됩니다. 납 III가 더 적절합니다. - 가슴을 엽니다.
- 안과 가위로 세 번째 오른쪽 갈비뼈와 평행하게 피부에 1cm 길이의 절개를 만드십시오. 세 번째 늑간 늑간을 다시 결정하고 흉골 각도에 따라 적절한 공간을 확보하십시오.
참고 : 피부 절개 방향은 흉골 각도에서 오른쪽 전방 겨드랑이 선으로 이루어집니다. - 세 번째 늑간 공간 위에 가위와 마이크로 포셉으로 가슴 주요와 가슴 근육을 분리하고 절단하십시오. 그 후, 팔꿈치 포셉으로 늑간 근육을 무뚝뚝하게 분리하여 수술 현장을 노출시킵니다.
참고 : 가슴 근육의 작은 부분 만 절단해야하며 심장을 노출시키기 위해 둔한 분리를 권장합니다. - 심낭을 절개하십시오. 멸균 면으로 오른쪽 아트리움을 들어 올리고 멸균 된 8-0으로 RCA를 리게이트하십시오. 3-5mm의 결찰 범위를 가진 나일론 실. RCA를 결찰한 후, 모니터링 ECG(리드 III)는 ST-세그먼트 상승을 나타낸다.
참고: 마우스 RCA는 보이지 않기 때문에 해부학적 위치를 신중하게 확인해야 합니다. RV의 심근은 LV의 심근보다 훨씬 얇습니다. 따라서 삽입 된 바늘의 깊이를 파악하기가 어렵습니다. 삽입 된 바늘의 깊이가 너무 깊고 결찰 범위가 너무 큰 경우 부비동 서맥과 방실 차단을 유도하기 쉽습니다.
- 안과 가위로 세 번째 오른쪽 갈비뼈와 평행하게 피부에 1cm 길이의 절개를 만드십시오. 세 번째 늑간 늑간을 다시 결정하고 흉골 각도에 따라 적절한 공간을 확보하십시오.
- 멸균 된 면화와 봉합사 근육과 피부를 멸균 된 5-0 나일론 실로 제거하여 늑간 절개를 닫습니다. 수술 후 75 % 알코올로 피부를 다시 소독하고 마우스를 한 집에.
참고 : 잘 봉합 된 근육은 aerothorax를 피하는 데 중요합니다. 멸균 배수 튜브는 흉강 폐쇄가 완료 될 때까지 흉강에 배치 된 다음 배수 튜브를 연결하는 주사 주사기로 흉강을 대피시킵니다.
참고 : 수술 후 마우스를 가열 패드에 놓습니다. 부프레노르핀 (0.1 mg / kg 체중, 피하 주사)과 같은 진통제는 수술 후 동물의 통증을 줄이기 위해 필요합니다. 예상되는 합병증은 부비동 서맥과 방실 차단이며, 수술 후 사망률은 10-20 %입니다.
3. 수술 후 RV 기능의 심 초음파 검사 평가
참고: 심초음파의 경우 고해상도 초음파 이미징 시스템에 연결된 중심 주파수가 30MHz인 MS400D 프로브를 사용하십시오( 자료 표 참조). 심 초음파 검사는 수술 후 4 주 후에 수행됩니다.
- 흡입을 통해 마우스를 3 % 이소플루란으로 마취하십시오.
- 마우스를 동물 고정 및 초음파 작동을위한 초음파 플랫폼의 수핀 위치에 놓습니다. 발톱을 전극에 테이프로 붙여서 초음파 기계에 부착 된 시스템을 통해 ECG 기록을 얻습니다.
- ECG를 통해 심박수를 모니터링하고 마취 농도를 1.5 %와 3 % 사이로 조정하여 450-550 비트 / 분 사이로 유지하십시오.
- 탈모 크림으로 마우스의 가슴에서 머리카락을 제거하고 가슴 피부에 초음파 젤을 바르십시오.
- 플랫폼을 수평 위치로 설정합니다. 트랜스듀서를 왼쪽 다리에 평행하게 배치하고 좌심실 장축 이미지를 얻습니다. 프로브를 시계 방향으로 90° 돌려 LV 단축 뷰를 가져옵니다. Cine 저장소 버튼을 눌러 이미지를 저장합니다.
참고: 플랫폼의 왼쪽 위는 가장 낮은 지점에서 기울어집니다. 트랜스듀서의 LV 단축 회전 각도는 트랜스듀서가 마우스의 오른쪽 어깨를 향하여 지향되는 동안 유지됩니다. - 트랜스듀서를 수직으로 아래로 내려가 B 모드에서 상복부와 마우스의 횡격막 아래에 위치합니다. RV, 오른쪽 아트리움(RA), 왼쪽 아트리움(LA) 및 LV가 화면에 명확하게 표시될 때까지 x축과 y축을 회전하여 플랫폼 위치를 약간 조정합니다. Cine 저장소 또는 프레임 저장소 단추를 눌러 정점 네 개의 챔버 이미지를 저장합니다.
참고: B 모드는 심장의 2차원(2D) 뷰를 표시하는 데 사용됩니다. - M 모드를 누릅니다. 2x 표시기 라인이 나타나면 트리쿠스피드 밸브 오리피스에서 인디케이터 라인을 찾아 트리쿠스피드 환형 평면의 움직임을 구하십시오. Cine 저장소 또는 프레임 저장소 단추를 눌러 데이터와 이미지를 저장합니다.
참고: M 모드는 심장이나 혈관의 움직임을 곡선 형태로 표시하는 동작 모드를 의미합니다. - 측정 버튼을 눌러 측정 모드로 들어갑니다. 영역 측정 버튼을 클릭하여 RV와 LV로 영역을 지정합니다. RV와 LV의 면적을 계산하여 RV와 LV의 면적비를 구하십시오.
- 타임라인 버튼을 클릭하고 수축기 및 이완기 기간 동안 트리쿠스피드 환형 평면의 이동 범위를 정의하기 위해 두 개의 기준선을 만듭니다. 거리 버튼을 클릭하고 두 기준선 사이의 거리를 측정하여 트리쿠스피드 환형 평면 수축기 소풍 (TAPSE)을 얻습니다.
- 플랫폼의 왼쪽을 가장 낮은 지점에서 기울입니다. 프로브를 오른쪽 전방 액와선을 따라 수평축에 대해 30° 각도로 유지하십시오. 플랫폼의 x축과 y축을 회전하여 RV를 표시합니다.
- M 모드 버튼을 누르고 중격의 초반향 지점에서 표시기 선을 찾아 RV 인터페이스의 M 모드 이미지를 가져옵니다. Cine 저장소 버튼을 눌러 사진을 저장합니다.
- RV 인터페이스의 M 모드 이미지를 열고 측정 버튼을 눌러 측정 모드로 들어갑니다. 심초음파 시스템의 내장 측정 도구를 사용하여 디아스톨 (RVIDd), RV 배출 분율 (RVEF) 및 RV 분획 단축 (RVFS)의 끝에서 RV 내부 거리를 측정하십시오.
- 이소플루란 투여를 중단하고 마우스를 의식을 되찾을 때까지 3-5분 동안 가열 패드에 올려 놓는다. 그 후, 마우스를 12 시간 밝고 어두운 주기로 케이지로 되돌려 놓습니다.
4. RV 혈역학의 침습적 측정
참고: RV 혈역학은 RVI 후 4주 후에 우심 카테터 삽입을 통해 평가됩니다. 모니터링 시스템과 함께 1.0F 카테터가 적용됩니다.
- 50 mg / kg의 나트륨 펜토바르비탈 (pentobarbital)의 복강 내 주사로 마우스를 마취 하십시오 (물질 표 참조).
- 페달 금단 반사의 실종을 확인한 후 마우스를 수핀 위치에 유지하고 접착 테이프로 고정하십시오.
- 흉골 각도에서 xiphoid까지 가슴 머리카락을 면도하십시오. 작동 영역을 75 % 알코올로 소독하십시오.
- 기관 삽관을 수행하고 1.5.2-1.5.3 단계에 설명 된대로 동물 인공 호흡기의 매개 변수를 설정하십시오.
- xiphoid 과정 위의 피부에 1cm 양측 절개를하고 안과 가위로 횡격막과 갈비뼈를 횡단하여 심장을 노출시킵니다.
- 32G 바늘로 오른쪽 심실 자유 벽에 구멍을 뚫습니다. 바늘을 제거하고 면화로 상처를 눌러 출혈을 억제하십시오.
- 카테터의 끝을 펑크 부위를 통해 우심실에 삽입하고 카테터를 천천히 앞으로 밀어 넣으십시오. 팁의 위치를 조정하여 모니터 및 기록 시스템에 표시된 일반적인 RV 압력 파형을 얻습니다.
참고 : 오른쪽 경정맥은 혈역학 측정을위한 적절한 경로이기도합니다. - 안정화 10분 후, RV 수축기 혈압(RVSBP), RV 말기 이완기 혈압(RVEDP) 및 RV dP/dt의 데이터를 기록한다. 선택 버튼을 클릭하여 계산을 위해 심장 사이클을 선택한 다음 분석 버튼을 클릭하여 선택한 사이클의 평균 값을 계산하십시오.
- 녹음 완료 후 카테터를 제거한 다음 일반 식염수 용액 안에 넣으십시오.
- 과다 복용 펜토바르비탈 나트륨 (150 mg / kg)의 복강 내 주사로 마우스를 안락사시킨 다음 자궁 경부 탈구로 희생하십시오.
- 조직학적 분석을 위해 심장과 경골을 수집합니다.
5. 혈관 주조제를 이용한 관상동맥 혈관 캐스트
- 2000 IU / kg의 헤파린 나트륨 200 IU / mL의 복강 주사로 마우스를 헤파린화 하십시오 (자료 표 참조).
- 50 mg / kg의 펜토바르비탈 나트륨 (sodium pentobarbital)의 복강 내 주사로 마우스를 마취하십시오.
- 동물 수핀을 패드에 놓고 1.5.2-1.5.3 단계에 따라 인공 환기를 위해 삽관하십시오.
- 4.5 단계에서 설명한 것처럼 외과 용 가위로 가슴을 열고 심장을 노출시킵니다.
- 오른쪽 심방에 안과 가위로 3mm 노치를 만들고 인젝터로 심장 정점을 통해 정상 식염수 5mL로 심장을 관류하십시오.
- 대동맥 클램프로 대동맥에서 혈액을 차단하고 0.1 mL의 니트로 글리세린 (1 mg / mL)을 인젝터로 심장 정점을 통해 관상 동맥을 확장시킵니다.
- 제조업체의 지침에 따라 키트에 성분을 혼합하여 주조 시약을 준비 합니다 (재료 표 참조).
참고 : 미세 혈관 폐쇄를 방지하기 위해 주조 시약과 일반 식염수와 니트로 글리세린을 동시에 준비하는 것이 좋습니다. - 심장 정점을 통해 1 mL의 주조 시약으로 심장을 관류하고 2-3 시간 동안 기다리십시오.
- 2-3 일 동안 50 % 수산화 나트륨으로 심장을 침식시키고 정상 식염수로 헹구어 근육 조직 또는 결합 조직을 제거하십시오.
- 카메라 아래에서 사진을 찍습니다.
주의: 주조 시약은 눈, 피부 및 호흡기에 해롭다. 수산화나트륨은 부식성이다. 보호 장갑, 고글 및 실험실 코트를 착용해야합니다. 주조 시약은 흄 후드에서 준비해야합니다.
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Representative Results
이 연구에서, 마우스는 RVI (n = 11) 또는 가짜 조작 (n = 11) 그룹에 무작위로 할당되었다. 2개의 정상 마우스 심장에서 주조된 관상동맥은 도 1A에 도시되어 있다. RCA 라이게이션에 반응하여, ST-세그먼트 상승은 ECG의 리드 III에서 관찰되었다(도 1B). 더욱이, 2,3,5-트리페닐테트라졸륨 클로라이드 (TTC) 염색은 수술 후 24 h에서 경색 영역이 RV 유리벽의 45%를 차지한다는 것을 보여주었다 (도 1C, D). 상기 데이터는 RVI 마우스 모델의 성공적인 생성을 나타내었다.
LV 단축에서의 4-챔버 정점도(도 2A) 및 2-챔버 뷰의 기록 및 대응하는 M-모드 심초음파(도 2B) 측정은 RV 리모델링 및 기능을 평가하기 위해 수술 후 4주째에 수행되었다. 가짜 그룹에서와 비교하여, 디아스톨 말기의 RV 내부 치수 (RVIDd)는 RVI 그룹에서 증가했으며 (그림 2C), 가짜 그룹에서 2 배 이상이었습니다 (그림 2A). RV 토출 분획 (RVEF), RV 단편화 (RVFS), 및 삼투압 환형 평면 수축기 소풍 (TAPSE)은 가짜 그룹에서보다 RVI 그룹에서 유의하게 더 작았다 (도 2D-F). RV/LV 면적비는 가짜 그룹에 비해 약 50% 증가했습니다(그림 2G).
마우스를 수술 4주 후에 RV 혈류역학 측정을 실시하였다. RVI 그룹에서 RVSBP, dp/dt max, dp/dt min 및 RV 수축성은 상당히 작았다. 동시에, RVEDP 및 τ(타우) 지수는 가짜 그룹에서의 지수보다 상당히 더 유의하였다(도 3A-E).
수술 사주 후, 마우스를 희생시켰다. 경색 부위에서 RV 동맥류가 보였다(도 4A). RVI 그룹의 심장 중량 대 체중(HW/BW) 비율과 경골 길이(HW/TL) 비율에 대한 심장 중량은 가짜 그룹보다 약간 더 컸다(통계적 유의성 없이). 마손 염색22는 RV 무함유 벽에서 유의한 섬유증을 나타내었고, RVI 그룹에서 중격에서 섬유증이 거의 발생하지 않았다(도 4D,E). 대조적으로, 몇몇 생존한 심근세포는 경색 영역에 있었다(도 4F).
도 1: 우측 관상동맥(RCA)의 결찰 후 심전도(ECG) 변화 및 경색 크기. (A) 마우스 관상동맥 캐스트의 대표적인 이미지. 스케일 바 = 4 mm. (B) RCA 라이게이션에 반응하여 리드 III ECG 변화. (c) 2,3,5-트리페닐테트라졸륨 클로라이드(TTC) 염색의 대표적인 사진(흰색은 경색 영역을 나타내고, 빨간색은 생존 가능한 조직을 나타냄). 스케일 바 = 4 mm. (D) RVI 마우스의 심근 경색 크기의 정량화. 데이터는 평균 ± SEM으로 제시되고, *P < 0.01 vs. sham 그룹, n = 그룹당 6 (두 개의 독립적인 샘플 t-검정). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 2: RCA 라이게이션을 실시한 마우스에서 우심실(RV) 리모델링 및 기능의 심초음파 평가. (A) RCA 라이게이션 후 4주 후 4-챔버 뷰에서의 대표적인 B 모드 이미지; 스케일 바 = 2 mm. (B) RCA 라이게이션 후 4주째에 LV 및 RV를 모두 보여주는 우심실 계면에서의 B 모드(상부) 및 상응하는 M-모드(하부)의 전형적인 사진; 스케일 바 = 2mm. (C) 디아스톨(RVIDd) 끝의 RV 내부 치수. (d) RV 분획 단축 (RVFS). (e) RV 토출 분율 (RVEF). (F) Tricuspid 환형 비행기 수축기 여행 (TAPSE). (G) RV/LV 면적비. 데이터는 SEM± 평균으로 제시된다. *P < 0.01 vs. sham 그룹, n = 그룹당 6 (두 개의 독립적인 샘플 t-검정). LV, 좌심실; RVI, 우심실 경색. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 3: 우측 관상동맥 결찰 후 4주째에 우심실(RV) 혈역학. (A) 압력 카테터로 대표적인 압력 곡선을 구하였다. (B) 우심실 수축기 혈압 (RVSBP) 및 우심실 말단 확장기 압력 (RVEDP). (C) RV 압력의 최대 및 최소 상승률 (dp / dt 최대, dp / dt 분). (D) RV 수축성. (E) RV 이완(τ)의 지수 시간 상수. *P < 0.01 vs. sham 그룹, n = 그룹당 6 (두 개의 독립적인 샘플 t-검정). 데이터는 평균 ± SEM. RVI, 우심실 경색으로 제시된다; RVP, 우심실 압력. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 4: RVI 후 4주째의 조직학적 결과. (A) sham 및 RVI 그룹으로부터의 전체 대표 심장의 사진(적색 원은 경색 벽을 나타냄; 스케일 바 = 3 mm). (B) 심장 중량 대 체중 비율 (HW / BW), RVI와 가짜 그룹 사이의 P = 0.0536. (C) 경골 대 경골 길이 비율 (HW/TL), RVI와 가짜 그룹 사이의 P = 0.1682. (d) 심장 절편의 헤마톡실린-에오신 염색 및 마손 염색의 사진을 나타낸다(스케일 바 = 3 mm). (E) 심근 섬유증의 정량적 결과. (f) 경색 영역에서의 심근세포 생존을 보여주는 대표적인 Masson 염색 사진(우측 사진(스케일 바 = 100 μm)은 좌측 박스에서 조직의 확대(스케일 바 = 1 mm)이다. *P < 0.01 대 가짜 군, n=6 군당 군(두 개의 독립적인 샘플 t-test). 데이터는 평균 ± SEM. RVI, 우심실 경색으로 제시된다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
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Discussion
프랑스의 Sicard와 동료들은 2019 년에 RVI의 마우스 모델을보고했는데, 이는 수술 과정을 설명하고 RVI9 이후 LV와 RV 간의 상호 작용에 중점을 두었습니다. 그러나 현재까지 추가 연구를 위해이 모델을 사용했다고보고된 연구는 없습니다. 보다 자세한 절차는 연구자가 RVI의 마우스 모델을 사용하여 조사하는 데 도움이 될 것입니다. Sicard et al.9의 보고서와는 달리, 우리는 품질 관리를위한 모델 생성 및 전략에 대한 단계별 정보를 제공하고 RCA, RV 혈역학 및 경색 영역에서의 심근 세포의 해부학 적 분포를 추가로 평가했습니다. 최근 보고서에 따르면 경색 부위의 심근 세포가 심근 재생23에 필수적인 역할을한다는 것이 입증되었습니다. RVI 환자의 RV 기능은 재관류16,24 없이도 3-12 개월 이내에 자발적으로 회복됩니다. 이러한 발견은 마우스 RVI 모델이 오른쪽 심부전 또는 심장 재생에 대한 잠재적 인 치료 목표를 찾는 데 도움이 될 것임을 시사합니다. 따라서 모델을 대중화해야합니다.
RCA의 가시성과 RCA 분포의 변화로 인해 주니어 운영자가 안정적인 경색 크기의 RVI 모델을 생성하기가 어려울 수 있습니다. 이러한 한계를 극복하기 위해, 라이게이션 레벨 및 범위를 제어하고 ECG의 II 또는 III 리드에서 ST-세그먼트의 충분한 상승을 보장하는 것이 좋습니다. 마우스 RVI 모델을 성공적으로 생성하기 위한 가장 중요한 단계는 RCA의 해부학적 구조를 찾는 것이다. 도 1A에 도시된 바와 같이, 마우스 RCA는 1차 또는 여러 개의 평행 동맥을 함유할 수 있고; 따라서 경색 크기는 얼마나 많은 동맥이 막혀 있는지에 달려 있습니다. 따라서, 수술내에서, RCA의 위치는 우심방과 가시 정맥을 이웃하는 해부학적 특성에 따라 확인될 수 있다. RVI 마우스는 보통 RV의 자유 벽에서 심근 경색을 나타낸다. 여전히, 중격 동맥이 RCA로부터 기원되는 경우, 도 4D에 도시된 바와 같이, 중격은 또한 드물게 관여될 수 있다. 중격은 자체 중격 관상동맥 분지(25) 또는 RCA 또는 LCA26,27의 가지에 의해 마우스에서 관개될 수 있다. RCA를 결찰한 후, EEG 리드 II 또는 III 리드에서 ST-세그먼트 상승의 고전적인 ECG 변화는 RVI의 성공을 판단하는 황금 표준이다.
RCA 결찰에 의해 유도되는 RV 팽창은 심낭 내 압력을 증가시킨 다음 심장 충전을 억제하여 혈역학 장애 9,10의 악화를 초래할 수 있기 때문에 수술 중에 심낭을 찢어야합니다. LCA 결찰이 있는 마우스에서 심장 파열의 높은 발생률과 대조적으로, RVI 마우스에서는 심장 파열이 관찰되지 않았다. 그러나 출혈과 방실 블록으로 인한 수술 사망률은 초보자의 경우 50 %만큼 높을 수 있으며, 바늘 스티치의 피어싱 깊이와 봉합사 결찰의 심근 범위를 줄이고 결찰 위치를 낮추며 부드러운 조작을 통해 피할 수 있습니다. 우리 실험실의 숙련 된 기술자는 상당한 경색 크기를 가진 마우스의 생존 비율에 의해 계산 된 80 % -90 %의 성공률로 약 30 분 안에 RVI 마우스 모델의 생성을 완료 할 수 있습니다. 수술 성공은 RCA 라이게이션 후 심전도의 리드 II 또는 III에서 ST 세그먼트의 즉각적인 상승, 수술 후1st 24 h에서의 심근의 TTC 음성 염색, 및 RV 팽창 후 3 일 또는 1 주일에 심초음파에 의해 측정함으로써 판단되었다. 수술 후 3일째에 RV의 열등한 벽 및 심초음파 확장의 심전도 리드에서의 ST 상승은 마우스 RVI 모델을 이용한 연구의 포함 기준으로서 사용될 수 있다.
4 주간의 추적 관찰 기간 동안, RVI 마우스의 경색 영역에서 생존 한 심근 세포가 꽤 많이 관찰되었으며, 이는 재생 연구를위한 합리적인 기초가 될 수 있습니다. 4주째의 RV 리모델링 및 기능장애 회복은 RVI 이후 이 모델에서 주목되지 않았으며, 이는 이 모델이 우심 리모델링 및 실패에 대한 기초 연구에도 가능하다는 것을 시사한다.
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Disclosures
저자는 공개 할 것이 없습니다.
Acknowledgments
이 연구는 중국 국립 자연 과학 재단 (82073851 ~ Sun)과 국립 중국 박사 후 과학 재단 (2021M690074 to Lin)의 보조금으로 지원되었습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride | Sigma | T8877 | For TTC staining |
| Animal Mini Ventilator | Havard | Type 845 | For artificial ventilation |
| Animal ultrasound system VEVO2100 | Visual Sonic | VEVO2100 | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| Batson’s #17 Anatomical Corrosion Kit | Polyscience Inc | 7349 | For vasculature casting |
| buprenorphine | Isoreag | 1134630-70-8 | For reduce the pain of mice after surgery |
| C57BL/6J mice + D29A1A2:D27 | Animal Center of South Medical University | - | For the generation of mouse RVI model |
| Camera | Sangnond | For taking photograph | |
| Cold light illuminator | Olympus | ILD-2 | Light for operation |
| electrocardiograph | ADI Instrument | ADAS1000 | For recording electrocardiogram |
| hair removal cream | Reckitt Benchiser | RQ/B 33 Type 2 | Remove mouse hair |
| Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1) | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-HTP-S1 | Heating |
| Hematoxylin-eosin dye | Leagene | DH0003 | Hematoxylin-eosin staining |
| Heparin sodium salt | Macklin | H837056 | For heparization |
| Isoflurane | RWD life science | R510-22 | Inhalant anaesthesia |
| Lab made spatula | Work as a laryngoscope | ||
| Lab made tracheal cannula | For intubation | ||
| Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer | Midmark Corporation | VIP 3000 | Anesthetization |
| Medical nylon suture (5-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 5-0 | For chest close |
| Microsurgical elbow tweezers | RWD life science | F11021-11 | For surgery |
| Microsurgical scissors | NAPOX | MB-54-1 | For arteriotomy |
| Millar Catheter | AD Instruments, Shanghai | 1.0F | Measurement of pressure gradient |
| MS400D ultrasonic probe | Visual Sonic | MS400D | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| needle forceps | Visual Sonic | F31006-12 | For surgery |
| nitroglycerin | BEIJING YIMIN MEDICINE Co | For dilating coronary artery | |
| Ophthalmic scissors | RWD life science | S11022-14 | For surgery |
| Pentobarbital sodium salt | Merck | 25MG | Anesthetization |
| PowerLab Multi-Directional Physiological Recording System | AD Instruments, Shanghai | 4/35 | Pressure recording |
| Precision electronic balance | Denver Instrument | TB-114 | Weighing scale |
| Silk suture (8-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 6-0 | coronary artery ligation |
| Small animal microsurgery equipment | Napox | MA-65 | Surgical instruments |
| tissue forceps | Visual Sonic | F-12007-10 | For surgery |
| tissue scissor | Visual Sonic | S13052-12 | Open chest for hemodynamic measurement |
| Transmission Gel | Guang Gong pai | 250ML | preparation for Echocardiography measurement |
| Vascular Clamps | Visual Sonic | R31005-06 | For blocking blood from aorta |
References
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