Summary
La sécrétion d’exsudats racinaires est généralement une stratégie de désintoxication externe pour les plantes dans des conditions de stress. Ce protocole décrit comment évaluer l’impact des xénobiotiques sur la luzerne par analyse métabolomique non ciblée.
Abstract
Les exsudats racinaires sont les principaux moyens de communication de l’information et de transfert d’énergie entre les racines des plantes et le milieu environnant. Le changement dans la sécrétion des exsudats racinaires est généralement une stratégie de désintoxication externe pour les plantes dans des conditions de stress. Ce protocole vise à introduire des lignes directrices générales pour la collecte d’exsudats de racines de luzerne afin d’étudier l’impact du phtalate de di(2-éthylhexyle) (DEHP) sur la production de métabolites. Tout d’abord, les semis de luzerne sont cultivés sous stress DEHP dans une expérience de culture hydroponique. Deuxièmement, les plantes sont transférées dans des tubes de centrifugation contenant 50 mL d’eau ultrapure stérilisée pendant 6 h pour recueillir les exsudats racinaires. Les solutions sont ensuite lyophilisées dans un lyophilisateur sous vide. Les échantillons congelés sont extraits et dérivatisés avec le réactif bis(triméthylsilyl)) trifluoroacétamide (BSTFA). Par la suite, les extraits dérivatisés sont mesurés à l’aide d’un système de chromatographe en phase gazeuse couplé à un spectromètre de masse à temps de vol (GC-TOF-MS). Les données sur les métabolites acquis sont ensuite analysées selon des méthodes bioinformatiques. Les métabolites différentiels et les voies métaboliques significativement modifiées devraient être explorés en profondeur pour révéler l’impact du DEHP sur la luzerne compte tenu des exsudats racinaires.
Introduction
Le phtalate de di(2-éthylhexyle) (DEHP) est un composé chimique synthétique largement utilisé dans divers plastiques et polymères comme plastifiant pour améliorer leur plasticité et leur résistance. Au cours des dernières années, un nombre croissant d’études ont suggéré que le DEHP est un perturbateur endocrinien et a des effets néfastes sur les systèmes respiratoire, nerveux et reproducteur des humains et des autres animaux 1,2,3. Compte tenu de son risque pour la santé, l’Agence de protection de l’environnement des États-Unis, l’Union européenne et le Centre de surveillance environnementale de Chine ont tous classé le DEHP dans la liste des polluants prioritaires. Le sol a été considéré comme un puits important de DEHP dans l’environnement, en raison de l’application de paillage plastique et d’engrais organiques, de l’irrigation avec des eaux usées et de l’application de bouesagricoles 4. Comme prévu, le DEHP a été détecté de manière omniprésente dans les sols des terres agricoles, dont la teneur atteint même jusqu’à milligrammes par kilogramme de sol séché dans certaines régions de Chine 5,6. Le DEHP peut pénétrer dans les plantes principalement par les racines et subir une bioamplification à différents niveaux trophiques dans les écosystèmes du sol7. Par conséquent, au cours des dernières décennies, des préoccupations importantes ont été soulevées au sujet du stress induit par le DEHP dans les usines.
Les plantes sont généralement vulnérables à l’exposition au DEHP. Il a été observé que le stress du DEHP exerce un effet néfaste sur la germination des graines et le métabolisme normal, inhibant ainsi la croissance et le développement des plantes 8,9. Par exemple, le DEHP peut induire des dommages oxydatifs aux cellules mésophylles, diminuer la teneur en chlorophylle et en osmolytes, et élever les activités enzymatiques antioxydantes, entraînant éventuellement une baisse du rendement et de la qualité des plantes comestibles10,11. Cependant, la plupart des études antérieures sur la réponse des plantes au stress du DEHP se sont concentrées sur le stress oxydatif et les caractéristiques physiologiques et biochimiques. Les mécanismes correspondants associés au métabolisme des plantes sont moins étudiés. Les exsudats racinaires sont un terme générique décrivant les composés que les racines des plantes sécrètent et libèrent dans l’environnement. Ils ont été considérés comme les milieux d’interaction entre les plantes et le sol de la rhizosphère, jouant un rôle important dans le soutien de la croissance et du développementdes plantes 12. Il est bien connu que les exsudats racinaires représentent environ 30% à 40% de tout le carbone photosynthétique13. Dans les milieux pollués, les exsudats racinaires sont impliqués dans l’amélioration de la tolérance des plantes au stress des polluants par métabolisme ou exclusion externe14. En conséquence, une compréhension approfondie de la réponse des exsudats racinaires des plantes au stress de pollution peut aider à révéler les mécanismes sous-jacents associés à la biochimie cellulaire et aux phénomènes biologiques15.
La technologie métabolomique fournit une stratégie efficace pour mesurer un grand nombre de métabolites de petites molécules simultanément dans les cellules 16,17, les tissus18, et même les exsudats d’organismes 19, y compris les sucres, les acides organiques, les acides aminés et les lipides. Par rapport aux méthodes d’analyse chimique traditionnelles ou classiques, l’approche métabolomique augmente considérablement le nombre de métabolites pouvant être détectés20, ce qui peut aider à identifier les métabolites de manière plus débitée et à identifier les voies métaboliques clés. La métabolomique a été largement utilisée dans le domaine de la recherche sur la réponse biologique dans les environnements de stress, tels que les métaux lourds21, les polluants émergents22 et les nanoparticules19. La plupart de ces études sur les plantes se sont concentrées sur les changements métaboliques dans les tissus végétaux intérieurs, alors que peu ont été rapportées sur la réponse des exsudats racinaires au stress environnemental. Par conséquent, le but de cette étude est d’introduire des lignes directrices générales pour la collecte d’exsudats de racines de luzerne afin d’étudier l’impact du DEHP sur la production de métabolites. Les résultats fourniront une orientation méthodologique pour l’étude de suivi de la métabolomique végétale par le DEHP.
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Protocol
L’objectif de ce protocole est de fournir un pipeline général, d’une expérience de culture hydroponique à l’analyse métabolomique, quantifiant l’effet du DEHP sur les exsudats de racines de luzerne.
1. Expérience de culture hydroponique
REMARQUE : Ce protocole présente un exemple d’expérience de culture hydroponique de luzerne conçue pour obtenir des semis de luzerne (Medicago sativa) sous le stress de différentes concentrations de DEHP. Trois traitements ont été mis en place : le témoin sans aucun ajout, et la solution nutritive enrichie de 1 mg kg-1 et 10 mg kg-1 de di(DEHP. Les concentrations de DEHP ont été fixées en fonction de la teneur réelle en DEHP dans le sol23. Chaque traitement a eu six répétitions.
- Stériliser les graines de luzerne avec de l’hypochlorite de sodium à 0,1 % pendant 10 min et de l’alcool éthylique à 75 % pendant 30 min.
- Rincer les graines stérilisées plusieurs fois avec de l’eau distillée, puis faire germer sur du papier filtre humide dans une boîte de Petri stérile à 30 °C dans l’obscurité.
- Transférer 20 graines uniformes, germées et dodues sur un panier de greffe dans un flacon de culture rempli d’une solution nutritive, composée de (en μM) : Ca(NO 3)2,3 500; NH4H2PO4, 1 000; KNO3, 6 000; MgSO4, 2 000; Na2acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA), 75; H3 BO3, 46; MnSO4, 9.1; ZnSO4, 0,8; CuSO4, 0,3; et (NH4 )6Mo7O24, 0,02. Ajuster le pH de la solution à 7,0 en utilisant 0,1 M KOH. Renouvelez toutes les solutions chaque semaine.
- Placer toutes les bouteilles de culture dans une chambre de croissance contrôlée d’une intensité lumineuse de 150-180 μmol m-2 s-1 avec une photopériode de 16 h chaque jour, à 27 °C et 20 °C représentant le jour (16 h) et la nuit (8 h), respectivement.
- Transférer 15 plantules de luzerne uniformes dans une nouvelle bouteille en verre pour des expériences de culture sous 1 mg kg-1 et 10 mg kg-1 DEHP stress après 2 semaines. Enveloppez les bouteilles en verre avec du papier d’aluminium et du parafilm pour prévenir la photolyse et la volatilisation du DEHP. Pour appliquer les mêmes conditions, enveloppez également les flacons de contrôle avec du papier d’aluminium et du parafilm. Complétez la solution nutritive quotidiennement pour maintenir le niveau de liquide.
- Placez et alternez les bouteilles au hasard tous les 2 jours pour assurer des conditions de croissance constantes pour les plants de luzerne.
- Après 7 jours de culture, retirez les plants de luzerne des bouteilles et lavez-les plusieurs fois à l’eau ultrapure, en vous préparant à la collecte des exsudats racinaires.
2. Collecte, extraction et analyse métabolomique des exsudats racinaires
REMARQUE: Ce protocole est divisé en trois parties: une expérience de collecte, une expérience d’extraction et une analyse métabolomique des exsudats racinaires. Le but de l’expérience de collecte est de transférer les métabolites sécrétés dans les échantillons de plantes au système de solution pour une extraction ultérieure.
- Expérience de collecte
- Transférer 10 plantules de luzerne uniformes dans des tubes centrifugeux remplis de 50 ml d’eau désionisée stérilisée. Immerger les racines dans l’eau pour recueillir les exsudats racinaires pendant 6 h; Gardez les tubes à la verticale. Effectuer au moins six répétitions pour chaque traitement.
- Enveloppez les tubes de centrifugation avec du papier d’aluminium pour protéger les racines de la lumière.
- Retirer les plantes et lyophiliser le liquide recueilli pour le profilage des métabolites.
- Expérience d’extraction
- Ajouter 1,8 mL de solution d’extraction (méthanol:H2O = 3:1, V/V) dans les tubes et le vortex pendant 30 s.
- Appliquez des ondes ultrasonores sur les tubes pendant 10 minutes dans un bain d’eau glacée.
- Centrifuger les échantillons à 4 °C et 11 000 × g pendant 15 min.
- Transférer délicatement 200 μL de surnageant dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL. Prélever 45 μL de surnageant de chaque échantillon et les mélanger dans des échantillons de contrôle de la qualité (CQ) à un volume final de 270 μL, qui est utilisé pour l’étalonnage des données de métabolome des échantillons.
- Lyophiliser les extraits dans un concentrateur sous vide. Poursuivre le séchage avec 5 μL de l’étalon interne (ribonucléol).
- Après évaporation dans un concentrateur sous vide, ajouter 30 μL de chlorhydrate de méthoxyamination (dissous dans de la pyridine à une concentration de 20 mg mL-1) dans les tubes et incuber les tubes à 80 °C pendant 30 min. Ensuite, ajouter 40 μL de réactif bis(triméthylsilyl)trifluoroacétamide (BSTFA) (avec 1% de triméthylchlorosilane [TMC], V/V) aux échantillons et placer les tubes à 70 °C pendant 1,5 h pour la dérivatisation.
- Refroidir les échantillons à température ambiante et ajouter 5 μL d’esters méthyliques d’acides gras (EMAG) (dans le chloroforme) aux échantillons de CQ.
- Analyse métabolomique
- Injecter 1,0 μL des extraits dérivatisés dans un système de chromatographie en phase gazeuse couplé à un spectromètre de masse à temps de vol (GC-TOF-MS) pour l’analyse de profilage métabolomique en utilisant un mode sans fractionnement.
- Utiliser une colonne capillaire (30 m x 250 μm x 0,25 μm) pour la séparation des exsudats racinaires, avec de l’hélium comme gaz porteur à un débit de 1,0 mL min-1. Réglez la température d’injection à 280 °C et maintenez la température de la conduite de transfert et la température de la source d’ions à 280 °C et 250 °C, respectivement.
- Pour la séparation, utilisez le programme de four suivant : 1 min de chauffage isotherme à 50 °C, une rampe de four de 10 °C/min-1 à 310 °C et un chauffage isotherme final à 310 °C pendant 8 min.
- Effectuer le mode de collision d’électrons avec -70 eV d’énergie. Obtenez des spectres de masse en utilisant le mode de surveillance à balayage complet avec une plage de balayage de masse de 50 à 500 m/z à une vitesse de 12,5 spectres/s.
- Filtrez les pics individuels pour éliminer le bruit. La valeur de l’écart est filtrée en fonction de l’intervalle interquartile.
- Remplissez les valeurs manquantes avec la moitié des valeurs minimales, standardisez et normalisez les données.
- Importez les données finales dans .csv format dans un logiciel d’analyse statistique pour l’analyse multivariée.
- Recherchez les métabolites dans la base de données Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) (une ressource de base de données pour comprendre les fonctions et les utilités de haut niveau du système biologique) et classez les métabolites en différentes catégories, telles que les glucides, les acides, les lipides, les alcools et les amines. Utilisez un logiciel d’analyse statistique pour construire un graphique circulaire afin d’indiquer le pourcentage de chaque catégorie dans tous les exsudats racinaires.
- Appliquer des projections orthogonales supervisées à l’analyse de discrimination des structures latentes (OPLS-DA) pour démontrer les différences entre les groupes.
- Le criblage a significativement changé les métabolites en tant que métabolites différentiels en fonction d’une importance variable dans la projection (VIP) > 1 et p < 0,05 (test t de Student).
- Utilisez les données du métabolome pour construire des cartes thermiques avec le logiciel d’analyse statistique et utilisez les changements de plis sous différents traitements pour construire des histogrammes.
- Recherchez les métabolites différentiels dans la base de données KEGG et Pubchem et compilez les voies métaboliques contenant les métabolites différentiels. Effectuez une analyse d’enrichissement de chemin ou une analyse de topologie.
- Injecter 1,0 μL des extraits dérivatisés dans un système de chromatographie en phase gazeuse couplé à un spectromètre de masse à temps de vol (GC-TOF-MS) pour l’analyse de profilage métabolomique en utilisant un mode sans fractionnement.
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Representative Results
Dans cette expérience, des exsudats de racines de luzerne ont été recueillis, extraits et analysés selon les méthodes ci-dessus (figure 1). Trois groupes de traitement ont été mis en place : témoin, faible concentration de DEHP (1 mg L-1) et concentration élevée de DEHP (10 mg L-1).
Au total, 778 pics ont été détectés dans le chromatographe du témoin, dont 314 métabolites ont pu être identifiés en fonction des spectres de masse. Comme le montre la figure 2, ces métabolites pourraient être classés en six types en fonction de l’abondance relative : glucides (28,6 %), acides (15,58 %), lipides (13,87 %), alcools (3,91 %), amines (0,92 %) et autres (37,12 %). Les métabolites qui représentaient moins de 0,5 % ont été regroupés sous la rubrique « autres substances » (figure 2A). Les acides ont ensuite été subdivisés en acides gras (56,09%), acides aminés (26,62%), acides organiques (13,95%) et acides phénoliques (3,34%) (Figure 2B). En outre, certaines substances communes dans les exsudats racinaires de la plupart des plantes pourraient également être détectées dans les exsudats de racines de luzerne, notamment les pyrimidines, les hydroxypyridines, les flavonoïdes, les phénols, les cétones, les pyrimidines, les flavonoïdes et les diterpènes.
Une carte thermique a été tracée pour visualiser la variation des métabolites différentiels entre les différents traitements au DEHP, en fonction du score VIP (figure 3). Par rapport au témoin, l’exposition au DEHP a considérablement modifié la teneur en 50 métabolites dans les exsudats de racines de luzerne, y compris principalement certains glucides et acides organiques de faible poids moléculaire. Cinq types de glucides (lyxose, digitoxose, érythrose, tréhalose et fructose 2, 6-bihosphate) ont été régulés à la hausse en présence de DEHP, et deux d’entre eux (lyxose et digitoxose) ont été significativement augmentés à mesure que la concentration de DEHP augmentait. En outre, cinq métabolites ont été régulés à la baisse en présence de DEHP, y compris les monosaccharides tels que le D-talose et le glucose, les disaccharides tels que le maltose, le cellobiose et le tréhalose, et les alcools de sucre tels que le D-arabitol. La teneur en glucides a été considérée comme un indicateur de l’état physiologique des plantes24. Par conséquent, la diminution des niveaux de monosaccharides et de disaccharides indique un stress physiologique causé par le stress du DEHP. Par rapport aux glucides, le DEHP a exercé un effet plus important sur le métabolisme acide dans les plantules de luzerne. Sous exposition au DEHP, la teneur en 11 métabolites acides a été considérablement augmentée, principalement l’acide 2-amino-2-norbornanecarboxylique, l’acide 5-hydroxyindole-2-carboxylique, la 3-hydroxy-L-proline, l’acide pélargonique et l’acide palmitique. Parallèlement, le DEHP a également inhibé le métabolisme de certains flavonoïdes dans les semis de luzerne, notamment la 4', la 5-dihyrroxy-7-méthoxyisoflavone et la néohespéridine.
Les voies métaboliques influencées par le DEHP sont décrites à la figure 4. Le DEHP a considérablement inhibé le métabolisme des glucides, tels que certains monosaccharides et disaccharides, qui sont des produits de la photosynthèse. Par conséquent, le DEHP peut supprimer la photosynthèse de la luzerne dans une certaine mesure. De plus, le DEHP peut favoriser le métabolisme des acides gras, qui sont utiles aux plantes pour résister au stress du DEHP. Les principales voies métaboliques influencées par le DEHP étaient le métabolisme des glucides et le métabolisme des acides gras, tandis que le métabolisme des acides aminés, le métabolisme des lipides et le cycle de l’acide tricarboxylique (TCA) étaient affectés dans une bien moindre mesure.
Figure 1 : Organigramme de l’analyse métabolomique non ciblée des exsudats de racines de luzerne. BSTFA représente le réactif bis(triméthylsilyl)trifluoroacétamide (BSTFA) (avec 1% de triméthylchlorosilane [TMC], V/V). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2: Classification des métabolites. (A) Classification des métabolites connus et (B) acides. Le pourcentage de chaque type de matière est divisé par la somme de la surface des pics de chaque catégorie par la somme de l’aire de pic de toutes les substances du témoin. Les autres substances étaient celles à <0,5%. Les autres acides étaient ceux à <0,5%. Cette figure a été modifiée à partir de Wang et al.25. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Carte thermique de l’analyse hiérarchique de regroupement des exsudats racinaires (VIP > 1, p < 0,05) des plantules de luzerne avec différents traitements au DEHP. Le rouge et le vert représentent respectivement une abondance élevée et faible. ACK représente le contrôle ; 1+AD représente le traitement avec 1 mg L−1 DEHP; 10+AD représente le traitement avec 10 mg L−1 DEHP. Cette figure a été modifiée à partir de Wang et al.25. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Relations entre la perturbation des voies métaboliques et les altérations des paramètres biologiques (1 mg L-1 DEHP, 10 mg L-1 DEHP). Les voies métaboliques ont été établies sur la base de la base de données de Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG). Les métabolites en texte vert étaient les métabolites détectés dans le présent travail. Les signes « cases rouges » et « boîtes bleues » entre parenthèses indiquent que les métabolites ont augmenté (p < 0,05) ou diminué (p < 0,05) les contributions aux paramètres biologiques, respectivement. La figure a été rendue lisible en séparant grossièrement les métabolites en glucides, acides gras et métabolisme des protéines, comme le montrent les boîtes rectangulaires vertes, rouges et noires, respectivement. ACK représente le contrôle ; 1+AD représente le traitement avec 1 mg L−1 DEHP; 10+AD représente le traitement avec 10 mg L−1 DEHP. Cette figure a été modifiée à partir de Wang et al.25. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Ce protocole fournit des conseils généraux sur la façon de recueillir et de mesurer les exsudats racinaires de luzerne sous stress DEHP, ainsi que sur la façon d’analyser les données du métabolome. Une attention particulière doit être accordée à certaines étapes critiques de ce protocole. Dans les expériences de culture hydroponique, les semis de luzerne ont été cultivés hydroponiquement dans des bouteilles en verre remplies de solutions nutritives avec différentes concentrations de DEHP. Les bouteilles en verre doivent être protégées de la lumière en les recouvrant de papier d’aluminium pendant toute la période de culture, afin d’empêcher la photolyse du DEHP et d’assurer l’uniformité des concentrations de DEHP dans toutes les solutions de culture25,26. Les concentrations de DEHP ont été fixées à 1 mg L-1 et 10 mg L-1, selon les concentrations habituellement trouvées dans les sols contaminés par le DEHP27,28. Lors de la collecte des exsudats racinaires, les tubes de centrifugation doivent encore être enveloppés de papier d’aluminium pour protéger les racines de la lumière. Ici, le temps de collecte a été fixé à 6 h. Si le temps de collecte est trop court, la concentration de certains exsudats racinaires de faible abondance peut être trop faible pour être détectée, de sorte que la composition des exsudats racinaires peut ne pas refléter la réponse réelle des semis de luzerne sous stress DEHP. Si le temps de collecte est trop long, les exsudats racinaires collectés peuvent être dégradés dans une certaine mesure par les microbes dans les systèmes de culture. Dans ce cas, certains métabolites microbiens peuvent également être détectés, modifiant la composition des exsudats racinaires29. De plus, au moins six répétitions doivent être effectuées pour chaque traitement afin d’assurer une analyse précise des données du métabolome.
Seuls certains types d’exsudats racinaires, comme les acides aminés, les acides gras, les composés phénoliques et d’autres acides organiques, peuvent être déterminés à l’aide de méthodes analytiques ciblées conventionnelles (c.-à-d. recherche de composés connus)30,31,32, à l’aide de méthodes analytiques standard, comme la spectrophotométrie, la chromatographie liquide à haute pression (CLHP), la chromatographie ionique (CI), la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse en tandem (GC-MS/MS) ou la chromatographie liquide combinée avec spectrométrie de masse en tandem (LC-MS/MS). Avec le développement des techniques d’analyse instrumentale, l’analyse métabolomique non ciblée a émergé basée sur la GC-TOF-MS, la chromatographie liquide-spectrométrie de masse à haute résolution (LC-HR-MS) et la résonance magnétique nucléaire (RMN)33. Par rapport à d’autres méthodes analytiques conventionnelles d’exsudats racinaires, l’analyse métabolomique non ciblée augmente considérablement le nombre d’exsudats racinaires détectés, ce qui facilite la compréhension approfondie des réponses métaboliques des plantes au stress environnemental.
La technique de la présente étude présente certaines limites, en particulier dans l’analyse quantitative des métabolites. L’analyse métabolomique non ciblée ne démontre que les relations quantitatives relatives entre les différents métabolites, plutôt que des concentrations précises. Ceci est défavorable aux recherches sur les comportements environnementaux ou les effets écologiques des exsudats racinaires34. Pour les milieux de croissance des plants de luzerne, des expériences de culture hydroponique ont été réalisées dans la présente étude, qui présentent les avantages d’un contrôle facile et d’une utilisation facile. Cependant, l’environnement de croissance hydroponique artificielle est différent de l’environnement réel du sol, ce qui conduit à une sous-estimation possible des taux d’exsudation bruts en raison de la recapture des métabolites par les racines35. Par rapport à la culture hydroponique, la culture sur sable est une méthode relativement plus convaincante car elle est plus proche de l’environnement réel du sol, facilitant la collecte des exsudats racinaires dans un environnement réaliste36. Par conséquent, des travaux sont en cours pour établir une méthode de culture sur sable ou même une véritable culture du sol pour rendre les résultats expérimentaux plus convaincants, ce qui nous aidera à mener des recherches plus approfondies, montrant de meilleurs résultats d’importance pratique pour expliquer la réponse à la toxicité.
Sur la base de l’analyse métabolique non ciblée, nous pouvons non seulement explorer la réponse métabolique des plantes au stress environnemental37, mais aussi déterminer les métabolites différentiels et étudier plus avant le rôle important des métabolites différentiels dans le comportement environnemental des contaminants38. Des études antérieures ont montré que le niveau d’acide pélargonique peut être utilisé comme indicateur de dommages à la membrane racinaire lorsque les plantes sont soumises à un stress39. Les acides gras insaturés (acide palmitique) augmentent également la fluidité de la membrane40, ce qui peut protéger les membranes racinaires de luzerne contre les dommages causés par le DEHP. Certains flavonoïdes inhibés par le DEHP peuvent participer à l’interaction entre les légumineuses et les microorganismes. De plus, les interactions entre les plantes et la communauté biologique de la rhizosphère peuvent être déchiffrées plus profondément avec des analyses métaboliques non ciblées, en particulier sous le stress des contaminants41. D’autres types d’exsudats racinaires seront identifiés42 avec le développement d’instruments analytiques pour l’analyse métabolique non ciblée, ce qui est utile pour construire l’empreinte métabolomique des exsudats racinairesdes plantes 43.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents connus ou de relations personnelles qui auraient pu sembler influencer le travail rapporté dans cet article.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu conjointement par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (41877139), les grands projets de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (41991335), le Programme national clé de recherche et de développement de Chine (2016YFD0800204), la Fondation des sciences naturelles de la province du Jiangsu (n ° BK20161616), le Plan « 135 » et le Programme des frontières de l’Académie chinoise des sciences (ISSASIP1615).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adonitol | SIGMA | ≥99% | |
| Alfalfa seeds | Jiangsu Academy of Agricultural Sciences (Nanjing, China) | ||
| Analytical balance | Sartorius | BSA124S-CW | |
| BSTFA | REGIS Technologies | with 1% TMCS, v/v | |
| Centrifuge | Thermo Fisher Scientific | Heraeus Fresco17 | |
| Chromatographic column | Agilent | DB-5MS (30 m × 250 μm × 0.25 μm) | |
| Di(2-ethylhexyl) phthalate | Dr. Ehrenstorfer | ||
| FAMEs | Dr. Ehrenstorfer | ||
| Gas chromatography(GC) | Agilent | 7890A | |
| Grinding instrument | Shanghai Jingxin Technology Co., Ltd | JXFSTPRP-24 | |
| Mass spectrometer(MS) | LECO | PEGASUS HT | |
| Methanol | CNW Technologies | HPLC | |
| Methoxyaminatio hydrochloride | TCI | AR | |
| Microcentrifuge tube | Eppendorf | Eppendorf Quality | 1.5 mL |
| Oven | Shanghai Yiheng Scientific Instrument Co., Ltd | DHG-9023A | |
| Pyridine | Adamas | HPLC | |
| R software | statistical analysis software (pathway enrichment, topology) | ||
| SIMCA16.0.2 | statistical analysis software (OPLS-DA etc) | ||
| Ultra low temperature freezer | Thermo Fisher Scientific | Forma 900 series | |
| Ultrasound | Shenzhen Fangao Microelectronics Co., Ltd | YM-080S | |
| Vacuum dryer | Taicang Huamei biochemical instrument factory | LNG-T98 |
References
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