Summary
Das Elektrokardiogramm (EKG) ist die Schlüsselvariable zum Verständnis der kardialen Elektrophysiologie. Körperliche Bewegung hat positive Auswirkungen, kann aber auch im Zusammenhang mit Herz-Kreislauf-Erkrankungen schädlich sein. Dieses Manuskript stellt eine Methode zur Aufzeichnung von Echtzeit-EKGs während des Trainings vor, die dazu dienen kann, ihre Auswirkungen auf die kardiale Elektrophysiologie bei Mäusen zu untersuchen.
Abstract
Regelmäßige körperliche Bewegung trägt wesentlich zur kardiovaskulären Gesundheit bei und beeinflusst verschiedene metabolische sowie elektrophysiologische Prozesse. Bei bestimmten Herzerkrankungen wie erblichen Arrhythmie-Syndromen, z. B. der arrhythmogenen Kardiomyopathie (ACM) oder der Myokarditis, kann sich körperliche Betätigung jedoch negativ auf das Herz auswirken und zu einer proarrhythmogenen Substratproduktion führen. Derzeit sind die zugrunde liegenden molekularen Mechanismen des trainingsbedingten proarrhythmogenen Umbaus weitgehend unbekannt, so dass unklar bleibt, welche Häufigkeit, Dauer und Intensität des Trainings im Zusammenhang mit Krankheit(en) als sicher angesehen werden kann.
Die vorgeschlagene Methode ermöglicht es, proarrhythmische/antiarrhythmische Effekte von körperlicher Betätigung zu untersuchen, indem Laufbandtraining mit Echtzeitüberwachung des EKGs kombiniert wird. Implantierbare Telemetriegeräte werden verwendet, um das EKG von sich frei bewegenden Mäusen über einen Zeitraum von bis zu 3 Monaten sowohl in Ruhe als auch während des Laufbandtrainings kontinuierlich aufzuzeichnen. Die Datenerfassungssoftware mit ihren Analysemodulen dient zur Analyse grundlegender EKG-Parameter wie Herzfrequenz, P-Wellen-Dauer, PR-Intervall, QRS-Intervall oder QT-Dauer in Ruhe, während und nach dem Training. Des Weiteren werden die Parameter der Herzratenvariabilität (HRV) und das Auftreten von Herzrhythmusstörungen ausgewertet. Kurz gesagt, beschreibt dieses Manuskript einen schrittweisen Ansatz zur experimentellen Untersuchung von trainingsinduzierten Effekten auf die kardiale Elektrophysiologie, einschließlich eines möglichen proarrhythmogenen Umbaus in Mausmodellen.
Introduction
Regelmäßige körperliche Aktivität ist wichtig für ein gesundes Leben. Bestimmte Herz-Kreislauf-Erkrankungen führen jedoch zu Situationen, in denen diese Übereinstimmung des gesunden Menschenverstandes zumindest fragwürdig ist. Bei Patienten mit Myokarditis zeigen die aktuellen Daten sogar unerwünschte Auswirkungen von körperlicher Betätigung, so dass es bei diesen Patienten empfohlen wird, alle körperlichen Betätigungen für einen bestimmten Zeitraum zu unterbrechen 1,2,3. Bei anderen kardiovaskulären Erkrankungen (CVD) wie z. B. erblichen Arrhythmie-Syndromen gibt es vergleichsweise weniger Evidenz über das angemessene Maß an körperlicher Betätigung 4,5,6,7, was die klinische Beratung in diesen Fällen, vor allem für junge und körperlich aktive Patienten, sehr schwierig macht.
Unerwünschtes Remodeling, das zu verminderter Kontraktilität und Herzinsuffizienz führt, und proarrhythmogenes Remodeling, das zu Herzrhythmusstörungen und plötzlichem Herztod führt, wurden als Kennzeichen für belastungsbedingte schädliche Auswirkungen auf das Herz vorgeschlagen8. Eine Vielzahl von Studien weist auf positive Auswirkungen moderater körperlicher Betätigung auf ein breites Spektrum verschiedener Krankheiten hin 9,10. Umfangreiches Training kann sich jedoch nachteilig auf das Herz auswirken und insbesondere bei ansonsten gesunden Sportlern zu Herzrhythmusstörungen führen11. Obwohl strukturelle Umbauprozesse, die zu einer vulnerablen proarrhythmischen Substratproduktion führen, dieser paradoxen Situation zugrunde liegen können, wie bei Marathonläufern gezeigt wurde12, sind die spezifischen Mechanismen des trainingsbedingten nachteiligen Umbaus sowohl bei gesunden Menschen als auch bei Patienten mit Herz-Kreislauf-Erkrankungen weitgehend unbekannt.
Bei Tieren, insbesondere bei Mäusen, wurden mehrere geeignete Modelle entwickelt, um ein breites Spektrum von Herz-Kreislauf-Erkrankungen nachzuahmen13,14. Außerdem wurden bei Mäusen verschiedene Übungsmodelle und Trainingsprotokolle etabliert 15,16,17, darunter motorisiertes Laufbandtraining, freiwilliges Radlaufen (VWR) und Schwimmen17,18. Die Beurteilung der kardialen Elektrophysiologie durch EKG-Monitoring hängt klassischerweise von einer direkten leitenden Verbindung zwischen dem Tier und einer Art Detektionsgerät ab. So müssen Tiere entweder betäubt werden, z. B. um EKG-Aufzeichnungen unter Verwendung scharfer Elektroden19 zu erhalten, oder Tiere müssen durch einen Rückhalteapparat 20 ruhiggestellt werden, oder die Datenqualität wird aufgrund von Bewegungsartefakten verringert, z. B. bei Verwendung von Pfotenelektroden21 oder leitfähigen Plattformen22, die nur eine grundlegende Analyse ermöglichen. Daher ist keiner der oben genannten Ansätze mit Trainingsprotokollen kompatibel und verhindert folglich Studien zu trainingsbezogenen Mechanismen, die zu einem nachteiligen Remodeling bei Mäusen führen. Implantierbare Telemetriegeräte können diese Hürden überwinden und sind heutzutage das leistungsstärkste Werkzeug und der Goldstandard, um die Elektrophysiologie von Mäusen in vivo bei bewussten und sich bewegenden Tieren zu bewerten23,24. Aktuelle Telemetrie-Hardwarelösungen wurden entwickelt, um Mäuse in ihren Käfigen zu überwachen25,26, und erfordern in der Regel, dass ein Empfänger zur Datenerfassung unter dem Käfig platziert wird, was die Echtzeitüberwachung außerhalb dieser Umstände zu einer Herausforderung macht. In dieser Arbeit stellen wir einen Ansatz vor, um die Auswirkungen von Bewegung auf die kardiale Elektrophysiologie und Arrhythmogenese durch Echtzeit-EKG-Aufzeichnung während des Laufbandtrainings bei Mäusen mit implantierten Telemetriegeräten zu untersuchen. Alle erhaltenen Parameter wurden analysiert, wie zuvor von Tomsits et al.23 beschrieben.
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Protocol
Alle tierexperimentellen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Tierpflege- und Ethikkommission der Universität München durchgeführt und alle Verfahren wurden von der Bayerischen Staatsregierung, München, Deutschland genehmigt (ROB-55.2-2532.Vet_02-16-200). In dieser Studie wurden vier männliche, selbst gezüchtete C57BL/6N-Mäuse verwendet.
1. Vorbereitung und chirurgische Implantation des Senders
HINWEIS: Ein detailliertes Protokoll der Transmittervorbereitung und -implantation finden Sie in McCauley et al.26.
- Vorbereitung des Senders
- Verwenden Sie neue Sender direkt, da diese steril sind. Wenn Transmitter wiederverwendet werden, reinigen Sie das Gerät, indem Sie es in Kochsalzlösung legen, um Blutflecken zu entfernen, und entfernen Sie alle Gewebefragmente, die am Transmitter und den Bleielektroden haften. Tauchen Sie den Sender nach der Erstreinigung ggf. 4 h lang in eine 1%ige Reinigungslösung (siehe Materialtabelle), um den Sender weiter zu reinigen.
- Aktivieren Sie den Sender, indem Sie den mitgelieferten Magneten in unmittelbarer Nähe platzieren. Testen Sie nach der Aktivierung das Signal des Senders mit einem Funkgerät bei einer AM-Frequenz von 530 Hz. Ein scharfer und deutlicher Piepton zeigt an, dass der Sender aktiviert ist, während ein inaktivierter Sender kein Signal gibt.
- Chirurgische Vorbereitung und Implantation
HINWEIS: Alle chirurgischen Eingriffe müssen unter sauberen und sterilen Bedingungen durchgeführt werden.- Desinfizieren Sie alle Oberflächen und wiederverwendbaren Geräte vor dem Gebrauch und verwenden Sie sterile Einwegartikel, z. B. Gaze, Handschuhe usw.
- Bereiten Sie die Leitungen des Senders vor, indem Sie sie auf optimale Längen kürzen, die negative (weiße) Mine auf ca. 3,5 cm und die positive (rote) Mine auf 2,5 cm. Entfernen Sie den rot-weißen Isoliermantel an der Spitze der Elektroden, indem Sie einen kleinen Schnitt machen, um 5-7 mm des leitenden Drahtes freizulegen.
HINWEIS: Diese Längen werden für 9-12 Wochen alte BALB/c- oder C57BL/6-Mäuse mit einem Gewicht von ~25 g empfohlen. Passen Sie an, ob die in der Studie verwendeten Tiere größer/schwerer sind. - Beachten Sie das Gewicht des Senders und das Körpergewicht der Maus. Beachten Sie auch die Seriennummer und die Kalibrierwerte des von DSI bereitgestellten Messumformers.
HINWEIS: Das Körpergewicht des Tieres wird verwendet, um die Dosierung von Anästhetika und Analgetika zu berechnen. Das anfängliche Körpergewicht wird auch als Referenz verwendet, um die Genesung des Tieres nach der Operation zu bewerten. - Anästhesieren Sie die Maus in einer Induktionskammer, die an einen Isofluran-Verdampfer angeschlossen ist, der mit 2%-3% Isofluran (vol/vol) gespült wird, angetrieben von 1 l/min 100% Sauerstoff. Warten Sie, bis die Narkose vollständig eingetreten ist, und überprüfen Sie den Zehen- und Lidreflex, um sicherzustellen, dass die Narkose in der richtigen Tiefe ist, bevor Sie fortfahren.
- Legen Sie anschließend das betäubte Tier in Rückenlage und verwenden Sie eine Salbe (siehe Materialtabelle), um ein Austrocknen der Augen während des Eingriffs zu verhindern. Führen Sie den chirurgischen Eingriff unter sauberen Bedingungen in einem Operationssaal durch, um die Körpertemperatur der Maus bei 37 °C zu halten. Setzen Sie eine Rektalsonde als Temperatursensor ein.
- Aufrechterhaltung der Anästhesie durch kontinuierliche Anwendung von Isofluran (1,5%-2%). Injizieren Sie Fentanyl (0,50 μg/g) intraperitoneal zur Analgesie. Schließen Sie einen Adsorber an die Beatmungseinrichtung an, um zu verhindern, dass überschüssiges Gas in den Operationssaal entweicht (empfohlen).
- Führen Sie Nadel-EKG-Elektroden in beide Arme und die Erdungselektrode in das linke Bein der Maus ein, um eine Elektroden-I-EKG-Konfiguration zur Überwachung des EKGs während der Operation und zum Abrufen des Ausgangs-EKGs zu erhalten.
- Rasieren Sie den Bauch und die Brust und desinfizieren Sie den Operationsbereich mit Chlorhexidin/Alkohol (siehe Materialtabelle). Verwenden Sie eine Pinzette, um die Haut zu straffen, und führen Sie einen 1,5-2 cm langen Bauchschnitt in der ventralen Mittellinie mit einer Schere (Laparotomie) durch.
- Machen Sie eine subkutane Tasche (ca. 1 mm) in der oberen rechten Brust und der unteren linken Brust unterhalb des Herzens, um die Elektrodenleitungen zu platzieren, wie in Abbildung 1 gezeigt.
- Platzieren Sie den Senderkörper vorsichtig im Bauchfell über dem Darm. Führen Sie eine 14-G-Nadel subkutan aus beiden Taschen in der oberen rechten Brusttasche und der unteren linken Brusttasche ein, um einen Tunnel für die Elektrodenpositionierung zu schaffen.
- Führen Sie die roten und weißen Elektroden durch die Nadel, um sie in einer Elektroden-II-Konfiguration zu platzieren. Positionieren und fixieren Sie die Elektrodenspitzen mit 6,0 Nähten, positiver Elektrode (rot) im unteren linken Brustkorb und negativer Elektrode (weiß) im oberen rechten Brustkorb.
- Vernähen Sie alle Schnitte mit 6.0-Nähten und tragen Sie Desinfektionsmittel (siehe Materialtabelle) auf die Wunden auf. Bringen Sie das Tier in einen Auffangkäfig (nur ein Tier/Käfig) und stellen Sie es unter eine Wärmequelle, um die Körpertemperatur bis zur vollständigen Genesung der Narkose aufrechtzuerhalten. Erst nach vollständiger Genesung und der Fähigkeit, das Brustbein aufrecht zu halten, kann das Tier bei Bedarf wieder in Gesellschaft gebracht werden.
- Verabreichen Sie dem Tier nach der Operation eine ausreichende Dosis Analgetika und Antibiotika. Verwenden Sie Carprofen (5 μg/g) als Analgetikum und Enrofloxacin (5 μg/g) als Antibiotikum. Überwachen Sie die Wunde in regelmäßigen Abständen, um sicherzustellen, dass keine Entzündung oder Wunddehiszenz auftritt.
- Nach 7-10 Tagen Erholungsphase nach der Operation ist das Tier bereit, sich dem Laufbandtraining zu unterziehen. Stellen Sie sicher, dass die Wunden gut verheilt sind und die Maus gesund ist, bevor Sie mit dem Training beginnen.
HINWEIS: Nach Abschluss des Versuchszeitraums ist für die Verwendung von Telemetriesendern keine spezielle Euthanasiemethode erforderlich. Die Wahl der Methode hängt von der anschließenden Analyse und ihren spezifischen Anforderungen an den Gewebezustand sowie von den örtlichen Tierpflegevorschriften und der Genehmigung der jeweiligen lokalen Ethikkommission ab.
2. Datenerfassung
- Vorbereitungen
- Um die Datenerfassung zu starten, setzen Sie den Tierkäfig auf den Signalempfänger. Verbinden Sie den Signalempfänger mit dem Datenerfassungssystem, das aus einer Datenaustauschmatrix und einer Signalschnittstelle besteht. Schließen Sie das Datenerfassungssystem mit der Erfassungssoftware zur Datenvisualisierung an einen Computer an (siehe Einrichtungsdetails in Abbildung 2A).
- Starten Sie die Software, bestätigen Sie Benutzername und Lizenz auf dem folgenden Bildschirm und klicken Sie dann auf Weiter. Klicken Sie auf Hardware , um den Sender und das Signalempfängergerät einzurichten. Wählen Sie Physio Tel/HD (MX2) Konfiguration bearbeiten , um ein Konfigurationsfenster zu öffnen.
- Wählen Sie MX2-Konfiguration in der Listenansicht der Registerkarte "Konfiguration", um alle verfügbaren Sender und deren Seriennummern in der Spalte "Verfügbar" anzuzeigen. Klicken Sie auf den implantierten Sender und ziehen Sie ihn von der verfügbaren Spalte in die ausgewählte Spalte.
HINWEIS: Wenn ein Sender in der ausgewählten Spalte aufgeführt ist, wird er auch zur MX2-Konfiguration auf der Registerkarte "Konfiguration" ganz links hinzugefügt. - Farbige Symbole neben der Seriennummer des Senders zeigen den Status an. Prüfstatus für alle Sender: grün mit Häkchen = Transmitter ist synchronisiert und bereit; rot mit Ausrufezeichen = Sender derzeit nicht verfügbar, z.B. gerade in einem Experiment auf einem anderen System konfiguriert; gelb = Sender synchronisiert oder hat keine Empfänger angeschlossen. Stellen Sie sicher, dass grünes Licht die nominale Datenübertragung anzeigt.
- Um den Sender zu konfigurieren, wählen Sie die Seriennummer des hinzugefügten Senders aus und klicken Sie auf Neues Implantat erstellen. Wählen Sie ETA-F10 aus dem Dropdown-Menü des Implantatmodells aus, um die Implantatdetails anzuzeigen.
- Wählen Sie das Modell und die Seriennummer des Empfängers aus einem Menü ganz links des/der Empfänger(s) aus, der/die mit dem Implantat verbunden ist/sind. Unter diesem Menü wird eine Liste der angeschlossenen und angeschlossenen Empfänger mit einem Kontrollkästchen angezeigt.
- Klicken Sie auf Nach ETA-Implantat suchen , um dem implantierten Sender einen Signalempfänger zuzuweisen. Öffnen Sie das Menü Signaltyp und wählen Sie EKG mit einer Abtastrate von 1.000 Hz. Geben Sie die Kalibrierungswerte auf der Rückseite der Implantatverpackung ein. Wählen Sie Speichern &; Beenden aus.
- Klicken Sie in der Menüleiste auf Setup und wählen Sie Subject Setup. Ein Dialogfeld mit Betreffdetails wird angezeigt. Geben Sie den gewünschten Dateinamen ein, der in der Betreffeinrichtung gespeichert wird.
- Wählen Sie das Geschlecht des Tieres aus und wählen Sie Maus aus dem Dropdown-Menü der Spezies. Öffnen Sie das Dropdown-Menü Analyse und wählen Sie EKG (Modul) aus. Ändern Sie bei Bedarf die Standardbeschriftung in EKG und die Einheiten in mV. Wählen Sie den Auslöser neben EKG aus.
- Klicken Sie im Menü ganz rechts unter dem Namen des Betreffs auf EKG, um das Menü mit den Kanaldetails zu öffnen. Wählen Sie die gewünschten EKG-Parameter wie Num (Zyklusnummer), HR (Herzfrequenz) oder Intervalle wie PR-I, QT-I, RR-I, QRS usw. aus. aus der Parameterliste.
- Um die Anzeige einzurichten, klicken Sie in der Menüleiste auf Setup und wählen Sie Experiment Setup. Ein Setup-Dialogfeld wird angezeigt. Wählen Sie das Diagramm-Setup aus dem Menü ganz rechts, um bis zu 16 grafische Fenster zu definieren, die sowohl Rohdaten, z. B. EKG-Signale, als auch abgeleitete Parameter, z. B. XY-Schleife, HF-Trend , enthalten. Um das EKG anzuzeigen, aktivieren Sie das Kontrollkästchen Seite aktivieren für Seite 1.
- Laufbandtraining mit simultaner EKG-Aufzeichnung in Echtzeit
- Bereiten Sie einen Versuchsaufbau wie in Abbildung 2B gezeigt für ein 2-spuriges Laufband mit Echtzeit-EKG-Überwachung während des Trainings vor.
Anmerkungen: Ein 5-spuriges Laufband für Nagetiere (siehe Materialtabelle) für das Training wird empfohlen. Der Aufbau besteht aus einem Förderband, das in fünf Lauffächer unterteilt ist, und einer Steuereinheit mit Touchscreen. Jedes Lauffach besteht aus einer transparenten Plexiglasbox mit Deckel, die auf dem Förderband montiert ist. Jedes Fach verfügt über ein Elektroschockgitter, in dem kurze elektrische Impulse als Anreiz dienen, um das Tier am Laufen zu halten. Jedes Fach ist einzeln mit dem Steuergerät verbunden, um eine fachspezifische Einstellung der Stoßintensität zu ermöglichen. Das Steuergerät kann die zurückgelegte Strecke, die Anzahl der Stöße und die Gesamtdauer der Stöße anzeigen. Da sich alle Fächer das gleiche Förderband teilen, können Geschwindigkeit und Neigung nur für alle Fächer gleichzeitig angepasst werden. - Um eine gute Signalübertragung während des Trainings zu ermöglichen, platzieren Sie den Signalempfänger oben auf der Box und legen Sie die Laufspur mit dem Tier fest, wie in Abbildung 2B gezeigt. Die genaue Position des Signalempfängers auf der Laufbahn unterscheidet sich zwischen den einzelnen Tieren aufgrund unterschiedlicher Signal-Rausch-Verhältnisse.
- Bewegen Sie den Signalempfänger, bis die optimale Position auf der Fahrspur gefunden ist. Führen Sie dazu ein Testexperiment mit einem trainierten Tier durch und notieren Sie sich die Position mit dem besten Signal-Rausch-Verhältnis. Nutzen Sie diese optimale Position für das eigentliche Experiment.
Anmerkungen: Aufgrund der Größe des Signalempfängers und der Platzierung des Empfängers senkrecht zur Achse der Laufbahnen (wie in Abbildung 2B gezeigt) können in dieser Konfiguration nur zwei Tiere gleichzeitig mit EKG-Überwachung trainieren.
- Bewegen Sie den Signalempfänger, bis die optimale Position auf der Fahrspur gefunden ist. Führen Sie dazu ein Testexperiment mit einem trainierten Tier durch und notieren Sie sich die Position mit dem besten Signal-Rausch-Verhältnis. Nutzen Sie diese optimale Position für das eigentliche Experiment.
- Teilen Sie das Laufbandtraining in die folgenden zwei Phasen auf.
- Akklimatisierungsphase: Zeit, in der das Tier an die Trainingsbedingungen angepasst wird. Führen Sie ein 1-wöchiges Akklimatisierungsprotokoll durch, wie in Tabelle 1 gezeigt, mit der Laufgeschwindigkeit und der Trainingszeit für jeden Tag wie beschrieben.
- Trainingsphase: Nach der Akklimatisierung trainieren Sie das Tier mit einer festen Geschwindigkeit für eine festgelegte Zeit pro Tag für insgesamt X Tage. Führen Sie für dieses Protokoll ein 5-tägiges Trainingsprogramm über 3 Wochen mit einer konstanten Geschwindigkeit von 25 cm/s und einer Dauer von 60 Minuten/Tag durch (Tabelle 2). Gönnen Sie nach 5 Tagen Training eine 2-tägige Pause vor der nächsten Trainingswoche.
HINWEIS: X definiert die Gesamtzahl der Trainingstage und wird auf der Grundlage des Versuchsziels definiert.
- Schalten Sie das Laufband ein. Stellen Sie die Steigung, Geschwindigkeit und Stoßintensität des Laufbandes gemäß dem Trainingsprotokoll ein. Verwenden Sie eine Steigung von 5°, was zu einer moderaten Belastung führt (empfohlen). Verwenden Sie die gleiche Neigung für die Akklimatisierungsphase und die Trainingsphase.
HINWEIS: Die Neigung des Laufbandes definiert die Trainingsintensität; Wählen Sie die gewünschte Neigung. Das Trainingsprotokoll kann je nach Versuchsziel variieren. - Drücken Sie im Steuergerät auf Einstellungen und wählen Sie Rastertest. Es öffnet sich ein Bildschirm zur Auswahl der Rastergröße. Wählen Sie Mäuse aus. Es erscheint ein Rastertestbildschirm mit zwei Untertests: Schocktest und Reinigungstest. Drücken Sie auf Start, um den Schocktest zu starten. Eine Meldung, die den Benutzer vor Testschocks warnt, wird angezeigt. Um den Test zu starten, bestätigen Sie die Warnung, indem Sie den Bildschirm berühren.
- Legen Sie den leitfähigen Teil des mit dem Laufband gelieferten Schwammzubehörs auf das Gitter des Laufbands. Platzieren Sie es, bis das Wort Pass auf dem Bildschirm erscheint. Testen Sie alle Raster auf diese Weise. Der Test endet automatisch, nachdem alle Fahrspuren ihn erfolgreich passiert haben, kann aber jederzeit vom Benutzer durch Drücken der Stopp-Taste gestoppt werden.
- Um mit dem Reinigungstest fortzufahren, drücken Sie die >> -Taste und Start und warten Sie, bis der Test ausgeführt wird. Auch dieser Test stoppt automatisch, sobald alle Fahrspuren ihn passiert haben. Wenn der Test fehlschlägt, wird eine Warnmeldung auf dem Bildschirm angezeigt. Berühren Sie die Nachricht, um das Ergebnis anzuzeigen.
Anmerkungen: Diese Tests werden durchgeführt, um die Sauberkeit und Funktion des Gitters zu überprüfen. Die Gitter müssen sauber sein, um eine gute Tiererkennung und anschließend eine korrekte Abgabe des elektrischen Reizes bei Bedarf zu gewährleisten. Wenn der Test fehlschlägt, reinigen Sie die Gitter, prüfen Sie, ob alle Kabel richtig angeschlossen sind, und wiederholen Sie den Test. - Bringen Sie das Tier in den Auslaufraum. Setzen Sie den Signalempfänger auf die durchsichtige Box und verbinden Sie den Signalempfänger über das Verbindungskabel mit dem Datenerfassungssystem, das aus einer Datenaustauschmatrix und einer Signalschnittstelle besteht, die wiederum mit einem Computer verbunden ist, auf dem die Erfassungssoftware läuft, um das EKG-Signal während des Experiments anzuzeigen.
- Drücken Sie Start , um in den Ausführungsmodus zu wechseln. Die Tiere erhalten bei Kontakt mit dem Stromnetz einen kurzen elektrischen Impuls, der das Tier in Richtung Laufbahn weiterleitet. Verwenden Sie eine minimale Schockintensität von 0,1 mA. Dies reicht aus, um die Tiere zu motivieren, ist aber in der EKG-Aufzeichnung nicht sichtbar. Versuchen Sie, Futterpellets außerhalb der Lauflinien in Sichtweite des Tieres zu platzieren, um es zu motivieren.
HINWEIS: Der vom Hersteller angegebene Bereich für Stromschläge beträgt 0,1 mA-2 mA. Eine Erhöhung der Schockintensität kann bei verschiedenen Mausstämmen oder unter unterschiedlichen Versuchsbedingungen erforderlich sein, dennoch empfehlen wir, die niedrigstmögliche Schockintensität zu verwenden. Um die Stromschläge insgesamt zu reduzieren, versuchen Sie alternativ, das Tier auf der Laufspur zu halten, indem Sie es sanft drücken, z. B. mit Wattestäbchen, oder indem Sie es mit einem sanften Druckluftstoß stimulieren. Wenn die Tiere gut trainiert sind, können das Stromnetz und die Laufbahn durch ein Stück Styropor getrennt werden, um unerwünschte Stöße zu vermeiden. - Wenn ein Tier nicht trainiert und auch mit einem Elektroschock nicht motiviert werden kann, entfernen Sie es aus dem Trainingsprotokoll für diesen Tag, wenn innerhalb der ersten 15 Minuten des Versuchs keine Verbesserung eintritt.
- Lassen Sie das Tier nach Abschluss des Trainings 5 Minuten ruhen, bevor Sie es wieder in den Käfig zurückbringen. Nehmen Sie den Signalempfänger aus der transparenten Box und platzieren Sie ihn wieder unter dem Käfig, wie in Abbildung 2A gezeigt. Schalten Sie das Laufband aus, um unerwünschte Stöße zu vermeiden.
- Reinigen Sie das Laufbandband, die Lauffächer und das Stromnetz mit alkoholfreiem Reinigungsmittel. Saubere Bahnen führen zu besseren Trainingsergebnissen.
HINWEIS: Während des Trainings ist es wichtig, die Bahnen ständig zu reinigen, da die Tiere aufhören, auf schmutzigen Bahnen zu laufen. Wir verwenden Ohrstöpsel aus Baumwolle, um Tierkot während des Trainings loszuwerden.
- Bereiten Sie einen Versuchsaufbau wie in Abbildung 2B gezeigt für ein 2-spuriges Laufband mit Echtzeit-EKG-Überwachung während des Trainings vor.
3. Datenanalyse
HINWEIS: Abhängig von den individuellen Forschungszielen können verschiedene Parameter ermittelt und analysiert werden. Dieses Protokoll konzentriert sich auf zwei Aspekte: die Analyse quantitativer EKG-Merkmale und des Auftretens von Arrhythmien vor, während und nach dem Training unter Verwendung eines Ansatzes, der zuvor von Tomsits etal.23 beschrieben wurde; und Analyse der Herzratenvariabilität (HRV)27.
- EKG-Analyse
- Eine detaillierte Beschreibung finden Sie in Tomsits et al.23. Kurz gesagt, starten Sie die Software, bestätigen Sie den Benutzernamen und die Seriennummer der Softwarelizenz und klicken Sie auf Weiter.
- So öffnen Sie eine Datei mit der Erweiterung. PnmExp, klicken Sie auf Experiment laden. Das Dialogfeld "Ordner suchen" wird geöffnet, wählen Sie die Datei aus und klicken Sie auf Öffnen.
- Gehen Sie in der Symbolleiste zu Aktionen/ Überprüfung starten und wählen Sie das Dialogfeld Überprüfungsdaten laden , das einen Überblick über alle Probanden und ihre aufgezeichneten Signale innerhalb des zuvor ausgewählten Experiments bietet.
- Wählen Sie die zu analysierende Datei aus, indem Sie auf das Kontrollkästchen neben ihrem Namen im Themenbereich auf der linken Seite des Bildschirms klicken. Um das EKG zu analysieren, aktivieren Sie das Kontrollkästchen neben EKG im Bereich "Signaltypen".
- Wählen Sie entweder die gesamte Aufzeichnung aus oder definieren Sie einen Bereich oder eine Dauer mit der Option Zeitbereich. Klicken Sie auf OK , um den ausgewählten Datensatz in die Überprüfung zu laden, und Fenster für Ereignisse und Parameter öffnen sich automatisch.
- Um das EKG anzuzeigen, klicken Sie in der Menüleiste auf Graph Setup , um ein neues Fenster zu öffnen. Wählen Sie Primär unter Signaltyp aus, geben Sie Zeit 0:00: 00:01 ein, und wählen Sie dann die gewünschte Beschriftung, Anzeigeeinheit sowie die Grenzwerte für die untere und obere Achse aus, indem Sie die entsprechenden Textfelder eingeben. Bestätigen Sie mit einem Klick auf das Kontrollkästchen Seite aktivieren und das definierte EKG-Tracing-Fenster erscheint.
- Passen Sie die Abmessungen der X- und Y-Achse des EKGs durch Doppelklick an. Klicken Sie mit der linken Maustaste in die Spur, um die Wellenanmerkung anzuzeigen und jedes Segment der Leiterbahn, P, Q, R, T-Welle, korrekt zu erkennen und zu kommentieren.
HINWEIS: Wenn Anmerkungen nicht korrekt sind, können verschiedene Optionen, QRS, PT, Erweitert, Rauschen, Markierungen, Noten, Präzision, verwendet werden, um z. B. die Option Analysieren/ Attribute mit einem Rechtsklick zu optimieren. Für eine detaillierte Beschreibung siehe Tomsits et al.23. - Wählen Sie die gewünschten EKG-Parameter aus dem Parameterfenster aus und kopieren Sie sie zur weiteren Analyse in eine Tabellenkalkulation oder eine Statistiksoftware.
- Erkennung von Herzrhythmusstörungen
- Klicken Sie zur Erkennung von Herzrhythmusstörungen auf Experiment/Data Insights , um ein neues Data Insight-Fenster zu öffnen.
- Definieren Sie benutzerdefinierte Suchregeln, um die Aufzeichnung im Suchfeld zu überprüfen. Erstellen Sie eine neue Suche, indem Sie nach einem Rechtsklick in der Suchliste die Option Neue Suche erstellen auswählen.
- Definieren Sie im Dropdown-Menü des Eingabedialogs die jeweilige Suchregel und klicken Sie auf OK , um diese Suchregel zur Liste hinzuzufügen. Wenn Sie Suchregeln anwenden möchten, klicken Sie darauf und ziehen Sie sie auf den gewünschten Kanal auf der linken Seite.
- Im Ergebnisbereich wird jeder Abschnitt innerhalb der EKG-Aufzeichnung angezeigt, für den die Regel gilt. Einen detaillierten Überblick über die verschiedenen Suchregeln finden Sie in Tomsits et al.23. Zwei beispielhafte Regeln, Bradykardie und Tachykardie, finden Sie in der Definition und Beschreibung unten.
HINWEIS: Für diese Suchregeln wird die physiologische Herzfrequenz der Maus nach Kaese et al.28 als 500-724 Schläge/min definiert, was einer Zykluslänge von 82-110 ms entspricht.- Bradykardie: Identifizieren Sie in einem zweistufigen Ansatz jedes einzelne RR-Intervall, das länger als 120 ms ist. Da Bradykardie mehr als ein einziges verlängertes RR-Intervall erfordert, definieren Sie eine zusätzliche Suchregel, um nur 20 aufeinanderfolgende RR-Intervalle länger als 120 ms als Bradykardie wie folgt zu identifizieren: Bradykardie einfach als Wert (HRcyc0) <500 und Bradykardie als Serie (Bradykardie-einfach, 1) >=20. Klicken Sie auf OK , um diese Suchregel zur Liste hinzuzufügen.
- Definieren Sie nach dem gleichen Ansatz für Tachykardie Tachykardie einfach als Wert (HRcyc0) >724, identifizieren Sie jedes einzelne RR-Intervall, das kürzer als 82 ms ist, und fügen Sie dann die zusätzliche Suchregel Tachykardie als Serie (Tachykardie-einzeln, 1) >=20 hinzu. Klicken Sie auf OK , um diese Suchregel zur Liste hinzuzufügen.
- Analyse der Herzratenvariabilität
HINWEIS: Die Analyse der Herzfrequenzvariabilität (HRV) wird nicht in der Erfassungssoftware durchgeführt und erfordert den Export von Daten aus der Erfassungssoftware in einem lesbaren Format. Hier finden Sie eine kurze Schritt-für-Schritt-Anleitung für den Datenexport in das weit verbreitete europäische Datenformat (EDF).- Starten Sie die Software, bestätigen Sie Benutzername und Seriennummer und klicken Sie auf Weiter.
- Um die EKG-Kurve für z. B. die HRV-Analyse zu exportieren, klicken Sie auf Experiment und wählen Sie In EDF exportieren. Wählen Sie im Fenster Nach EDF exportieren die Tiernummer aus, aktivieren Sie EKG, wählen Sie einen Zeitraum aus, für den die Daten exportiert werden sollen, und klicken Sie auf Exportieren.
HINWEIS: Es gibt keine Begrenzung für den exportierten Zeitbereich, der von der Software festgelegt wird, mehr Daten dauern nur länger, um verarbeitet zu werden. Es ist auch möglich, Exporte in Abschnitte, z. B. 24 h, aufzuteilen und bei Bedarf zu einem späteren Zeitpunkt wieder zu integrieren. - Starten Sie die Analysesoftware, die für die HRV-Analyse verwendet wird (siehe Materialtabelle), klicken Sie auf Datei und wählen Sie Öffnen, um die gewünschte EDF-Datei zu laden.
- Klicken Sie auf HRV und wählen Sie Einstellungen. Dadurch wird ein Fenster geöffnet, in dem Sie verschiedene Parameter einstellen können. Wählen Sie unter Schwebungserkennung die Spezies aus, für die eine HRV-Analyse durchgeführt wird. Durch die Auswahl der Spezies werden die Werte für die Histogramm-Abschnittsbreite, den pRR-Schwellenwert und den SDARR-Mittelwert im Analysebereich auf einen vordefinierten Standard festgelegt.
- Wählen Sie HRV und dann Berichtsansicht aus. Kopieren Sie die Ergebnisse zur weiteren statistischen Analyse in eine Statistiksoftware.
- Die Signalqualität kann während der Trainingsphasen deutlich geringer sein. Wenn dies der Fall ist, wählen Sie manuell Zyklen mit sichtbarem P und QRS für die anschließende Analyse aus. Schließen Sie fehlerhafte Datenmarkierungen und Datenmarkierungen ohne klare P-Wellen von der Analyse aus. Tun Sie dies unter sorgfältiger Berücksichtigung eines erfahrenen EKG-Analysten, um zu vermeiden, dass gute Datenpunkte eliminiert werden.
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Representative Results
Abhängig von den individuellen Forschungszielen wird die anschließende Analyse der gewonnenen Telemetriedaten sehr unterschiedlich ausfallen. Hier demonstrieren wir die Machbarkeit der Methode, indem wir qualitativ hochwertige Daten erhalten, die während der Trainingsperioden aufgezeichnet wurden, und liefern beispielhafte Ergebnisse von EKGs und Herzfrequenzvariabilitätsanalysen vor, während und nach dem Training. Die Daten werden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (REM) dargestellt, alle statistischen Auswertungen wurden mit einer geeigneten Statistiksoftware durchgeführt (siehe Materialtabelle). Die statistische Signifikanz wurde durch den t-Test des Schülers bewertet. Das QT-Intervall wird, wie zuvor von Roussel et al. diskutiert, mit der Formel QTc = QT / (√(RR / 100))29 korrigiert.
Erfolgreiche telemetrische EKG-Aufzeichnung während des Trainings
Mit diesem Protokoll ist es möglich, EKG-Daten mit klaren P-, Q-, R-, S- und T-Wellen bei Tieren während des Trainings zu erhalten, wie in Abbildung 3 dargestellt.
Alle Messungen eines Tieres wurden am selben Tag durchgeführt. Die Ausgangsmessungen wurden um 10 Uhr ± 10 Minuten vor dem Training durchgeführt, als sich die Tiere noch in ihrer festen Unterbringung befanden. Die Messungen während des Trainings wurden ab der Mitte der 60-minütigen Trainingseinheit ± 10 min an Tag 3 der dritten Trainingswoche durchgeführt, die Messungen nach dem Training wurden von der 5-minütigen Ruhephase nach dem Training und vor dem Rücktransfer in die dauerhafte Unterbringung und die Erholungsmessungen 1 h nach dem Training ± 10 min durchgeführt. Aus diesen definierten Abschnitten wurden im Hinblick auf die Auslesung manuell geeignete Abschnitte des EKG-Tracings für die Analyse ausgewählt, z. B. 40 aufeinanderfolgende Zyklen für die in Abbildung 4 dargestellten Daten.
Auswertung von EKG-abgeleiteten Parametern
Die Daten werden verwendet, um physiologische Veränderungen vor, während und nach dem Training zu analysieren, wie für ein Beispieltier in Abbildung 4 gezeigt. Die Herzfrequenz (Abbildung 4A), das PR-Intervall (Abbildung 4B), die QRS-Dauer (Abbildung 4C) und das QTc-Intervall (Abbildung 4D) werden durch den Durchschnitt von 40 aufeinanderfolgenden EKG-Zyklen ausgewertet. Die Herzfrequenz steigt auf etwa 800 Schläge pro Minute an, wenn das Tier trainiert, und erholt sich nach dem Training allmählich in Richtung Ausgangswert. PR-Intervall, QRS-Dauer und QTc-Intervalle verkürzen sich unter Stress und kehren nach dem Ende des Stresses zum Ausgangswert zurück. Beispielhaft werden Daten von einem Tier gezeigt.
Erkennung von Tachykardie
Suchdefinitionen wurden, wie in Schritt 3.2.4 beschrieben, für die Erkennung von Tachykardie- und Bradykardieepisoden verwendet. Abbildung 5A zeigt den Sinusrhythmus zu Studienbeginn. Eine repräsentative Spur einer Sinustachykardie während des Trainings ist in Abbildung 5B dargestellt. Beispielhafte Daten von einem Tier sind hier zu sehen.
Bewertung der Datenqualität durch Auswertung von Herzfrequenzvariabilitätsparametern
Die HRV-Analyse wird wie in Schritt 3.3 beschrieben durchgeführt. 5-Minuten-Abschnitte für die HRV-Analyse sind in Abbildung 6 dargestellt. Abbildung 6A zeigt die Herzfrequenz eines einzelnen Tieres im Verlauf eines Experiments. Die Herzfrequenz steigt während des Trainings an und kehrt nach dem Training allmählich zum Ausgangswert zurück, dieser Trend kann auch durch das mediane RR-Intervall visualisiert werden, wie in Abbildung 6B dargestellt. Abbildung 6C zeigt eine vergleichbare Standardabweichung der RR-Intervalle (SDRR), die zu Beginn und während des Trainings durch automatisierte RR-Annotation ermittelt wurde, was die Datenqualität veranschaulicht. Die Daten stammen von drei Mäusen. Die SDRR ist die Standardabweichung aller Interbeat-Intervalle (IBI) und wird von der Software automatisch als positive Quadratwurzel der IBI-Varianz um den mittleren IBI mit der folgenden Formel berechnet:
σx = 
Abbildung 1: Schematische Darstellung des Telemetriesenders und der Leitungspositionierung. Die Maus befindet sich in Rückenlage; Der Transmitter wird intraperitoneal platziert und die Elektroden werden subkutan in einer Elektroden-II-Konfiguration fixiert. Erstellt mit Biorender. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Versuchsaufbau . (A) Aufbau für die EKG-Aufzeichnung mittels implantierbarer Telemetrie vor und nach dem Training, wobei der Signalempfänger unter dem Tierkäfig gehalten wird. (B) Einrichtung für die Echtzeit-EKG-Überwachung während des Laufbandtrainings. Für eine optimale Signalqualität wird der Signalempfänger auf der transparenten Box platziert. Erstellt mit Biorender. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Repräsentatives EKG während des Trainings. Normaler Sinusrhythmus, P-Welle, QRS und T-Welle werden mit Großbuchstaben angegeben, RR-Intervall ist mit einem Balken gekennzeichnet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Telemetrie im Zeitverlauf. Trenddiagramme zeigen repräsentative Ergebnisse für (A) Herzfrequenz (BPM). (B) PR-Intervall (ms). (C) QRS-Dauer (ms). (D) QTc-Intervall (ms) vor (Baseline), während (Training), unmittelbar nach dem Training (nach dem Training) und nach vollständiger Erholung (erholt). Die Daten werden von einem Tier durch durchschnittlich 40 aufeinanderfolgende EKG-Zyklen gewonnen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Repräsentative EKGs vor und während des Trainings . (A) Sinusrhythmus vor dem Training. (B) Sinustachykardie während des Trainings. Die Daten stammen von einem Tier. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 6: Bewertung der Datenqualität mittels HRV-Analyse . (A) Repräsentativer Herzfrequenztrend eines einzelnen Tieres vor (Baseline), während (Training) und nach (Post-Training) Training. (B) Medianes RR-Intervall vor (Baseline) und während des Trainings (Training) und nach vollständiger Erholung (Genesener), dargestellt als Mittelwert ± SEM, ungepaarter Student's t-Test, ***p < 0,001. (C) SDRR vor (Baseline) und während des Trainings (Training) und nach vollständiger Erholung (recovered), n = 3, dargestellt als Mittelwert ± REM. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| 5-tägige Akklimatisierungsphase | ||
| Tag | Geschwindigkeit (cm/sec) | Zeit (min) |
| 1 | 16.7 | 10 |
| 2 | 18.3 | 20 |
| 3 | 20 | 30 |
| 4 | 21.7 | 40 |
| 5 | 23.3 | 50 |
| Anmerkung: 2 min Ruheintervalle nach jeweils 15 min | ||
Tabelle 1: Trainingsplan während der Akklimatisierungsphase.
| 5-tägige Einarbeitungsphase | ||
| Tag | Geschwindigkeit (cm/sec) | Zeit (min) |
| 1 | 25.0 | 60 |
| 2 | 25.0 | 60 |
| 3 | 25.0 | 60 |
| 4 | 25.0 | 60 |
| 5 | 25.0 | 60 |
| Anmerkung: 2 min Ruheintervalle nach jeweils 15 min | ||
Tabelle 2: Trainingsplan während der Trainingsphase.
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Discussion
Aktuelle Leitlinien empfehlen regelmäßige körperliche Aktivität, da sie nachweislich ein wichtiger Modifikator kardiovaskulärer Risikofaktoren ist30. Es gibt auch immer mehr Belege dafür, dass moderate körperliche Aktivität sowohl in der Primär- als auch in der Sekundärprävention vor Vorhofflimmern (VHF) schützen kann31,32,33. Im Gegenteil, Ausdauersportler wie Marathonläufer haben ein höheres Risiko, an Vorhofflimmern zu erkranken, was darauf hindeutet, dass Ausdauertraining auch negative Auswirkungen haben kann34,35. Ein solcher U-förmiger Zusammenhang zwischen Arrhythmierisiko und Trainingsintensität wurde für Vorhofflimmern bei ansonsten gesunden Sportlern eindeutig gezeigt 9,36,37,38 und bei Patienten mit zugrunde liegender Herzerkrankung, jedoch ist nur wenig über Trainingsintensität und Arrhythmogenese bekannt 4,5,6,7.
Um diese Einschränkung zu überwinden und die Patientenversorgung zu verbessern, ist weitere Forschung zu den Auswirkungen von Bewegung auf die kardiale Elektrophysiologie erforderlich. Um grundlegende Mechanismen und molekulare/zelluläre Anpassungen als Reaktion auf das Training zu untersuchen, wurden verschiedene Modelle in einer Reihe von Tierarten entwickelt15. Angesichts des immanenten Nutzens, aber auch der Einschränkungen jedes Modells/jeder Spezies müssen die Forscher für jede einzelne Forschungsfrage das am besten geeignete auswählen. In Bezug auf Elektrophysiologie und Arrhythmieforschung sind Maus 13,14,39,40 und Schweinemodelle weit verbreitet 13,14,41,42,43. Obwohl Trainingsprotokolle mit einem motorisierten Laufband für Schweine entwickelt wurden, gibt es eine Reihe erheblicher Herausforderungen, darunter (i) das sesshafte Verhalten der Schweine, das eine zeit- und arbeitsintensive Konditionierung vor dem Experiment sowie Reize erfordert, um die Schweine während des Versuchs gehorsam zu halten, und (ii) die Körpergröße und das Körpergewicht, die das Training bei älteren Schweinen oder das Training über lange Zeiträume verhindern können15, 44. Der Teufel Bei Mäusen wurden mehrere Trainingsprotokolle entwickelt, darunter motorisiertes Laufbandtraining, VWR oder Schwimmen17,18. Obwohl VWR das natürliche Laufmuster bei Nagetieren nachahmt und im Vergleich zu erzwungenen Trainingsmethoden wie Schwimmen und Laufbandtraining weniger stressig ist, hat es auch gewisse Nachteile45. Die spontane Natur des VWR erlaubt es nicht, die Intensität, Dauer oder Häufigkeit des Trainings zu kontrollieren, wodurch gut kontrollierte Experimente verhindert werden. In Schwimmmodellen kann die Dauer und Intensität des Trainings leicht reguliert werden, die notwendige Ausrüstung ist einfach und kostengünstig verfügbar, und die Methode kann in den meisten Forschungslabors etabliert werden46. Trotz dieser Vorteile ist es schwierig, die Elektrophysiologie in einem Schwimmmodell zu untersuchen, da es derzeit keine Möglichkeit gibt, das EKG während des Schwimmens zu überwachen. Der in diesem Protokoll beschriebene Ansatz kombiniert ein implantierbares Telemetriesystem mit einem Laufband-Trainingsmodell und überwindet damit die Einschränkungen anderer Trainingsmodelle im Rahmen der elektrophysiologischen Forschung47,48. Die Verwendung eines Laufbandes ermöglicht es, verschiedene Trainingsbedingungen wie Intensität (Hangneigung und Laufgeschwindigkeit) oder Dauer zu steuern. Darüber hinaus können verschiedene Trainingsprotokolle studiert werden, darunter Ausdauertraining, Intervalltraining und Akutübungen. Nach diesem Protokoll ist es nun auch möglich, das EKG mit implantierbaren Telemetriesendern aufzuzeichnen und zu überwachen, während die Maus auf dem Laufband läuft.
Da Mäuse in der Regel nur wenige Minuten bereitwillig laufen, sind Reize wie das Klopfen mit Stäbchen, das Blasen von Druckluft oder elektrische Reize notwendig. Diese Reize können jedoch psychischen Stress hervorrufen, der die Qualität der experimentellen Daten erheblich beeinträchtigen kann. Daher haben wir versucht, diese Stressfaktoren zu minimieren, indem wir die Maus während einer Akklimatisierungsphase an das Laufband gewöhnen ließen, mit einem stetigen Geschwindigkeitsanstieg und einer Schockintensität von Minimum bis Null, wie zuvor beschrieben15,17,45.
Im Allgemeinen sind Bewegungsartefakte bei der Aufzeichnung von EKGs ein großes Problem, insbesondere bei körperlicher Aktivität. Nach dem von uns vorgeschlagenen Protokoll werden die Forscher in der Lage sein, EKG-Signale in guter Qualität zu erfassen, die es ermöglichen, P, Q, R, S, T klar zu unterscheiden und zu kommentieren (Abbildung 3). So können verschiedene EKG-Parameter wie Herzfrequenz, Herzfrequenzvariabilität, PR-Intervall, QRS-Dauer oder QT-Dauer vor, während und nach dem Training mit automatisierten Software-Algorithmen zuverlässig beurteilt werden. Auch Herzrhythmusstörungen wie Tachyarrhythmien, Bradyarrhythmien oder Pausen können erkannt werden. Da Herzratenvariabilitätsanalysen, die in der Regel durchgeführt werden, um die Auswirkungen des autonomen Nervensystems auf das Herzzu untersuchen 27,28, von einer ausreichenden R-Wellen-Annotation abhängen, kann die Datenqualität durch ähnlich niedrige SDRR-Werte verifiziert werden, die in Ruhe und während des Trainings durch automatisierte Annotation ermittelt werden, wie in Abbildung 6 dargestellt.
Wie jede experimentelle Technik ist auch diese Methode nicht ohne Fallstricke und enthält mehrere kritische Schritte. Sterile Bedingungen und eine kurze Operationszeit sind Voraussetzungen für eine erfolgreiche Senderimplantation, eine ordnungsgemäße Wundheilung und eine schnelle Genesung der Tiere nach der Operation. Die Nähte dürfen nicht zu fest sein, da sie sonst Hautnekrosen verursachen. Im Allgemeinen erfordert der chirurgische Eingriff praktische Erfahrung, und die Ergebnisse werden sich im Laufe der Zeit verbessern. Die Ableitungspositionierung beeinflusst den aufgezeichneten Hauptvektor, die besten Ergebnisse werden mit einer steilen Ableitungsposition erzielt, da dies zu höheren P- und R-Wellen-Amplituden führt, die wiederum kritische Anforderungen für die spätere EKG-Analyse sind. Das Training von Mäusen kann eine Herausforderung sein, da nicht alle Tiere freiwillig trainieren. Ein gut durchdachtes Akklimatisierungsprotokoll, einschließlich der Einführung in die Laufbandumgebung, langsamer Geschwindigkeitssteigerung des Förderbandes und positiver Verbesserung des guten Trainingsverhaltens, z. B. mit Futterpellets, kann dazu beitragen, die Tiere auf ein besseres Training vorzubereiten und den Bedarf an potenziell störenden Reizen während der Experimente zu reduzieren. Es ist wichtig, alle Stimuli auf ein absolutes Minimum zu reduzieren, da sie die Datenqualität beeinträchtigen können. Der kritischste Schritt ist jedoch die optimale Positionierung des Telemetrieempfängers während des Laufbandtrainings, da er direkt die Qualität der gewonnenen Daten bestimmt. Die Empfängerposition muss für jedes trainierende Tierpaar gleichzeitig bestimmt werden, da sie je nach genauer Position von Telemetriegerät und Leinen sowie nach dem Laufmuster der einzelnen Tiere variiert. Die Position wird durch Versuch und Irrtum gefunden, wobei die Signalqualität in Echtzeit visuell beurteilt wird. Alle EKG-Merkmale, die analysiert werden sollen, müssen deutlich sichtbar sein, bevor die Experimente beginnen können. Aufgrund der hohen Herzfrequenz der Maus sammeln sich auch bei kurzen Aufzeichnungszeiträumen viele Datenpunkte an. Dies und die insgesamt niedrige Signalamplitude, die bei Nagetieren natürlich zu einem geringeren Signal-Rausch-Verhältnis führt als bei Menschen oder Großtieren, machen die Datenanalyse zu einer äußerst herausfordernden Herausforderung, wie wir bereits23 besprochen haben. Eine wesentliche Einschränkung dieses Protokolls ist neben der kostspieligen Ausrüstung, die für die Durchführung von Telemetrie- und Laufbandtraining erforderlich ist, die hohen technischen Anforderungen an den chirurgischen Eingriff und die Datenanalyse, die die Zugänglichkeit für Anfänger auf diesem Gebiet einschränken.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das EKG ein hervorragendes Werkzeug ist, um die Elektrophysiologie und Arrhythmogenese des Herzens zu untersuchen. Beim Menschen werden routinemäßig Belastungstests zur Aufzeichnung von EKGs während des Trainings durchgeführt und ermöglichen es, trainingsassoziierte Effekte auf die kardiale Elektrophysiologie zu beurteilen. Mäuse sind die am häufigsten verwendete Spezies in der Forschung, es wurden mehrere Trainingsprotokolle entwickelt, aber eine Überwachung des Echtzeit-EKGs während des Trainings war bisher nicht möglich. Unser vorgeschlagenes Protokoll ermöglicht es erstmals, EKG-Aufzeichnungen während der Belastungsphasen bei Mäusen zu erhalten. Dies wird es den Forschern ermöglichen, sowohl trainingsbezogene Mechanismen zu untersuchen, die zu vorteilhaften kardialen Anpassungen führen, als auch maladaptives, proarrhythmisches Remodeling und wird so in Zukunft zu einer verbesserten Patientenversorgung führen.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde gefördert von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; Clinician Scientist Program in Vascular Medicine (PRIME), MA 2186/14-1 an P. Tomsits), das Deutsche Zentrum für Herz-Kreislauf-Forschung (DZHK; 81X2600255 an S. Clauss), die Corona-Stiftung (S199/10079/2019 an S. Clauss) und das ERA-NET zu Herz-Kreislauf-Erkrankungen (ERA-CVD; 01KL1910 an S. Clauss). Die Geldgeber spielten keine Rolle bei der Vorbereitung des Manuskripts.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 14-gauge needle | Sterican | 584125 | |
| Any mouse | e.g. Jackson Laboratories | ||
| Bepanthen | Bayer | 1578675 | |
| Carprofen 0.005 mg/µL | Zoetis | 53716-49-7 | |
| Data Exchange Matrix 2.0 (MX2) | Data Science International | Manages communication between PhysioTel and PhysioTel HD telemetry implants and the acquisition computer. | |
| Enrofloxacin 25 mg/ml | Baytril | 400614.00.00 | |
| Fentanyl 0.5 mg/10 mL | Braun Melsungen | ||
| Fine forceps | Fine Science Tools | 11295-51 | |
| Five Lane Treadmill for Mouse | Panlab - Harvard Apparatus | 76-0896 | Includes treadmill unit, touchscreen control unit, a sponge , and cables |
| Iris scissors | Fine Science Tools | 14084-08 | |
| Isoflurane 1 mL/mL | Cp-Pharma | 31303 | |
| Isoflurane vaporizer system | Hugo Sachs Elektronik | 34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910 | Includes an induction chamber, a gas evacuation unit and charcoal filters |
| LabChart Pro 8.1.16 | ADInstruments | ||
| Magnet | Data Science International | ||
| Modified Bain circuit | Hugo Sachs Elektronik | 73-4860 | Includes an anesthesia mask for mice |
| Modular connectors | Data Science International | Connecting cables between Reciever, Signal Interface and Matrix 2.0 (MX2) | |
| Novafil s 5-0 | Medtrocin/Covidien | 88864555-23 | |
| Octal BioAmp | ADInstruments | FE238-0239 | Amplifier for recording Surface ECG |
| Octenisept | Schülke | 121418 | |
| Oxygen 5 L | Linde | 2020175 | Includes a pressure regulator |
| PhysioTel ETA-F10 transmitter | Data Science International | ||
| PhysioTel receiver RPC-1 | Data Science International | Signal reciever | |
| Ponemah 6.42 | Data Science International | ECG Analysis Software | |
| Powerlab | ADInstruments | 3516-1277 | Suface ECG Acquisition hardware device. Includes ECG electrode leads |
| Prism 8.0.1 | Graph Pad | ||
| Radio Device (Sony AF/AM) | Sony | ||
| Signal Interface | Data Science International | Acquires and synchronizes digital signals with telemetry data in Ponemah v6.x. | |
| Spring scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Surgical platform | Kent Scientific | SURGI-M | |
| Tergazyme 1% | Alconox | 13051.0 | Commercial cleaning solution |
| Tweezers | Kent Scientific | INS600098-2 |
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