Summary
Электрокардиограмма (ЭКГ) является ключевой переменной для понимания электрофизиологии сердца. Физические упражнения оказывают благотворное воздействие, но также могут быть вредными в контексте сердечно-сосудистых заболеваний. В этой рукописи представлен метод записи ЭКГ в реальном времени во время упражнений, который может служить для исследования его влияния на электрофизиологию сердца у мышей.
Abstract
Регулярные физические упражнения вносят основной вклад в здоровье сердечно-сосудистой системы, влияя на различные метаболические, а также электрофизиологические процессы. Однако при некоторых сердечных заболеваниях, таких как синдромы наследственной аритмии, например, аритмогенная кардиомиопатия (АКМ) или миокардит, физические упражнения могут оказывать негативное воздействие на сердце, приводя к выработке проаритмогенного субстрата. В настоящее время основные молекулярные механизмы проаритмогенного ремоделирования, связанного с физическими упражнениями, в значительной степени неизвестны, поэтому остается неясным, какую частоту, продолжительность и интенсивность упражнений можно считать безопасными в контексте заболевания.
Предложенный метод позволяет изучать проаритмические/антиаритмические эффекты физических упражнений путем совмещения тренировок на беговой дорожке с мониторингом ЭКГ в режиме реального времени. Имплантируемые телеметрические устройства используются для непрерывной записи ЭКГ свободно движущихся мышей в течение периода до 3 месяцев как в состоянии покоя, так и во время тренировки на беговой дорожке. Программное обеспечение для сбора данных с его модулями анализа используется для анализа основных параметров ЭКГ, таких как частота сердечных сокращений, продолжительность зубца P, интервал PR, интервал QRS или продолжительность QT в состоянии покоя, во время и после тренировки. Кроме того, оцениваются параметры вариабельности сердечного ритма (ВСР) и возникновение аритмий. Вкратце, в этой рукописи описывается пошаговый подход к экспериментальному изучению влияния физических упражнений на электрофизиологию сердца, включая потенциальное проаритмогенное ремоделирование на мышиных моделях.
Introduction
Регулярная физическая активность важна для здоровой жизни. Однако некоторые сердечно-сосудистые заболевания приводят к ситуациям, когда это согласие здравого смысла, по крайней мере, сомнительно. У пациентов с миокардитом текущие данные даже показывают неблагоприятные эффекты физических упражнений, и, таким образом, у этих пациентов рекомендуется приостановить все упражнения на определенный период 1,2,3. При других сердечно-сосудистых заболеваниях (ССЗ), таких как синдромы наследственной аритмии, существует сравнительно меньше доказательств о надлежащем уровне физических упражнений 4,5,6,7, что делает клиническое консультирование в этих случаях, в основном для молодых и физически активных пациентов, очень сложным.
Неблагоприятное ремоделирование, приводящее к снижению сократительной способности и сердечной недостаточности, а также проаритмогенное ремоделирование, приводящее к аритмиям и внезапной сердечной смерти, были предложены в качестве признаков вредного воздействия на сердце, связанного с физической нагрузкой8. Большое количество исследований указывает на благотворное влияние умеренных физических нагрузок на широкий спектр различных заболеваний 9,10. Однако интенсивные тренировки могут оказывать пагубное воздействие на сердце, приводя к аритмии, особенно у здоровых спортсменов11. Хотя процессы структурного ремоделирования, приводящие к уязвимой продукции проаритмического субстрата, могут лежать в основе этой парадоксальной ситуации, как это было продемонстрировано у марафонцев12, конкретные механизмы неблагоприятного ремоделирования, связанного с физической нагрузкой, как у здоровых людей, так и у пациентов с сердечно-сосудистыми заболеваниями остаются в значительной степени неизвестными.
На животных, особенно на мышах, было разработано несколько подходящих моделей для имитации широкого спектра сердечно-сосудистых заболеваний13,14. Кроме того, у мышей 15,16,17 были созданы различные модели упражнений и протоколы тренировок, включая моторизованную тренировку на беговой дорожке, произвольный бег на колесах (VWR) и плавание17,18. Оценка электрофизиологии сердца с помощью мониторинга ЭКГ классически зависит от прямой проводящей связи между животным и каким-либо устройством обнаружения. Таким образом, либо животных необходимо обезболивать, например, для получения записей ЭКГ с использованием острых электродов19, либо животных необходимо обездвиживать ограничителем 20, либо качество данных снижается из-за артефактов движения, например, при использовании лапных электродов 21 или проводящих платформ22, позволяющих проводить только базовый анализ. Таким образом, ни один из вышеупомянутых подходов не совместим с протоколами обучения и, следовательно, не позволяет проводить исследования механизмов, связанных с физическими упражнениями, приводящих к неблагоприятному ремоделированию у мышей. Имплантируемые телеметрические устройства могут преодолеть эти препятствия и в настоящее время являются самым мощным инструментом и золотым стандартом для оценки электрофизиологии мышей in vivo у находящихся в сознании и движущихся животных23,24. Современные аппаратные решения телеметрии были разработаны для наблюдения за мышами в клетках25,26 и обычно требуют, чтобы приемник был размещен под клеткой для сбора данных, что затрудняет мониторинг в реальном времени вне этих обстоятельств. Здесь мы предлагаем подход к исследованию влияния физических упражнений на электрофизиологию сердца и аритмогенез путем записи ЭКГ в реальном времени во время тренировки на беговой дорожке у мышей с использованием имплантированных устройств телеметрии. Все полученные параметры были проанализированы, как ранее описано Tomsits et al.23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры на животных проводились в соответствии с руководящими принципами комитета по уходу за животными и этике Мюнхенского университета, и все процедуры были одобрены правительством Баварии, Мюнхен, Германия (ROB-55.2-2532.Vet_02-16-200). В этом исследовании использовались четыре самца мышей дикого типа C57BL / 6N, выведенных собственными силами.
1. Подготовка и хирургическая имплантация трансмиттера
ПРИМЕЧАНИЕ: Подробный протокол подготовки и имплантации трансмиттера см. в McCauley et al.26.
- Подготовка передатчика
- Используйте новые передатчики напрямую, так как они стерильны. Если передатчики используются повторно, очистите устройство, поместив его в физиологический раствор, чтобы избавиться от пятен крови, удалите все фрагменты ткани, прилипшие к передатчику и свинцовым электродам. После первоначальной очистки, при необходимости, погрузите трансмиттер в 1% чистящий раствор (см. Таблицу материалов) на 4 часа для дальнейшей очистки передатчика.
- Активируйте передатчик, поместив прилагаемый магнит в непосредственной близости. После активации проверьте сигнал от передатчика с помощью радиоустройства на частоте 530 Гц AM. Резкий и четкий звуковой сигнал указывает на то, что передатчик активирован, тогда как неактивированный передатчик не подает никакого сигнала.
- Хирургическая подготовка и имплантация
ПРИМЕЧАНИЕ: Все хирургические процедуры должны проводиться в чистых и стерильных условиях.- Перед использованием продезинфицируйте все поверхности и многоразовое оборудование, а также используйте стерильные одноразовые материалы, например, марлю, перчатки и т. д.
- Подготовьте выводы передатчика, укоротив их до оптимальной длины, отрицательный (белый) провод примерно до 3,5 см и положительный (красный) провод до 2,5 см. Снимите красно-белую изоляционную оболочку на кончике электродов, сделав небольшой надрез, чтобы обнажить 5-7 мм проводящего провода.
ПРИМЕЧАНИЕ: Эти длины рекомендуются для 9-12-недельных мышей BALB/c или C57BL/6 весом ~ 25 г. Скорректируйте, если животные, используемые в исследовании, крупнее/тяжелее. - Обратите внимание на вес передатчика и вес тела мыши. Кроме того, обратите внимание на серийный номер и калибровочные значения передатчика, предоставленные DSI.
ПРИМЕЧАНИЕ: Масса тела животного используется для расчета доз анестетиков и анальгетиков. Начальная масса тела также используется в качестве ориентира для оценки восстановления животных после операции. - Обезболивают мышь в индукционной камере, подключенной к испарителю изофлурана, промытому 2-3% изофлураном (об./об.), приводимым в действие 1 л/мин 100% кислорода. Дождитесь полного начала наркоза и проверьте защемление пальцев ног и рефлекс крышки, чтобы обеспечить надлежащую глубину наркоза, прежде чем продолжить.
- Затем поместите обезболиваемое животное в положение лежа на спине и используйте мазь (см. Таблицу материалов), чтобы предотвратить сухость глаз во время процедуры. Проводите хирургическую процедуру в чистых условиях на хирургическом гарнитуре, чтобы поддерживать температуру тела мыши на уровне 37 °C. Вставьте ректальный зонд в качестве датчика температуры.
- Поддерживайте анестезию непрерывным применением изофлурана (1,5%-2%). Вводят фентанил (0,50 мкг/г) внутрибрюшинно для обезболивания. Подключите адсорбер к вентиляционной установке, чтобы избежать утечки лишнего газа в операционную (рекомендуется).
- Вставьте игольчатые электроды ЭКГ в обе руки и заземляющий электрод в левую ножку мыши, чтобы получить конфигурацию ЭКГ I для мониторинга ЭКГ во время операции и получения базовой ЭКГ.
- Побрейте живот и грудную клетку и продезинфицируйте область операции хлоргексидином/спиртом (см. Таблицу материалов). Используйте пинцет, чтобы подтянуть кожу и выполнить разрез брюшной полости 1,5-2 см по вентральной средней линии живота с помощью ножниц (лапаротомия).
- Сделайте подкожный карман (около 1 мм) в верхней правой части грудной клетки и нижней левой части грудной клетки ниже сердца для размещения отведений электродов, как показано на рисунке 1.
- Осторожно поместите тело передатчика в брюшину над кишечником. Вставьте иглу 14 G подкожно из обоих карманов в верхнем правом нагрудном кармане и нижнем левом нагрудном кармане, сделанных ранее, чтобы создать туннель для позиционирования электродов.
- Проведите красный и белый электроды через иглу, чтобы поместить их в конфигурацию отведения II. Расположите и зафиксируйте наконечники электродов с помощью швов 6.0, положительный электрод (красный) в нижней левой части грудной клетки и отрицательный электрод (белый) в верхней правой части грудной клетки.
- Зашить все разрезы швами 6,0 и нанести на раны дезинфицирующее средство (см. Таблицу материалов). Переместите животное в клетку для восстановления (только одно животное / клетка) и поместите его под источник тепла для поддержания температуры тела до полного восстановления наркоза. Только после полного выздоровления и способности поддерживать лежачее состояние грудины животное может быть помещено обратно в компанию, если это необходимо.
- Обеспечьте животное достаточной дозой анальгетиков и антибиотиков после операции. Используйте карпрофен (5 мкг/г) в качестве анальгетика и энрофлоксацин (5 мкг/г) в качестве антибиотика. Регулярно контролируйте рану, чтобы убедиться в отсутствии воспаления или расхождения раны.
- Через 7-10 дней послеоперационного восстановительного периода животное готово к обучению на беговой дорожке. Перед началом тренировки убедитесь, что раны правильно зажили, а мышь здорова.
ПРИМЕЧАНИЕ: После завершения экспериментального периода использование телеметрических передатчиков не требует специального метода эвтаназии. Выбор метода зависит от последующего анализа и его конкретных требований к состоянию тканей, а также от местных правил и положений по уходу за животными и одобрения соответствующего местного комитета по этике.
2. Сбор данных
- Предварительные договоренности
- Чтобы начать сбор данных, поместите клетку с животными на приемник сигнала. Подключите приемник сигнала к системе сбора данных, состоящей из матрицы обмена данными и сигнального интерфейса. Подключите систему сбора данных к компьютеру с программным обеспечением для визуализации данных (см. детали настройки на рисунке 2A).
- Запустите программное обеспечение и подтвердите имя пользователя и лицензию на следующем экране, а затем нажмите кнопку Продолжить. Нажмите « Оборудование », чтобы настроить устройство передатчика и приемника сигнала. Выберите «Изменить конфигурацию Physio Tel/HD (MX2) », чтобы открыть окно конфигурации.
- Выберите MX2 Configuration (Конфигурация MX2) в списке на вкладке конфигурации, чтобы увидеть все доступные передатчики и их серийные номера в столбце «Доступно». Щелкните и перетащите имплантированный трансмиттер из доступного столбца в выбранный столбец.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если передатчик указан в выбранном столбце, он также добавляется в конфигурацию MX2 на вкладке конфигурации в крайнем левом углу. - Цветные значки рядом с серийным номером передатчика указывают на состояние. Проверьте состояние всех передатчиков: зеленый с галочкой = передатчик синхронизирован и готов; красный с восклицательным знаком = передатчик, который в настоящее время недоступен, например, в настоящее время настроен в эксперименте на другой системе; желтый = передатчик синхронизируется или к нему не подключены приемники. Убедитесь, что горит зеленый свет, указывающий на номинальную передачу данных.
- Чтобы настроить трансмиттер, выберите серийный номер добавленного передатчика и нажмите « Создать новый имплантат». Выберите ETA-F10 в раскрывающемся меню модели имплантата, чтобы просмотреть сведения об имплантате.
- Выберите модель и серийный номер ресивера в крайнем левом меню ресивера(ов), связанного с имплантатом. В этом меню появится список подключенных и подключенных приемников с флажком.
- Нажмите « Поиск имплантата ETA », чтобы назначить приемник сигнала имплантированному передатчику. Откройте меню типа сигнала и выберите ЭКГ с частотой дискретизации 1 000 Гц. Введите калибровочные значения на обратной стороне упаковки имплантата. Выберите Сохранить и выйти.
- Нажмите « Настройка » в строке меню и выберите «Настройка темы». Появится диалоговое окно с подробными сведениями о предмете. Введите желаемое имя файла, который будет сохранен в настройках темы.
- Выберите пол животного и выберите «Мышь » из выпадающего меню видов. Откройте выпадающее меню анализа и выберите ЭКГ (модуль). При необходимости измените маркировку по умолчанию на ЭКГ и единицы измерения на мВ. Выберите триггер рядом с ЭКГ.
- Нажмите «ЭКГ» под именем субъекта в крайнем правом меню, чтобы открыть меню сведений о канале. Выберите желаемые параметры ЭКГ, такие как Num (номер цикла), ЧСС (частота сердечных сокращений) или интервалы, такие как PR-I, QT-I, RR-I, QRS и т. Д. из списка параметров.
- Чтобы настроить дисплей, нажмите « Настройка » в строке меню и выберите «Настройка эксперимента». Появится диалоговое окно настройки. Выберите « Настройка графика » в крайнем правом меню, чтобы определить до 16 графических окон, предоставляющих как необработанные данные, например, сигналы ЭКГ, так и производные параметры, например, петлю XY, тренд ЧСС. Чтобы отобразить ЭКГ, установите флажок «Включить страницу » на странице 1.
- Тренировка на беговой дорожке с одновременной записью ЭКГ в режиме реального времени
- Подготовьте экспериментальную установку, как показано на рисунке 2B , для 2-полосной беговой дорожки с мониторингом ЭКГ в режиме реального времени во время тренировки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для тренировок рекомендуется 5-полосная беговая дорожка для грызунов (см. Таблицу материалов). Установка состоит из конвейерной ленты, разделенной на пять ходовых отсеков, и блока управления с сенсорным экраном. Каждый ходовой отсек образован прозрачной коробкой из оргстекла с крышкой, установленной на конвейерной ленте. В каждом отсеке есть сетка для поражения электрическим током, где короткие электрические импульсы действуют как стимул для поддержания движения животного. Каждый отсек индивидуально подключен к блоку управления, что позволяет регулировать интенсивность удара в зависимости от отсека. Блок управления может отображать дистанцию пробега, количество ударов и общую продолжительность ударов. Поскольку все отсеки имеют одну и ту же конвейерную ленту, скорость и наклон можно регулировать только для всех отсеков одновременно. - Чтобы обеспечить хорошую передачу сигнала во время дрессировки, поместите приемник сигнала на верхнюю часть коробки, устанавливающей беговую дорожку с животным, как показано на рисунке 2B. Точное положение приемника сигнала на беговой полосе различается у разных животных из-за разного соотношения сигнал/шум.
- Перемещайте приемник сигнала до тех пор, пока не будет найдено оптимальное положение на беговой полосе. Сделайте это, проведя тестовый эксперимент с дрессируемым животным, и отметьте положение с лучшим соотношением сигнал/шум. Используйте это оптимальное положение для реального эксперимента.
ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за размера приемника сигнала и расположения приемника перпендикулярно оси беговых дорожек (как показано на рисунке 2B) только два животных могут тренироваться одновременно с мониторингом ЭКГ в этой конфигурации.
- Перемещайте приемник сигнала до тех пор, пока не будет найдено оптимальное положение на беговой полосе. Сделайте это, проведя тестовый эксперимент с дрессируемым животным, и отметьте положение с лучшим соотношением сигнал/шум. Используйте это оптимальное положение для реального эксперимента.
- Разделите тренировку на беговой дорожке на следующие два этапа.
- Фаза акклиматизации: время, в течение которого животное адаптируется к условиям дрессировки. Выполните 1-недельный протокол акклиматизации, как показано в таблице 1 , со скоростью бега и временем тренировки для каждого дня, как описано.
- Фаза обучения: После акклиматизации тренируйте животное с фиксированной скоростью в течение фиксированного времени в день в общей сложности X дней. Для этого протокола выполняйте 5-дневный режим тренировок в течение 3 недель с постоянной скоростью 25 см/с и продолжительностью 60 мин/день (табл. 2). После 5 дней тренировок обеспечьте 2-дневный перерыв перед следующей неделей тренировок.
ПРИМЕЧАНИЕ: X определяет общее количество дней обучения и определяется на основе экспериментальной цели.
- Включите беговую дорожку. Установите наклон беговой дорожки, скорость и интенсивность удара в соответствии с протоколом тренировки. Используйте наклон вверх 5°, что приводит к умеренному уровню стресса (рекомендуется). Используйте один и тот же наклон для фазы акклиматизации и фазы обучения.
ПРИМЕЧАНИЕ: Наклон беговой дорожки определяет интенсивность тренировки; Выберите желаемый наклон. Протокол обучения может варьироваться в зависимости от цели эксперимента. - Нажмите « Настройки » в блоке управления и выберите «Тест сетки». Откроется экран выбора размера сетки. Выберите Мыши. Появится экран тестирования сетки с двумя подтестами: испытание на удар и испытание на очистку. Нажмите «Пуск», чтобы начать испытание на удар. Появится сообщение, предупреждающее пользователя о тестовых потрясениях. Чтобы начать тест, подтвердите предупреждение, коснувшись экрана.
- Поместите токопроводящую часть губчатого аксессуара, входящего в комплект беговой дорожки, на решетку беговой дорожки. Размещайте его до тех пор, пока на экране не появится слово Pass . Протестируйте все сетки таким образом. Тест завершится автоматически после того, как все полосы успешно пройдут его, но пользователь может остановить его в любое время, нажав кнопку «Стоп ».
- Чтобы продолжить тест очистки, нажмите кнопку >> и нажмите кнопку «Пуск» и дождитесь запуска теста. Этот тест также прекратится автоматически, как только все полосы движения пройдут его. Если тест не пройден, на экране появится предупреждающее сообщение. Нажмите на сообщение, чтобы увидеть результат.
ПРИМЕЧАНИЕ: Эти тесты проводятся для проверки чистоты и функционирования сетки. Решетки должны быть чистыми, чтобы обеспечить хорошее обнаружение животных и последующую правильную подачу электрического стимула, если это необходимо. Если тест не пройден, очистите решетки, проверьте, правильно ли подключены все кабели, и повторите тест. - Перенесите животное в ходовой отсек. Поместите приемник сигнала на прозрачную коробку и подключите приемник сигнала через соединительный кабель к системе сбора данных, которая состоит из матрицы обмена данными и сигнального интерфейса, который, в свою очередь, подключается к компьютеру с программным обеспечением сбора данных, работающим для просмотра сигнала ЭКГ во время эксперимента.
- Нажмите «Пуск», чтобы войти в режим работы. Животные получат короткий электрический импульс при контакте с электрической сетью, который направит животное к беговой полосе. Используйте минимальную силу удара 0,1 мА. Этого достаточно, чтобы мотивировать животных, но не видно в записи ЭКГ. Попробуйте разместить пищевые гранулы за пределами бегущих строк в поле зрения животного, чтобы поддерживать его мотивацию.
ПРИМЕЧАНИЕ: Диапазон, указанный производителем для поражения электрическим током, составляет 0.1 мА-2 мА. Увеличение интенсивности удара может потребоваться при разных штаммах мышей или в разных экспериментальных условиях, тем не менее, мы рекомендуем использовать минимально возможную интенсивность удара. В качестве альтернативы, чтобы уменьшить общее поражение электрическим током, постарайтесь удержать животное на беговой дорожке, осторожно толкая его, например, ватными ушными палочками или стимулируя его легким потоком сжатого воздуха. Если животные хорошо обучены, электрическая сеть и беговая дорожка могут быть разделены куском пенополистирола, чтобы избежать нежелательных ударов. - Если животное не тренируется и не может быть мотивировано даже ударом электрическим током, удалите его из протокола дрессировки на этот день, если в течение первых 15 минут эксперимента не произойдет улучшения.
- По завершении дайте животному отдохнуть в течение 5 минут после тренировки, прежде чем перевести его обратно в клетку. Извлеките приемник сигнала из прозрачной коробки и поместите его обратно под клетку, как показано на рисунке 2A. Выключите беговую дорожку, чтобы избежать нежелательных ударов.
- Очистите ремень беговой дорожки, беговые отсеки и электрическую сетку безалкогольным чистящим средством. Чистые дорожки приводят к лучшим результатам тренировок.
ПРИМЕЧАНИЕ: Во время тренировок важно постоянно убирать дорожки, так как животные перестают бегать по грязным дорожкам. Мы используем ватные ушные палочки, чтобы избавиться от фекалий животных во время тренировок.
- Подготовьте экспериментальную установку, как показано на рисунке 2B , для 2-полосной беговой дорожки с мониторингом ЭКГ в режиме реального времени во время тренировки.
3. Анализ данных
ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от индивидуальных целей исследования могут быть получены и проанализированы различные параметры. Этот протокол фокусируется на двух аспектах: анализ количественных характеристик ЭКГ и возникновение аритмий до, во время и после тренировки с использованием подхода, ранее описанного Tomsits etal.23; и анализ вариабельности сердечного ритма (ВСР)27.
- Анализ ЭКГ
- Подробное описание см. в Tomsits et al.23. Короче говоря, запустите программное обеспечение, подтвердите имя пользователя и серийный номер лицензии на программное обеспечение и нажмите «Продолжить».
- Чтобы открыть файл с расширением. PnmExp, нажмите « Загрузить эксперимент». Откроется диалоговое окно «Обзор папки», выберите файл и нажмите « Открыть».
- Перейдите в раздел « Действия» / «Начать проверку» на панели инструментов и выберите диалоговое окно «Загрузить данные проверки », в котором представлен обзор всех испытуемых и их записанных сигналов в рамках ранее выбранного эксперимента.
- Выберите файл для анализа, установив флажок рядом с его именем на панели «Темы » в левой части экрана. Чтобы проанализировать ЭКГ, установите флажок рядом с ЭКГ на панели типов сигналов.
- Выберите либо всю запись, либо определите диапазон или продолжительность, используя параметр временного диапазона. Нажмите OK, чтобы загрузить выбранный набор данных в обзор, и окна для событий и параметров откроются автоматически.
- Чтобы отобразить ЭКГ, нажмите « Настройка графика » на панели инструментов меню, чтобы открыть новое окно. Выберите «Первичный » в поле «Тип сигнала», введите «Время 0:00 :00:01», а затем выберите нужные « Маркировка», « Единица отображения» и « Пределы нижней и верхней осей», введя соответствующие текстовые поля. Подтвердите, установив флажок « Включить страницу », и появится определенное окно трассировки ЭКГ.
- Отрегулируйте размеры ЭКГ по осям X и Y двойным щелчком мыши. Щелкните левой кнопкой мыши трассировку, чтобы отобразить аннотацию волны, правильно распознать и аннотировать каждый сегмент трассы, волну P, Q, R, T.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если аннотации неверны, для оптимизации можно использовать несколько опций, QRS, PT, Advanced, Noise, Marks, Notes, Precision, например, опцию «Анализ/Атрибуты» с помощью щелчка правой кнопкой мыши. Подробное описание см. в Tomsits et al.23. - Выберите необходимые параметры ЭКГ в окне параметров и скопируйте их в электронную таблицу или статистическую программу для дальнейшего анализа.
- Выявление аритмии
- Для обнаружения аритмии нажмите « Эксперимент/Аналитика данных», чтобы открыть новое окно анализа данных.
- Определите настраиваемые правила поиска для отображения записи на панели поиска. Создайте новый поиск, выбрав « Создать новый поиск » после щелчка правой кнопкой мыши в списке поиска.
- В раскрывающемся меню диалогового окна ввода определите соответствующее правило поиска и нажмите « ОК », чтобы добавить это правило поиска в список. Чтобы применить правила поиска, нажмите и перетащите их на интересующий канал слева.
- На панели результатов отображается каждый участок записи ЭКГ, к которому применяется правило. Подробный обзор различных правил поиска см. в Tomsits et al.23. Два примерных правила, брадикардия и тахикардия, см. в определении и описании ниже.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для этих правил поиска физиологическая частота сердечных сокращений мышей определяется в соответствии с Kaese et al.28 как 500-724 уд/мин, что соответствует длине цикла 82-110 мс.- Брадикардия: При двухэтапном подходе определите каждый отдельный интервал RR длиннее 120 мс. Поскольку брадикардия требует более одного удлиненного интервала RR, определите дополнительное правило поиска, чтобы идентифицировать только 20 последовательных интервалов RR длиннее 120 мс как брадикардию следующим образом: брадикардия - одиночная как значение (HRcyc0) <500 и брадикардия как серия (брадикардия - одиночная, 1) > = 20. Нажмите OK, чтобы добавить это правило поиска в список.
- Следуя тому же подходу к тахикардии, определите тахикардию-одиночную как значение (HRcyc0) >724, идентифицируя каждый отдельный интервал RR, который короче 82 мс, а затем добавьте дополнительное правило поиска Тахикардия как Серия (Тахикардия-одиночная, 1) > = 20. Нажмите OK, чтобы добавить это правило поиска в список.
- Анализ вариабельности сердечного ритма
ПРИМЕЧАНИЕ: Анализ вариабельности сердечного ритма (ВСР) не выполняется в программном обеспечении для сбора данных и требует экспорта данных из программного обеспечения для сбора данных в удобочитаемом формате. Здесь мы предоставляем краткое пошаговое руководство по экспорту данных в широко используемом европейском формате данных (EDF).- Запустите программное обеспечение, подтвердите имя пользователя и серийный номер и нажмите «Продолжить».
- Чтобы экспортировать трассировку ЭКГ, например, для анализа ВСР, нажмите « Эксперимент » и выберите «Экспорт в EDF». В окне «Экспорт в EDF» выберите номер животного, проверьте ЭКГ, выберите временной диапазон, за который будут экспортированы данные, и нажмите « Экспорт».
ПРИМЕЧАНИЕ: Нет ограничений на экспортируемый временной диапазон, установленный программным обеспечением, обработка большего количества данных займет больше времени. Также можно разбить экспорт на разделы, например, 24 часа и при необходимости реинтегрировать их позже. - Запустите аналитическое программное обеспечение, используемое для анализа ВСР (см. Таблицу материалов), нажмите « Файл » и выберите « Открыть », чтобы загрузить нужный файл EDF.
- Нажмите на HRV и выберите «Настройки». Откроется окно для установки различных параметров. В разделе «Обнаружение биения» выберите виды, для которых проводится анализ ВСР. При выборе вида будут установлены значения ширины ячейки гистограммы, порога pRR и значения усреднения SDARR на панели «Анализ» в соответствии с предопределенным стандартом.
- Выберите HRV и выберите «Представление отчета». Скопируйте результаты в статистическое программное обеспечение для дальнейшего статистического анализа.
- Качество сигнала может быть значительно ниже на этапах обучения. Если это так, вручную выберите циклы с видимыми P и QRS для последующего анализа. Исключите из анализа неверные метки данных и метки данных без четких P-волн. Делайте это под тщательным рассмотрением опытного аналитика ЭКГ, чтобы избежать исключения хороших точек данных.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В зависимости от индивидуальных задач исследования, последующий анализ полученных телеметрических данных будет сильно отличаться. Здесь мы демонстрируем осуществимость метода, получая данные хорошего качества, записанные во время тренировок, и приводим примерные результаты анализа ЭКГ и вариабельности сердечного ритма до, во время и после тренировки. Данные представлены в виде среднего ± стандартной погрешности среднего (SEM), все статистические анализы проводились с помощью соответствующего статистического программного обеспечения (см. Таблицу материалов). Статистическую значимость оценивали с помощью t-критерия студента. Интервал QT корректируется, как обсуждалось ранее Roussel et al., с использованием формулы QTc = QT / (√(RR / 100)))29.
Успешная телеметрическая запись ЭКГ во время тренировки
С помощью этого протокола можно получить данные ЭКГ с четкими зубцами P, Q, R, S и T у животных во время обучения, как показано на рисунке 3.
Все измерения у одного животного были сделаны в один и тот же день. Исходные измерения проводились в 10 часов утра ± за 10 минут до тренировки, когда животные все еще находились в своем постоянном жилище. Измерения во время тренировки проводились с середины 60-минутной тренировки ± 10 минут на 3-й день на третьей неделе тренировки, послетренировочные измерения проводились с 5-минутного периода отдыха после тренировки и перед повторным переводом в постоянное жилье, а восстановленные измерения проводились через 1 час после тренировки ± 10 минут. Подходящие участки трассировки ЭКГ для анализа были выбраны вручную из этих определенных участков с учетом показаний, например, 40 последовательных циклов для данных, представленных на рисунке 4.
Оценка параметров ЭКГ
Данные используются для анализа физиологических изменений до, во время и после тренировки, как показано на одном примере животного на рисунке 4. Частота сердечных сокращений (рис. 4A), интервал PR (рис. 4B), продолжительность QRS (рис. 4C) и интервал QTc (рис. 4D) оцениваются путем усреднения 40 последовательных циклов ЭКГ. Частота сердечных сокращений увеличивается примерно до 800 ударов в минуту, когда животное тренируется, и постепенно восстанавливается до исходного уровня после тренировки. Интервал PR, продолжительность QRS и интервалы QTc сокращаются при стрессе, и как только стресс заканчивается, возвращается к исходному уровню. Приведены примерные данные по одному животному.
Выявление тахикардии
Для выявления эпизодов тахикардии и брадикардии использовались поисковые определения, как описано в шаге 3.2.4. На рисунке 5А показан синусовый ритм на исходном уровне. Репрезентативный след синусовой тахикардии во время тренировки показан на рисунке 5B. Здесь приведены примерные данные по одному животному.
Оценка качества данных путем оценки параметров вариабельности сердечного ритма
Анализ ВСР проводится, как описано в шаге 3.3. 5-минутные срезы для анализа ВСР представлены на рисунке 6. На рисунке 6А показана частота сердечных сокращений одного животного в ходе эксперимента. Частота сердечных сокращений увеличивается во время тренировки и постепенно возвращается к исходному уровню после тренировки, эту тенденцию также можно визуализировать по медианному интервалу RR, как показано на рисунке 6B. На рисунке 6C показано сопоставимое стандартное отклонение интервалов ОР (SDRR), полученное на исходном уровне и во время обучения с помощью автоматизированной аннотации RR, демонстрирующее качество данных. Данные получены от трех мышей. SDRR представляет собой стандартное отклонение всех интервалов между ударами (IBI) и автоматически вычисляется программным обеспечением как положительный квадратный корень из дисперсии IBI вокруг среднего IBI по формуле:
σх = 
Рисунок 1: Схематическое изображение телеметрического передатчика и позиционирования вывода. Мышь находится в положении лежа на спине; трансмиттер размещается внутрибрюшинно, а отведения фиксируются подкожно в конфигурации отведения II. Создано с помощью Biorender. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Экспериментальная установка . (A) Установка для записи ЭКГ с использованием имплантируемой телеметрии до и после тренировки с приемником сигнала, хранящимся под клеткой для животных. (B) Настройка для мониторинга ЭКГ в режиме реального времени во время тренировки на беговой дорожке. Для оптимального качества сигнала приемник сигнала размещается на прозрачной коробке. Создано с помощью Biorender. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Репрезентативная ЭКГ во время тренировки. Нормальный синусовый ритм, P-волна, QRS и зубец Т обозначаются заглавными буквами, RR-интервал обозначается полосой. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Телеметрия с течением времени. Графики трендов показывают репрезентативные результаты для (A) частоты сердечных сокращений (BPM). (B) Интервал PR (мс). (C) Продолжительность QRS (мс). (D) Интервал QTc (мс) до (исходный уровень), во время (тренировки), сразу после тренировки (после тренировки) и после полного выздоровления (выздоровел). Данные получены от одного животного путем усреднения 40 последовательных циклов ЭКГ. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Репрезентативные ЭКГ до и во время тренировки . (А) Синусовый ритм перед тренировкой. (B) Синусовая тахикардия во время тренировки. Данные получены от одного животного. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Оценка качества данных с помощью анализа ВСР . (A) Репрезентативная тенденция частоты сердечных сокращений одного животного до (исходный уровень), во время (тренировки) и после (после тренировки) упражнений. (B) Медианный интервал ОР до (исходный уровень) и во время тренировки (тренировки) и после полного выздоровления (выздоровел), показанный как среднее значение ± SEM, непарный t-критерий Стьюдента, ***p < 0,001. (C) SDRR до (исходный уровень) и во время тренировки (тренировки) и после полного выздоровления (восстановленных), n = 3, показанных как среднее значение ± SEM. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
| 5-дневная фаза акклиматизации | ||
| День | Скорость (см/сек) | Время (мин) |
| 1 | 16.7 | 10 |
| 2 | 18.3 | 20 |
| 3 | 20 | 30 |
| 4 | 21.7 | 40 |
| 5 | 23.3 | 50 |
| Примечание: 2-минутные интервалы отдыха через каждые 15 минут | ||
Таблица 1: Тренировочный режим на этапе акклиматизации.
| 5-дневный этап обучения | ||
| День | Скорость (см/сек) | Время (мин) |
| 1 | 25.0 | 60 |
| 2 | 25.0 | 60 |
| 3 | 25.0 | 60 |
| 4 | 25.0 | 60 |
| 5 | 25.0 | 60 |
| Примечание: 2-минутные интервалы отдыха через каждые 15 минут | ||
Таблица 2: Тренировочный режим на этапе обучения.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Современные руководящие принципы рекомендуют регулярную физическую активность, поскольку было продемонстрировано, что она является важным модификатором факторов риска сердечно-сосудистых заболеваний30. Кроме того, появляется все больше доказательств того, что умеренная физическая активность может защитить от фибрилляции предсердий (ФП) как при первичной, так и при вторичной профилактике31,32,33. Напротив, спортсмены на выносливость, такие как марафонцы, имеют более высокий риск развития мерцательной аритмии, что указывает на то, что тренировки на выносливость также могут иметь негативные последствия34,35. Такая U-образная взаимосвязь между риском аритмии и интенсивностью тренировок была четко показана для ФП у здоровых спортсменов 9,36,37,38 и у пациентов с основным заболеванием сердца, однако мало что известно об интенсивности тренировок и аритмогенезе 4,5,6,7.
Чтобы преодолеть это ограничение и улучшить уход за пациентами, необходимы дальнейшие исследования влияния физических упражнений на электрофизиологию сердца. Для изучения фундаментальных механизмов и молекулярных/клеточных адаптаций в ответ на обучение были разработаны различные модели у ряда видовживотных15. Учитывая имманентные преимущества, но также и ограничения каждой модели/вида, исследователи должны выбрать наиболее подходящую для каждого отдельного исследовательского вопроса; Что касается электрофизиологии и исследований аритмии, широко используются модели мышей 13,14,39,40 и свиней 13,14,41,42,43. Несмотря на то, что протоколы дрессировки с использованием моторизованной беговой дорожки были разработаны для свиней, существует ряд серьезных проблем, включая (i) сидячий образ жизни свиней, который требует трудоемкого кондиционирования перед экспериментом, а также стимулов для поддержания соответствия свиней во время эксперимента и (ii) размер и вес тела, которые могут препятствовать обучению пожилых свиней или дрессировке в течение длительных периодов времени15, 44. У мышей было разработано несколько протоколов упражнений, включая моторизованную тренировку на беговой дорожке, VWR или плавание17,18. Хотя VWR имитирует естественную схему бега у грызунов и вызывает меньший стресс по сравнению с методами принудительных упражнений, такими как плавание и тренировки на беговой дорожке, он также имеет определенные недостатки45. Спонтанный характер VWR не позволяет контролировать интенсивность, продолжительность или частоту упражнений, тем самым препятствуя хорошо контролируемым экспериментам. В плавательных моделях продолжительность и интенсивность тренировок можно легко регулировать, необходимое оборудование просто и доступно по низкой цене, а метод может быть установлен в большинстве исследовательских лабораторий46. Несмотря на эти преимущества, изучение электрофизиологии на плавательной модели затруднено, поскольку в настоящее время нет возможности контролировать ЭКГ во время плавания. Подход, описанный в этом протоколе, сочетает в себе имплантируемую телеметрическую систему с моделью упражнений на беговой дорожке и, таким образом, преодолевает ограничения других моделей обучения в контексте исследований электрофизиологии47,48. Использование беговой дорожки позволяет контролировать различные условия упражнений, такие как интенсивность (наклон, наклон и скорость бега) или продолжительность. Кроме того, можно изучить различные протоколы тренировок, включая тренировки на выносливость, интервальные тренировки и острые упражнения. Следуя этому протоколу, теперь также можно записывать и контролировать ЭКГ с помощью имплантируемых телеметрических передатчиков, когда мышь работает на беговой дорожке.
Учитывая, что мыши обычно охотно бегают всего несколько минут, необходимы такие стимулы, как постукивание по спине маленькими палочками, выдувание струй сжатого воздуха или электрические стимулы. Эти стимулы, однако, могут вызывать психологический стресс, что может существенно повлиять на качество экспериментальных данных. Следовательно, мы постарались свести к минимуму эти стрессовые факторы, позволив мыши адаптироваться к беговой дорожке во время фазы акклиматизации, с устойчивым приращением скорости и используя минимальную или нулевую интенсивность удара, как описано ранее15,17,45.
В целом, при записи ЭКГ артефакты движения являются серьезной проблемой, особенно во время физической активности. Следуя предложенному нами протоколу, исследователи смогут получать сигналы ЭКГ в хорошем качестве, что позволит четко различать и аннотировать P, Q, R, S, T (рис. 3). Таким образом, различные параметры ЭКГ, такие как частота сердечных сокращений, вариабельность сердечного ритма, интервал PR, продолжительность QRS или продолжительность QT, могут быть надежно оценены до, во время и после тренировки с помощью автоматизированных программных алгоритмов. Кроме того, могут быть обнаружены такие аритмии, как тахиаритмия, брадиаритмия или паузы. Поскольку анализ вариабельности сердечного ритма, обычно проводимый для изучения влияния вегетативной нервной системы на сердце27,28, зависит от достаточной аннотации R-волны, качество данных может быть проверено такими же низкими значениями SDRR, полученными в состоянии покоя и во время тренировки с помощью автоматической аннотации, как показано на рисунке 6.
Как и любой экспериментальный метод, этот метод не лишен подводных камней и содержит несколько важных этапов. Стерильные условия и короткое время работы являются требованиями для успешной имплантации трансмиттера, правильного заживления ран и быстрого восстановления животных после операции. Швы не должны быть слишком тугими, иначе они вызовут некроз кожи. В целом, хирургическая процедура требует практического опыта, и результаты со временем улучшатся. Позиционирование отведения влияет на регистрируемый основной вектор, наилучшие результаты получаются при крутом положении двух отведений, так как это приводит к более высоким амплитудам зубцов P и R, что, в свою очередь, является критическим требованием для последующего анализа ЭКГ. Дрессировка мышей может быть сложной задачей, так как не все животные охотно тренируются. Хорошо разработанный протокол акклиматизации, включающий введение в среду беговой дорожки, медленное увеличение скорости конвейерной ленты и положительное улучшение хорошего тренировочного поведения, например, с помощью пищевых гранул, может помочь подготовить животных к лучшему обучению и уменьшить потребность в потенциально мешающих стимулах во время экспериментов. Важно свести все стимулы к абсолютному минимуму, так как они могут повлиять на качество данных. Однако наиболее важным шагом является оптимальное позиционирование приемника телеметрии во время тренировки на беговой дорожке, так как от него напрямую зависит качество получаемых данных. Положение приемника должно быть определено для каждой пары животных, тренирующихся одновременно, так как оно варьируется в зависимости от точного положения телеметрического устройства и поводков, а также от индивидуальной схемы бега животных. Позиция определяется методом проб и ошибок, визуально оценивая качество сигнала в режиме реального времени. Все признаки ЭКГ, подлежащие анализу, должны быть четко видны до начала экспериментов. Учитывая высокую частоту сердечных сокращений мышей, многие точки данных накапливаются даже при коротких периодах записи. Это, а также общая низкая амплитуда сигнала, естественным образом приводящая к более низкому соотношению сигнал/шум у грызунов, чем у людей или крупных животных, делают анализ данных чрезвычайно сложным, как мы уже обсуждалиранее 23. Основным ограничением этого протокола, помимо дорогостоящего оборудования, необходимого для выполнения телеметрии и обучения на беговой дорожке, является высокая техническая требовательность к хирургической процедуре и анализу данных, что ограничивает доступность для новичков в этой области.
В целом, ЭКГ является блестящим инструментом для изучения электрофизиологии сердца и аритмогенеза. У людей обычно проводятся стресс-тесты для записи ЭКГ во время тренировки, которые позволяют оценить влияние тренировок на электрофизиологию сердца. Мыши являются наиболее часто используемыми видами в исследованиях, было разработано несколько протоколов упражнений, но мониторинг ЭКГ в реальном времени во время тренировок до сих пор был невозможен. Предложенный нами протокол позволяет впервые получить записи ЭКГ в периоды физических нагрузок у мышей. Это позволит исследователям изучить как механизмы, связанные с физическими упражнениями, приводящие к полезной сердечной адаптации, так и дезадаптивное, проаритмическое ремоделирование и, таким образом, в конечном итоге приведет к улучшению ухода за пациентами в будущем.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам раскрывать нечего.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана Немецким научно-исследовательским обществом (DFG; Программа ученых-клиницистов в области сосудистой медицины (PRIME), MA 2186/14-1 для. Томситса), Немецкий центр сердечно-сосудистых исследований (DZHK; 81X2600255 для С. Клаусса), Фонд Corona (S199/10079/2019 для С. Клаусса) и ERA-NET по сердечно-сосудистым заболеваниям (ERA-CVD; 01KL1910 для С. Клаусса). Спонсоры не играли никакой роли в подготовке рукописи.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 14-gauge needle | Sterican | 584125 | |
| Any mouse | e.g. Jackson Laboratories | ||
| Bepanthen | Bayer | 1578675 | |
| Carprofen 0.005 mg/µL | Zoetis | 53716-49-7 | |
| Data Exchange Matrix 2.0 (MX2) | Data Science International | Manages communication between PhysioTel and PhysioTel HD telemetry implants and the acquisition computer. | |
| Enrofloxacin 25 mg/ml | Baytril | 400614.00.00 | |
| Fentanyl 0.5 mg/10 mL | Braun Melsungen | ||
| Fine forceps | Fine Science Tools | 11295-51 | |
| Five Lane Treadmill for Mouse | Panlab - Harvard Apparatus | 76-0896 | Includes treadmill unit, touchscreen control unit, a sponge , and cables |
| Iris scissors | Fine Science Tools | 14084-08 | |
| Isoflurane 1 mL/mL | Cp-Pharma | 31303 | |
| Isoflurane vaporizer system | Hugo Sachs Elektronik | 34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910 | Includes an induction chamber, a gas evacuation unit and charcoal filters |
| LabChart Pro 8.1.16 | ADInstruments | ||
| Magnet | Data Science International | ||
| Modified Bain circuit | Hugo Sachs Elektronik | 73-4860 | Includes an anesthesia mask for mice |
| Modular connectors | Data Science International | Connecting cables between Reciever, Signal Interface and Matrix 2.0 (MX2) | |
| Novafil s 5-0 | Medtrocin/Covidien | 88864555-23 | |
| Octal BioAmp | ADInstruments | FE238-0239 | Amplifier for recording Surface ECG |
| Octenisept | Schülke | 121418 | |
| Oxygen 5 L | Linde | 2020175 | Includes a pressure regulator |
| PhysioTel ETA-F10 transmitter | Data Science International | ||
| PhysioTel receiver RPC-1 | Data Science International | Signal reciever | |
| Ponemah 6.42 | Data Science International | ECG Analysis Software | |
| Powerlab | ADInstruments | 3516-1277 | Suface ECG Acquisition hardware device. Includes ECG electrode leads |
| Prism 8.0.1 | Graph Pad | ||
| Radio Device (Sony AF/AM) | Sony | ||
| Signal Interface | Data Science International | Acquires and synchronizes digital signals with telemetry data in Ponemah v6.x. | |
| Spring scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Surgical platform | Kent Scientific | SURGI-M | |
| Tergazyme 1% | Alconox | 13051.0 | Commercial cleaning solution |
| Tweezers | Kent Scientific | INS600098-2 |
References
- Halle, M., et al. Myocarditis in athletes: A clinical perspective. European Journal of Preventive Cardiology. , (2020).
- Maron, B. J., et al. Eligibility and disqualification recommendations for competitive athletes with cardiovascular abnormalities: Task force 3: Hypertrophic cardiomyopathy, arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy and other cardiomyopathies, and myocarditis: A scientific statement from the American Heart Association and American College of Cardiology. Circulation. 132 (22), 273-280 (2015).
- Caforio, A. L. P., et al. Current state of knowledge on aetiology, diagnosis, management, and therapy of myocarditis: a position statement of the European Society of Cardiology Working Group on Myocardial and Pericardial Diseases. European Heart Journal. 34 (33), 2636-2648 (2013).
- Eberly, L., Garg, L., Vidula, M., Reza, N., Krishnan, S. Running the risk: Exercise and arrhythmogenic cardiomyopathy. Current Treatment Options in Cardiovascular Medicine. 23 (10), 64 (2021).
- Lang, C. N., Steinfurt, J., Odening, K. E. Avoiding sports-related sudden cardiac death in children with congenital channelopathy: Recommendations for sports activities. Herz. 42 (2), 162-170 (2017).
- Maron, B. J., et al. Recommendations for physical activity and recreational sports participation for young patients with genetic cardiovascular diseases. Circulation. 109 (22), 2807-2816 (2004).
- Martinez-Sole, J., et al. Facts and gaps in exercise influence on arrhythmogenic cardiomyopathy: New insights from a meta-analysis approach. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 702560 (2021).
- Sharma, S., Merghani, A., Mont, L. Exercise and the heart: the good, the bad, and the ugly. European Heart Jorunal. 36 (23), 1445-1453 (2015).
- Guasch, E., Mont, L. Diagnosis, pathophysiology, and management of exercise-induced arrhythmias. Nature Reviews. Cardiology. 14 (2), 88-101 (2017).
- Konhilas, J. P., et al. Exercise can prevent and reverse the severity of hypertrophic cardiomyopathy. Circulation Research. 98 (4), 540-548 (2006).
- Trivedi, S. J., et al. Differing mechanisms of atrial fibrillation in athletes and non-athletes: alterations in atrial structure and function. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 21 (12), 1374-1383 (2020).
- Clauss, S., et al. MicroRNAs as biomarkers for acute atrial remodeling in marathon runners (The miRathon study--A sub-study of the Munich marathon study). PLoS One. 11 (2), 0148599 (2016).
- Clauss, S., et al. Animal models of arrhythmia: classic electrophysiology to genetically modified large animals. Nature Reviews. Cardiology. 16 (8), 457-475 (2019).
- Schüttler, D., et al.
- Poole, D. C., et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), 1100-1138 (2020).
- Pynn, M., Schafer, K., Konstantinides, S., Halle, M. Exercise training reduces neointimal growth and stabilizes vascular lesions developing after injury in apolipoprotein e-deficient mice. Circulation. 109 (3), 386-392 (2004).
- Wang, Y., Wisloff, U., Kemi, O. J. Animal models in the study of exercise-induced cardiac hypertrophy. Physiological Research. 59 (5), 633-644 (2010).
- Massett, M. P., Matejka, C., Kim, H. Systematic review and meta-analysis of endurance exercise training protocols for mice. Frontiers in Physiology. 12, 782695 (2021).
- Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), e61583 (2020).
- Mongue-Din, H., Salmon, A., Fiszman, M. Y., Fromes, Y. Non-invasive restrained ECG recording in conscious small rodents: a new tool for cardiac electrical activity investigation. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 454 (1), 165-171 (2007).
- Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6 (2001).
- Sato, S. Multi-dry-electrode plate sensor for non-invasive electrocardiogram and heart rate monitoring for the assessment of drug responses in freely behaving mice. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 97, 29-35 (2019).
- Tomsits, P., et al. Analyzing long-term electrocardiography recordings to detect arrhythmias in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (171), e62386 (2021).
- Gkrouzoudi, A., Tsingotjidou, A., Jirkof, P. A systematic review on the reporting quality in mouse telemetry implantation surgery using electrocardiogram recording devices. Physiology & Behavior. 244, 113645 (2022).
- Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. Annual International Conference. 2011, 7666-7669 (2011).
- McCauley, M. D., Wehrens, X. H.
- Thireau, J., Zhang, B. L., Poisson, D., Babuty, D. Heart rate variability in mice: a theoretical and practical guide. Experimental Physiology. 93 (1), 83-94 (2008).
- Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: a matter of size. Frontiers in Physiology. 3, 345 (2012).
- Roussel, J., et al. The complex QT/RR relationship in mice. Scientific Reports. 6, 25388 (2016).
- Visseren, F. L. J., et al. ESC Guidelines on cardiovascular disease prevention in clinical practice: Developed by the Task Force for cardiovascular disease prevention in clinical practice with representatives of the European Society of Cardiology and 12 medical societies With the special contribution of the European Association of Preventive Cardiology (EAPC). European Heart Journal. 42 (34), 3227 (2021).
- Buckley, B. J. R., Lip, G. Y. H., Thijssen, D. H. J. The counterintuitive role of exercise in the prevention and cause of atrial fibrillation. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1051-1058 (2020).
- Elliott, A. D., et al. Association between physical activity and risk of incident arrhythmias in 402 406 individuals: evidence from the UK Biobank cohort. European Heart Journal. 41 (15), 1479-1486 (2020).
- Qureshi, W. T., et al. Cardiorespiratory fitness and risk of incident atrial fibrillation: Results from the Henry Ford Exercise Testing (FIT) project. Circulation. 131 (21), 1827-1834 (2015).
- Abdulla, J., Nielsen, J. R. Is the risk of atrial fibrillation higher in athletes than in the general population? A systematic review and meta-analysis. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 11 (9), 1156-1159 (2009).
- Centurion, O. A., et al. The association between atrial fibrillation and endurance physical activity: How much is too much. Journal of Atrial Fibrillation. 12 (3), 2167 (2019).
- Calvo, N., et al. Emerging risk factors and the dose-response relationship between physical activity and lone atrial fibrillation: a prospective case-control study. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 18 (1), 57-63 (2016).
- Khan, H., et al. Cardiorespiratory fitness and atrial fibrillation: A population-based follow-up study. Heart Rhythm. 12 (7), 1424-1430 (2015).
- Morseth, B., et al. Physical activity, resting heart rate, and atrial fibrillation: the Tromso Study. European Heart Journal. 37 (29), 2307-2313 (2016).
- Hulsmans, M., et al. Macrophages facilitate electrical conduction in the heart. Cell. 169 (3), 510-522 (2017).
- Xiao, L., et al. Ibrutinib-mediated atrial fibrillation attributable to inhibition of C-terminal Src kinase. Circulation. 142 (25), 2443-2455 (2020).
- Clauss, S., et al. Characterization of a porcine model of atrial arrhythmogenicity in the context of ischaemic heart failure. PLoS One. 15 (5), 0232374 (2020).
- Renner, S., et al. Porcine models for studying complications and organ crosstalk in diabetes mellitus. Cell and Tissue Research. 380 (2), 341-378 (2020).
- Schuttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animal (NY). 51 (2), 46-67 (2022).
- De Wijs-Meijler, D. P., et al. Surgical placement of catheters for long-term cardiovascular exercise testing in swine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53772 (2016).
- Borzsei, D., et al. Multiple applications of different exercise modalities with rodents. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 3898710 (2021).
- Kaplan, M. L., et al. Cardiac adaptations to chronic exercise in mice. The American Journal of Physiology. 267 (3), Pt 2 1167-1173 (1994).
- Fewell, J. G., et al. A treadmill exercise regimen for identifying cardiovascular phenotypes in transgenic mice. The American Journal of Physiology. 273 (3), Pt 2 1595-1605 (1997).
- Kemi, O. J., Loennechen, J. P., Wisloff, U., Ellingsen, O. Intensity-controlled treadmill running in mice: cardiac and skeletal muscle hypertrophy. Journal of Applied Physiology. 93 (4), Bethesda. Md. 1301-1309 (2002).
