Summary
Nociceptorneuroner och NK-celler interagerar aktivt i ett inflammatoriskt sammanhang. En samkulturell strategi gör det möjligt att studera detta samspel.
Abstract
Somatosensoriska nervceller har utvecklats för att upptäcka skadliga stimuli och aktivera defensiva reflexer. Genom att dela kommunikationsmedel ställer nociceptorneuroner också värdförsvar genom att kontrollera immunsystemets aktivitet. Kommunikationen mellan dessa system är mestadels adaptiv, vilket hjälper till att skydda homeostas, det kan också leda till eller främja uppkomsten av kroniska sjukdomar. Båda systemen utvecklades tillsammans för att möjliggöra sådan lokal interaktion, som finns i primära och sekundära lymfoida vävnader och slemhinnor. Nya studier har visat att nociceptorer direkt upptäcker och svarar på främmande antigener, immuncellsderiverade cytokiner och mikrober.
Nociceptoraktivering resulterar inte bara i smärtöverkänslighet och klåda, utan sänker nociceptorbränningströskeln, vilket leder till lokal frisättning av neuropeptider. Peptiderna som produceras av och frigörs från de perifera terminalerna hos nociceptorer kan blockera kemotaxi och polarisering av lymfocyter, kontrollera lokalisering, varaktighet och typ av inflammation. Nya bevis visar att sensoriska nervceller interagerar med medfödda immunceller via cell-cellkontakt, till exempel engagerande grupp 2D (NKG2D) receptorer på naturliga mördarceller (NK).
Med tanke på att NK-celler uttrycker de kognata receptorerna för olika nociceptorproducerade mediatorer är det tänkbart att nociceptorer använder neuropeptider för att kontrollera aktiviteten hos NK-celler. Här tar vi fram en samodlingsmetod för att studera nociceptorneuron-NK-cellinteraktioner i en skål. Med hjälp av detta tillvägagångssätt fann vi att lumbal nociceptorneuroner minskar NK-cellcytokinuttryck. Sammantaget kan en sådan reduktionistisk metod vara användbar för att studera hur tumörinnerverande nervceller styr NK-cellernas anticancerfunktion och hur NK-celler styr elimineringen av skadade nervceller.
Introduction
Cellkropparna hos sensoriska neuroner har sitt ursprung i dorsalrotganglierna (DRG). DRG är belägna i det perifera nervsystemet (PNS), mellan ryggmärgs dorsala horn och de perifera nervterminalerna. Den pseudo-unipolära naturen hos DRG-neuroner möjliggör överföring av information från den perifera grenen, som innerverar målvävnaden, till den centrala grenen, som bär den somatosensoriska informationen till ryggmärgen1. Med hjälp av specialiserade jonkanalreceptorer känner första ordningens neuroner av hot från patogener, allergener och föroreningar2, vilket leder till tillströmning av katjoner (Na+, Ca2+) och generering av en åtgärdspotential 3,4,5.
Dessa nervceller skickar också antidromisk åtgärdspotential mot periferin, där den initiala faroavkänningen hade inträffat, vilket leder till lokal frisättning av neuropeptider 1,4. Därför fungerar nociceptorneuronerna som en skyddsmekanism och varnar värden för miljöfara 4,5,6,7.
För att kommunicera med andra ordningens neuroner frisätter nociceptorerna olika neurotransmittorer (t.ex. glutamat) och neuropeptider (t.ex. kalcitoningenrelaterad peptid (CGRP), substans P (SP) och vasoaktiv tarmpeptid (VIP))6,7. Dessa peptider verkar på kapillärer och främjar plasmaextravasation, ödem och lokal tillströmning och modulering av immunceller 2,4,7.
De somatosensoriska och immunsystemen använder ett delat kommunikationssystem som består av cytokiner och neuropeptider och deras respektive kognatreceptorer4. Medan denna dubbelriktade kommunikation hjälper till att skydda mot fara och bevara homeostas, kan det också bidra till sjukdomspatofysiologi4.
NK-celler klassificeras som medfödda lymfoida celler och är specialiserade för att eliminera virusinfekterade celler. NK-cellfunktionen styrs av en balans mellan stimulerande och hämmande receptorer, inklusive den aktiverande receptorn NKG2D8. Den endogena liganden av NKG2D, retinsyra tidigt inducerbar1 (RAE1), uttrycks av celler som genomgår stress såsom tumorigenes och infektion 8,9.
Nya undersökningar har visat att perifer nervskada driver sensoriska nervceller att uttrycka maladaptiva molekyler som stathmin 2 (STMN2) och RAE1. Således, via cell-cellkontakt, aktiverades NKG2D-uttryckande NK-celler genom interaktion med RAE1-uttryckande neuroner. I sin tur kunde NK-celler eliminera skadade nociceptorneuroner och trubbig smärtöverkänslighet som normalt är förknippad med nervskada10. Förutom NKG2D-RAE1-axeln uttrycker NK-celler de kognata receptorerna för olika nociceptorproducerade mediatorer. Det är därför möjligt att dessa medlare modulerar NK-cellaktivitet. Denna artikel presenterar en samodlingsmetod för att undersöka biologin för nociceptorneuron-NK-cellinteraktionen. Detta tillvägagångssätt hjälper till att främja förståelsen för hur nociceptorneuroner modulerar medfödda immuncellsvar mot skada, infektion eller malignitet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De institutionella djurvårds- och användningskommittéerna vid Université de Montréal (#22053, #22054) godkände alla djurförsök. Se tabell 1 för en förteckning över lösningar och deras sammansättning och materialförteckningen för en förteckning över material, utrustning och reagenser som används i detta protokoll.
1. NK-cellisolering, odling och stimulering
- Generera nociceptorneuron intakt (kullmatkontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) och ablated (TRPV1 cre::D TA fl/wt) möss genom att korsa lox-stop-lox-difteritoxinmöss (DTA fl/fl) med TRPV1cre/wt-minnen.
- Använd CO2-inandning för att avliva en naiv kullmatskontroll (TRPV1 wt: :D TAfl / wt) mus.
- Samla mjälten i ett 1,5 ml mikrocentrifugrör innehållande 500 μl steril fosfatbuffrad saltlösning (PBS).
- Homogenisera mjälten med en stöt.
- Späd cellerna med 1 ml steril PBS.
- Filtrera blandningen genom en 50 μm cellsil i ett 15 ml koniskt rör.
- Fyll på volymen (10 ml) med steril PBS.
- Samla 10 μL och räkna cellerna med hjälp av en hemocytometer.
- Centrifugera cellerna (500 × g, 5 min) och ta bort supernatanten.
- Återsuspendera cellerna i en koncentration av 108 celler/ml i kompletterat RPMI 1640-medium.
- Följ tillverkarens instruktioner för att magnetiskt rena mjälte NK-celler med hjälp av en mus NK-cellisoleringssats. Bekräfta NK-cellrenhet med hjälp av flödescytometri11.
- Samla 10 μL och räkna cellerna med hjälp av en hemocytometer.
- Centrifugera cellerna (500 × g, 5 min) och ta bort supernatanten.
- Återsuspendera NK-cellerna i kompletterat RPMI 1640-odlingsmedium (innehållande IL-2 och IL-15).
- Odling 2 × 106 NK-celler/ml i en 96-brunns U-bottenplatta i 48 timmar.
2. DRG-neuronisolering och kultur
- Vid 24 timmar före slutet av NK-cellstimuleringen (steg 1.15), täck en 96-brunnsplatta med 100 μl/brunn laminin (1 ng/ml) och inkubera i 45 min (37 °C).
- Efter inkubation, ta bort lösningen och låt brunnarna lufttorka i ett biosäkerhetsskåp.
- Med hjälp av CO 2-inandning avlivar nociceptorneuron intakt (kullmatkontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) eller ablated (TRPV1cre::D TAfl/wt) möss.
OBS: Co2 inandning föredras framför cervikal dislokation eftersom det undviker att störa ryggmärgsnerverna som är anslutna till DRG. - Säkra musen på brädet i ett benäget läge, lyft huden och skär huden längs dorsalkolonnen. Se Perner et al. för en detaljerad video12.
- Klipp av lumbosakralleden och separera sakrummet från ländryggen med sax.
- Separera ryggraden genom att skära musklerna och revbenen på båda sidor av ryggraden i kranialriktningen tills basen av skallen är nådd.
- Använd sax, skär av ryggraden vid atlanto-occipitalleden.
- Ta bort muskler och fettvävnad från ryggraden.
- Stifta och öppna ryggraden för att ta bort ryggmärgen och få tillgång till DRG. Leta efter DRG i den intervertebrala foramina som är ansluten till ryggmärgen genom dorsalroten men separerad från hjärnhinnorna.
- Skörda DRG: erna i ett 15 ml koniskt rör fyllt med 10 ml iskall kompletterat DMEM.
- Centrifugera preparatet (200 × g, 5 min, rumstemperatur) och ta bort supernatanten.
- Tillsätt 250 μl PBS innehållande Kollagenas IV (1 mg/ml) och Dispase II (2,4 U/ml).
- Inkubera DRG med kollagenas IV/Dispase II (C/D)-lösning (80 min, 37 °C, mild omrörning). Vid sammanslagning av ganglier från flera möss, håll ett förhållande på 125 μL C / D-lösning per ganglion.
- För att inaktivera enzymerna, tillsätt 5 ml kompletterat DMEM-medium.
- Centrifugera lösningen (200 × g, 5 min) och avlägsna försiktigt supernatanten med en pipett.
- För att undvika oönskad cellförlust, lämna ~ 100 μL av supernatanten.
- Tillsätt 1 ml kompletterat DMEM-medium.
- Använd en pipettpistol och tre pasteurpipetter av glas i minskande storlekar, trituera försiktigt (~ 10 upp / ner per Pasteur-pipettstorlek) DRG till en encellsberedning.
- Späd bovint serumalbumin (BSA) i sterilt PBS i en biosäkerhetsskåp till en slutlig koncentration på 15%. Förvara 1 ml alikvoter vid −20 °C.
- Skapa en BSA-gradient i ett 15 ml koniskt rör genom att tillsätta 2 ml steril PBS och långsamt dispensera 1 ml 15% BSA-lösning i botten av röret. Undvik att störa lutningen genom att försiktigt ta bort pipetten.
- Använd en P200-pipett och pipettera långsamt den triturerade ganglisuspensionen (som innehåller neuronerna) på sidan av röret in i gradienten.
- Centrifugera den neuronhaltiga BSA-gradienten (200 × g, 12 min, rumstemperatur). Ställ in centrifugens acceleration och retardation till minsta hastighet.
OBS: Efter centrifugering kommer neuronerna att vara längst ner i röret medan cellresterna kommer att fångas i BSA-gradienten. - Ta försiktigt bort all supernatant med en pipett.
- Återsuspendera cellerna i 500 μL neurobasal.
- Platta 104 neuroner per brunn (200 μL neurobasal/brunn) i en lamininbelagd, platt botten 96-brunnsplatta.
OBS: I genomsnitt kommer en utredare att kunna fylla ~ 8 brunnar per mus. - Odla neuronerna (37 °C, över natten) för att möjliggöra fastsättning.
3. Samkultur och flödescytometri
- Ta långsamt bort neurobasalen från neuronkulturen.
- Efter 48 timmars stimulering med IL-2 och IL-15 (se steg 1.14-1.15), återsuspendera NK-cellerna och tillsätt 105 NK-celler/brunn till neuronkulturen (96-brunns platt bottenplatta).
OBS: I genomsnitt kommer utredaren att kunna fylla ~ 6 brunnar per mus. - Samodling av cellerna i kompletterad neurobasal MX (37 °C, 48 h).
- Samla cellerna, tvätta med PBS (3x) och centrifugera (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Kassera supernatanten och färga cellerna med Viability Dye eFlour-780 (1:1 000, 15 min, 4 °C).
- Samla cellerna, tvätta med PBS (3x) och centrifugera (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Blockera ospecifika platser på cellerna med CD16/32 (1:100, 15 min, 4 °C).
- Samla cellerna, tvätta med PBS (3x) och centrifugera (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Fläcka (15 min, 4 °C) cellerna med BV421 anti-NK-1.1 (1:100), fluoresceinisotiocyanat (FITC) anti-NKp46 (1:100) och phycoerythrin (PE) anti-GM-CSF (1:100).
- Samla cellerna, tvätta med PBS (3x) och centrifugera (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Kassera supernatanten, återsuspendera cellerna i FACS-buffert (500 μL) och immunofenotyp NK-cellerna genom flödescytometri11. Se figur 1A för grindstrategin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
NK-celler renades magnetiskt från kullmatkontroll (TRPV1 wt: :D TAfl / wt) möss splenocyter och stimulerades (48 h) med IL-2 och IL-15. NK-cellerna odlades sedan ensamma eller samodlades med DRG-neuroner skördade från nociceptorneuron intakt (kullmatkontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) eller ablated (TRPV1cre::D TAfl/wt) möss. Cellerna exponerades sedan för TRPV1-agonistkapseln (1 μM) eller dess vehikel. Efter 24 timmars samodling var NK-cellerna FACS-renade och deras aktiveringsnivåer immunfenotypades med hjälp av flödescytometri (figur 1A).
När de odlades ensamma uttryckte NK-celler basala nivåer av GM-CSF och NKp46. När de odlas tillsammans med DRG-neuroner skördade från nociceptor intakta (TRPV1 wt: :D TAfl / wt) möss, kapsaicin stimulering minskade NK-celler uttryck av GM-CSF. Capsaicin hade ingen inverkan på NK-cellaktivering när de odlades tillsammans med DRG-neuroner skördade från nociceptor-ablaterade (TRPV1cre::D TAfl/wt) möss (figur 1A,B). Det är värt att notera att TRPV1cre-medierad cellablation med difteritoxin A (DTA) kommer att eliminera alla TRPV1+ neuroner, peptiderga och icke-peptiderga (MrgD + celler)13,14.
Figur 1: TRPV1 + neuroner styr NK-cellaktivering. NK-celler renades magnetiskt från kullmatkontroll (TRPV1 wt: :D TAfl / wt) möss splenocyter och stimulerades (48 h) med IL-2 och IL-15. NK-cellerna odlades sedan ensamma eller samodlades med DRG-neuroner skördade från nociceptorneuron intakt (kullmatkontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) eller ablated (TRPV1cre::D TAfl/wt) möss. Cellerna exponerades sedan för TRPV1-agonistkapseln (1 μM) eller dess vehikel. Efter 24 timmars samodling var NK-cellerna FACS-renade och deras aktiveringsnivåer immunfenotypades med hjälp av flödescytometri (A). När de odlades ensamma uttryckte NK-celler basala nivåer av GM-CSF och NKp46. GM-CSF-uttrycket minskade när NK-celler samodlades med DRG-neuroner skördade från nociceptorintakta (TRPV1 wt: :D TAfl / wt) möss och stimulerades med capsaicin (A, B). Nivån på NKp46 påverkades inte (A,B). Capsaicin hade ingen inverkan på NK-cellaktivering när de odlades tillsammans med DRG-neuroner skördade från nociceptorablaterade (TRPV1cre::D TAfl/wt) möss (A,B). Representativt FACS-diagram visas (A). Data presenteras som medelvärde ± S.E.M (B). Experimentet upprepades tre gånger och liknande slutsatser erhölls. Antal testade djur visas. n = 5 biologiska replikat/grupp (B). P-värden visas i figuren och bestäms av envägs ANOVA post-hoc Bonferroni (B). Förkortningar: TRPV1 = övergående receptorpotential katjonkanal underfamilj V medlem 1; NK = naturlig mördare; DTA = difteritoxin A; DRG = dorsalrot ganglion; FACS = fluorescensaktiverad cellsortering; GM-CSF = granulocyt-makrofagkolonistimulerande faktor; Veh = fordon; Keps = capsaicin. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
| Lösning | Sammansättning | ||
| Kollagenas/Dispase (C/D) | Sterilt PBS kompletterat med kollagenas (1 mg/ml) och Dispase II (2,4 U/ml) | ||
| DMEM | Steril DMEM kompletterad med FBS (10%), penicillin (100 I.U.) och streptomycin (100 μg/ml) | ||
| Kompletterad RPMI 1640 | Steril RMPI 1640 kompletterad med penicillin (100 I.U.), streptomycin (100 μg/ml), fetalt bovint serum (10%), L-glutamin (300 ng/ml), musrekombinant IL-2 (200 U/ml) och musrekombinant IL-15 (10 ng/ml) | ||
| Neurobasala | Steril neurobasal kompletterad med penicillin (100 I.U.), streptomycin (100 μg/ml), L-glutamin (200 μM), B-27 (2%), NGF (50 ng/ml) och GDNF (2 ng/ml) | ||
| Neurobasal MX | Steril neurobasal kompletterad med penicillin (100 I.U.), streptomycin (100 μg/ml), L-glutamin (200 μM), B-27 (2%), NGF (50 ng/ml), GDNF (2 ng/ml), musrekombinant IL-2 (200 U/ml) och musrekombinant IL-15 (10 ng/ml) | ||
| FACS-sorteringsbuffert | Steril PBS kompletterad med FBS (2%) och EDTA (1 mM) | ||
Tabell 1: Lista över lösningar och medier som används i detta protokoll. Förkortningar: NGF = nervtillväxtfaktor; GDNF = glialcell-härledd neurotrofisk faktor; FBS = fetalt bovint serum; PBS = fosfatbuffrad saltlösning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Davies et al.11 fann att skadade nervceller uppreglerar RAE1. Via cell-cellkontakt kunde NKG2D-uttryckande NK-celler sedan identifiera och eliminera RAE1+ neuroner, vilket i sin tur begränsar kronisk smärta11. Med tanke på att NK-celler också uttrycker olika neuropeptidreceptorer, och att dessa neuropeptider är kända för sin immunmodulerande förmåga, verkar det allt viktigare att studera interaktionen mellan NK-celler och nociceptorneuroner in vitro. Här utformade vi ett enkelt samodlingsprotokoll som gör det möjligt för utredare att studera hur neuroner styr NK-cellens funktion, och ömsesidigt, hur NK-celler kan modulera funktionen hos DRG-neuroner. Flödescytometri användes för att immunofenotyp hur nervceller modulerar NK-cellaktivering. Alternativt kan utredare använda qPCR- eller RNA-sekvensering för att mäta transkriptförändringar i FACS-renade celler eller analysera utsöndringen av utsöndrade faktorer, såsom cytokiner eller neuropeptider, med hjälp av ELISA. Rådata deponeras och är fritt tillgängliga på www.talbotlab.com.
Här fann vi att TRPV1 + nociceptorneuroner, sekundära till verkan av capsaicin, blockerar NK-cellaktivering (GM-CSF-uttryck). Medan capsaicin som används i hög koncentration kan försämra NK-cellfunktioner14, uteslöt vi denna möjlighet experimentellt eftersom NK-cellaktiviteten inte påverkades av capsaicin (1 μM) exponering i frånvaro av peptiderga neuroner (TRPV1cre: :D TAfl / wt). Eftersom capsaicin leder till kalciuminflöde och deras efterföljande frisättning i neuropeptider, tyder dessa data på att NK-cellaktivering därför sannolikt är sekundär till verkan av lösliga faktorer som frigörs av neuroner. Därför var en sådan samodlingsmetod användbar för att studera hur frisättningen av neuropeptider kan modulera NK-cellfunktionen. Förutom lösliga faktorer kommer de lokala cell-cellinteraktionerna mellan de två celltyperna sannolikt också att modulera deras funktioner, något som bör testas experimentellt (t.ex. att jämföra effekten av konditionerat medium med det av samodling).
Sammantaget tyder ett sådant samspel på att NK-cellfunktionen sannolikt är inställd av nociceptorneuronterminaler inom vävnadsmikromiljön. Dessa data betonar vikten av att bedöma inflammatoriska svar holistiskt genom att samtidigt studera rollen för nervceller och medfödda immunceller (dvs. NK-celler). Till exempel spelar NK-cell-neuron överhörning sannolikt en viktig biologisk roll i sammanhang som sträcker sig från nervskada, vävnadsskada, bakteriell eller virusinfektion till maligniteter. Framtida arbete, inklusive användningen av denna samodlingsmetod, behövs för att bedöma effekterna av neuron-NK-cellsamspelet i hälsa och sjukdom.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av The New Frontiers in Research Fund (NFRFE201901326), Canadian Institutes of Health Research (162211, 461274, 461275), Canadian Foundation for Innovation (37439), Canada Research Chair-programmet (950-231859), Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (RGPIN-2019-06824) och Fonds de Recherche du Québec Nature et technologies (253380).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-mouse CD16/32 | Jackson Laboratory | Cat no: 017769 | |
| B-27 | Jackson Laboratory | Cat no: 009669 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) culture grade | World Precision Instruments | Cat no: 504167 | |
| BV421 anti-mouse NK-1.1 | Fisher Scientific | Cat no: 12430112 | |
| Cell strainer (50 μm) | Fisher Scientific | Cat no: A3160702 | |
| Collagenase IV | Fisher Scientific | Cat no: 15140148 | |
| Diphteria toxinfl/fl | Fisher Scientific | Cat no: SH3057402 | |
| Dispase II | Fisher Scientific | Cat no: 13-678-20B | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) | Fisher Scientific | Cat no: 07-200-95 | |
| EasySep Mouse NK Cell Isolation Kit | Sigma | Cat no: CLS2595 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | Sigma | Cat no: C0130 | |
| FACSAria III | Sigma | Cat no: 04942078001 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Sigma | Cat no: 806552 | |
| FITC anti-mouse NKp46 | Sigma | Cat no: L2020 | |
| Flat bottom 96-well plate | Sigma | Cat no: 03690 | |
| Glass Pasteur pipette | Sigma | Cat no: 470236-274 | |
| Glial cell line-derived neurotrophic factor (GDNF) | VWR | Cat no: 02-0131 | |
| Laminin | Cedarlane | Cat no: 03-50/31 | |
| L-Glutamine | Gibco | Cat no: A14867-01 | |
| Mouse recombinant IL-15 | Gibco | Cat no: 22400-089 | |
| Mouse recombinant IL-2 | Gibco | Cat no: 21103-049 | |
| Nerve Growth Factor (NGF) | Life Technologies | Cat no: 13257-019 | |
| Neurobasal media | PeproTech | Cat no: 450-51-10 | |
| PE anti-mouse GM-CSF | PeproTech | Cat no: 212-12 | |
| Penicillin and Streptomycin | PeproTech | Cat no: 210-15 | |
| Pestles | Stem Cell Technology | Cat no: 19855 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Biolegend | Cat no: 108732 | Clone PK136 |
| RPMI 1640 media | Biolegend | Cat no: 137606 | Clone 29A1.4 |
| TRPV1Cre | Biolegend | Cat no: 505406 | Clone MP1-22E9 |
| Tweezers and dissection tools. | Biolegend | Cat no: 65-0865-14 | |
| U-Shaped-bottom 96-well plate | Biolegend | Cat no: 101319 | |
| Viability Dye eFlour-780 | Becton Dickinson |
References
- Berta, T., Qadri, Y., Tan, P. H., Ji, R. R. Targeting dorsal root ganglia and primary sensory neurons for the treatment of chronic pain. Expert Opinion on Therapeutic Targets. 21 (7), 695-703 (2017).
- Baral, P., et al. Nociceptor sensory neurons suppress neutrophil and gammadelta T cell responses in bacterial lung infections and lethal pneumonia. Nature Medicine. 24, 417-426 (2018).
- Binshtok, A. M., et al.
- Chesne, J., Cardoso, V., Veiga-Fernandes, H.
- Samad, T. A., et al. Interleukin-1beta-mediated induction of Cox-2 in the CNS contributes to inflammatory pain hypersensitivity. Nature. 410 (6827), 471-475 (2001).
- Godinho-Silva, C., et al. Light-entrained and brain-tuned circadian circuits regulate ILC3s and gut homeostasis. Nature. 574, 254-258 (2019).
- Talbot, J., et al. Feeding-dependent VIP neuron-ILC3 circuit regulates the intestinal barrier. Nature. 579, 575-580 (2020).
- Raulet, D. H., Gasser, S., Gowen, B. G., Deng, W., Jung, H. Regulation of ligands for the NKG2D activating receptor. Annual Review of Immunology. 31, 413-441 (2013).
- Vivier, E., et al. Innate or adaptive immunity? The example of natural killer cells. Science. 331, 44-49 (2011).
- Davies, A. J., et al. Natural Killer Cells Degenerate Intact Sensory Afferents following Nerve Injury. Cell. 176, 716-728 (2019).
- Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2, 100333 (2021).
- Goswami, S. C., et al. Molecular signatures of mouse TRPV1-lineage neurons revealed by RNA-Seq transcriptome analysis. Journal of Pain. 15, 1338-1359 (2014).
- Mishra, S. K., Tisel, S. M., Orestes, P., Bhangoo, S. K., Hoon, M. A. TRPV1-lineage neurons are required for thermal sensation. EMBO J. 30, 582-593 (2011).
- Kim, H. S., et al. Attenuation of natural killer cell functions by capsaicin through a direct and TRPV1-independent mechanism. Carcinogenesis. 35, 1652-1660 (2014).
