Summary
Presentiamo un modello leporina minimamente invasivo di stimolazione cardiaca a lungo termine che può essere utilizzato per la stimolazione artificiale e lo sviluppo di insufficienza cardiaca negli studi preclinici.
Abstract
I modelli animali di stimolazione cardiaca sono utili per testare nuovi dispositivi, studiare la fisiopatologia dei ritmi cardiaci artificialmente stimolati e studiare le cardiomiopatie indotte da aritmia e la successiva insufficienza cardiaca. Attualmente, sono disponibili solo alcuni di questi modelli e per lo più richiedono risorse estese. Riportiamo un nuovo modello sperimentale di stimolazione cardiaca in piccoli mammiferi con il potenziale per studiare l'insufficienza cardiaca indotta da aritmia.
In sei conigli bianchi neozelandesi (peso medio: 3,5 kg) in anestesia generale per inalazione è stata sezionata la regione giugulare e un singolo elettrocatetere è stato inserito attraverso la vena giugulare esterna destra. Utilizzando la guida fluoroscopica, il piombo è stato ulteriormente avanzato all'apice ventricolare destro, dove è stato stabilizzato utilizzando la fissazione passiva. Un pacemaker cardiaco è stato quindi collegato e sepolto in una tasca sottocutanea.
L'impianto del pacemaker ha avuto successo con una buona guarigione; L'anatomia del coniglio è favorevole per il posizionamento del piombo. Durante 6 mesi di follow-up con stimolazione intermittente, il potenziale miocardico medio rilevato è stato di 6,3 mV (min: 2,8 mV, max: 12 mV) e l'impedenza media del piombo misurata è stata di 744 Ω (min: 370 Ω, max: 1014 Ω). La soglia di stimolazione era inizialmente di 0,8 V ± 0,2 V ed è rimasta stabile durante il follow-up.
Questo studio è il primo a presentare con successo la stimolazione cardiaca transvenosa in un modello di piccoli mammiferi. Nonostante le dimensioni e la fragilità dei tessuti, la strumentazione di dimensioni umane con aggiustamenti può essere tranquillamente utilizzata per la stimolazione cardiaca cronica e, quindi, questo modello innovativo è adatto per studiare lo sviluppo della cardiomiopatia indotta da aritmia e la conseguente fisiopatologia dell'insufficienza cardiaca.
Introduction
Nella ricerca sull'insufficienza cardiaca e nello sviluppo della stimolazione cardiaca, i modelli traslazionali sono spesso richiesti per i test preclinici1. Inoltre, nuovi dispositivi, materiali e perfezionamenti del piombo devono essere testati per le loro potenziali complicanze prima del loro uso clinico. Pertanto, i modelli di stimolazione cardiaca hanno una vasta gamma di applicazioni, tra cui l'analisi dei ritmi cardiaci stimolati artificialmente e lo studio dei loro effetti fisiopatologici sulla funzione cardiaca 2,3. Gli esperimenti di cardiomiopatia indotta da stimolazione cardiaca o tachicardia possono utilizzare modelli di varie dimensioni animali, con lo sviluppo di insufficienza cardiaca entro settimane di stimolazione ad alta velocità 1,3,4,5.
Studi precedenti hanno riportato l'uso di modelli animali di grandi dimensioni - suini, canini e ovini - in tali applicazioni 2,3,6. Tuttavia, la disponibilità di questi modelli è limitata e richiedono ampie risorse per la chirurgia e la manipolazione degli animali. Al contrario, l'uso di piccoli mammiferi potrebbe rispondere alle preoccupazioni di cui sopra e, di conseguenza, fungere da modello di ricerca ottimale e conveniente. Tuttavia, sono stati raramente riportati studi di stimolazione cardiaca su piccoli mammiferi, e questo potrebbe essere dovuto alla loro delicata anatomia, fragilità tissutale, e il più alto tasso di stimolazione richiesto 7,8,9,10,11,12.
Solo modelli chirurgici di elettrocateteri di stimolazione parzialmente impiantati con pacemaker esterni11,12 o dispositivi di stimolazione microscopica wireless 5,7,8,9 sono stati utilizzati negli studi sui pacemaker di piccoli mammiferi, ma per quanto ne sappiamo, l'uso di sistemi di pacemaker transvenosi completamente impiantati, di dimensioni umane, non è stato segnalato fino ad oggi. Precedenti evidenze in modelli leporini mostrano che la stimolazione a frequenze cardiache veloci per settimane porta alla depressione miocardica11,12. Questo documento presenta il primo modello di piccolo mammifero praticamente praticabile, dimostrando il successo dell'impianto di un pacemaker di dimensioni umane nei conigli. La metodologia descritta mira a presentare un modello clinicamente rilevante di stimolazione cardiaca e può essere strettamente tradotta in studi umani di tachicardia o cardiomiopatia indotta da stimolazione e la conseguente fisiopatologia dello scompenso cardiaco 2,11,12.
Protocol
Questo protocollo sperimentale è stato esaminato e approvato dal Comitato istituzionale di esperti sugli animali presso la Prima Facoltà di Medicina, Charles University, ed eseguito presso il laboratorio sperimentale dell'Università, Dipartimento di Fisiologia, Prima Facoltà di Medicina, Charles University di Praga, Repubblica Ceca, in conformità con la legge n. 246/1992 Coll. sulla protezione degli animali contro la crudeltà. Tutti gli animali sono stati trattati e curati in conformità con la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio, 8a edizione, pubblicata da National Academies Press, 2011. Tutte le procedure sono state eseguite secondo le convenzioni veterinarie standard in presenza e sotto la guida di un veterinario autorizzato. Sei conigli bianchi neozelandesi sono stati inclusi in questa serie di esperimenti. Il loro peso corporeo medio era di 3,5 kg ± 1 kg il giorno dell'impianto del pacemaker. Tutti i valori sono espressi come media ± SEM e, se del caso, per intervalli di valori minimi e massimi misurati. Un valore P < 0,05 è stato considerato significativo. Per padroneggiare con successo la tecnica, sono necessarie competenze di base in anestesia animale e chirurgia; Una precedente esperienza con la stimolazione cardiaca è consigliabile ma non richiesta.
1. Cure preoperatorie
- Consentire ai conigli di acclimatarsi alla loro struttura abitativa per almeno 2 settimane e sentirsi a proprio agio con il tocco umano e la manipolazione per facilitare la gestione e la gestione degli animali il giorno dell'intervento.
- Nutrire gli animali con fieno e dieta di coniglio pellettata a base di fieno. Fornire acqua fresca a intervalli regolari.
- Effettuare un breve controllo giornaliero dei loro parametri vitali (temperatura corporea, frequenza respiratoria) e delle condizioni generali, compreso l'apporto dietetico ottimale e l'assenza di angoscia.
2. Anestesia, premedicazione e monitoraggio
- Dopo 30 minuti di digiuno, somministrare premedicazione: buprenorfina (0,01-0,04 mg/kg IM), midazolam (0,3-0,6 mg/kg IM), medetomidina (0,03-0,06 mg/kg IM) e ketamina (5-10 mg/kg IM).
- Inserire una cannula nella vena dell'orecchio marginale per l'applicazione endovenosa del farmaco. Raccogliere campioni di sangue utilizzando provette a basso volume (0,5 ml) per analisi ematologiche e biochimiche.
- Rasare la pelle del coniglio usando un rasoio nella regione giugulare destra sul collo - il sito chirurgico - e sugli arti per collegare gli elettrodi per il monitoraggio ECG. Rasarsi con cura, poiché la pelle dei conigli è facilmente suscettibile all'irritazione e si vedono comunemente piccole lacrime.
- Posizionare l'animale su una piastra elettrica per prevenire l'ipotermia.
- Monitorare le funzioni vitali, tra cui ECG, temperatura corporea rettale e saturazione di ossigeno con un pulsossimetro, secondo il protocollo di anestesia.
- Metti una maschera sulla bocca e sul naso dell'animale e fissala con un sigillo di gomma intorno al viso dell'animale. Usa un unguento per proteggere gli occhi dell'animale dalla secchezza.
- Per ottenere un'adeguata sedazione, fornire agli animali isoflurano (miscelato con ossigeno) tramite la maschera facciale. Inizia con una concentrazione del 3,5% e riduci secondo necessità in base alle risposte dell'animale in termini di riflesso corneale soppresso e risposta al dolore motorio.
NOTA: Per ridurre il rischio di lesioni polmonari durante l'anestesia, si raccomanda la ventilazione spontanea, ma un ventilatore neonatale manuale o automatico deve essere tenuto pronto in caso di ipoventilazione. - Preparare tutta la strumentazione sterile.
- Posizionare l'animale su un tavolo da fluoroscopia. Indossare dispositivi di protezione individuale a raggi X completi.
3. Impianto di piombo ventricolare
- Individuare la vena giugulare esterna e segnare la sua posizione sulla pelle.
- Sterilizzare l'intera regione usando povidone-iodio e procedere a coprire il sito dell'intervento chirurgico con un drappo sterile con un foro sopra l'area giugulare marcata.
- Fai un'incisione sulla pelle parallela sulla vena giugulare marcata. Individuare la vena giugulare esterna e isolare una lunghezza di 1 cm dal tessuto fibroso adiacente e dal fascio vascolare. Trova l'arteria carotide per l'orientamento e per prevenire la sua lesione.
- Creare una tasca nel tessuto sottocutaneo per ospitare il pacemaker. Utilizzare le forbici per la dissezione smussata per prevenire sanguinamento eccessivo e danni ai tessuti.
- Fissare il recipiente usando una fascetta di gomma su entrambe le estremità del segmento di vaso isolato e occludere il flusso sanguigno (Figura 1).
- Utilizzando la tecnica di taglio standard, effettuare un taglio di circa 1/3 della circonferenza della parete del vaso con una lama.
- Utilizzare un plettro per aprire ampiamente il taglio e introdurre un singolo cavo di stimolazione passivo nel lume.
- Sotto guida fluoroscopica, avanzare ulteriormente la punta verso l'apice del ventricolo destro (Figura 2). Pre-forma uno stiletto in una curva e usarlo per guidare il piombo a passare l'anello tricuspide. Assicurarsi che la punta dell'elettrocatetere non sia supportata dallo stiletto in modo che il piombo rimanga flessibile e atraumatico quando si tocca il tessuto.
- Testare i parametri di stimolazione. Il segnale e l'impedenza rilevati dal cavo ventricolare devono essere stabili e la soglia di stimolazione deve essere bassa. Non ci dovrebbe essere fascicolazione dei muscoli adiacenti (Figura 3).
- Fissare la posizione del piombo cucendolo su un manicotto di gomma protettivo sul tessuto fibroso sottostante e sigillare il lume del vaso attorno al piombo usando una cravatta di seta (Figura 4).
4. Impianto di pacemaker
- Collegare il pacemaker al cavo di stimolazione e fissare il connettore IS-1 utilizzando una vite. Se la funzione di studio della stimolazione non invasiva (vedere il punto 6) verrà utilizzata durante il follow-up, collegare il pacemaker alla presa del canale atriale.
- Seppellire il pacemaker e la lunghezza extra del piombo nella tasca sottocutanea preformata (Figura 5).
- Risciacquare la tasca con povidone-iodio. Suturare la ferita cutanea usando un filo monofilamento.
- Impostare il programma di stimolazione desiderato ed eseguire un controllo finale dei parametri di stimolazione (Figura 3).
5. Cure postoperatorie
- Ritirare gli anestetici e osservare attentamente l'animale fino a quando non riacquista un'adeguata coscienza.
- Somministrare atipamezolo (0,01-0,03 mg/kg IM) per invertire l'azione della medetomidina.
- Dopo che la coscienza è stata ripristinata e la temperatura corporea ottimale raggiunta, somministrare meloxicam (0,4-0,6 mg / kg) per via sottocutanea per alleviare il dolore. Aggiungere buprenorfina dopo 6-8 ore se il sollievo dal dolore non è adeguato secondo una scala di valutazione del dolore valida (ad esempio, scala di smorfia di coniglio).
- Somministrare metoclopramide (0,5-1 mg/kg IV) per prevenire ulteriori stasi gastrointestinali e stimolare la motilità gastrica e continuare 3 volte al giorno fino a quando non viene ripristinata un'adeguata assunzione di cibo e la produzione di feci.
- Seguire un regime antibiotico endovenoso ad ampio spettro fino a quando le ferite sono guarite (enrofloxacina a 10-20 mg / kg 2 volte al giorno per 3-7 giorni).
- Trasferisci l'animale in un ambiente confortevole e familiare e osservalo fino a quando non riacquista sufficiente coscienza. Non restituire il coniglio in compagnia di altri animali fino a quando non si è completamente ripreso.
- Mantenere la somministrazione giornaliera di meloxicam (0,4-0,6 mg/kg SC) per almeno 5 giorni.
- Monitorare e medicare regolarmente le ferite per garantire una guarigione sicura e tempestiva.
- Quando è completamente guarito, circa 14 giorni dopo la procedura, rimuovere le suture cutanee non assorbibili.
- Eseguire interrogazioni a distanza e controllare regolarmente i parametri di stimolazione (ad esempio, soglia di stimolazione, rilevamento miocardico e impedenza del piombo).
NOTA: i valori ottenuti devono seguire un andamento stabile.
6. Protocollo di stimolazione e raccolta dei dati
- Interrogare il pacemaker e impostare la modalità di stimolazione di backup selezionando la frequenza di base minima nel menu Parametri.
NOTA: A causa dell'elevata frequenza cardiaca e della sua elevata variabilità nativa dei piccoli animali, è possibile ottenere una stimolazione artificiale continua a una velocità di 300-400 bpm, in base ai requisiti specificati. La stimolazione intermittente può essere raggiunta durante ogni interrogatorio del pacemaker (seguire il passaggio 6.4 e la Figura 6). - Registrare continuamente l'impedenza del cavo di stimolazione; nel menu Diagnostica programmatore pacemaker, avviare la raccolta dei dati.
- Registrare continuamente il potenziale miocardico e controllarlo manualmente ogni settimana interrogando il pacemaker; nel menu Test del programmatore pacemaker nella scheda Sensing, misurare le ampiezze del potenziale miocardico unipolare e bipolare.
- Valutare la soglia di stimolazione regolarmente (settimanalmente) mediante interrogatorio. Utilizzare la funzione di stimolazione non invasiva (selezionare NIPS nel menu Test) per misurare la soglia di stimolazione con una velocità di stimolazione sufficiente (Figura 6). Valutare la soglia di stimolazione per varie durate di stimolo (da 0,1 ms a 1,5 ms) ed esprimerla in volt. Utilizzare gli elettrogrammi intracardiaci o l'ECG di superficie per determinare la perdita di cattura quando l'uscita dello stimolo di stimolazione diventa sottosoglia.
- Eseguire tutte le procedure secondo le convenzioni veterinarie standard, sacrificare l'animale secondo i regolamenti istituzionali al completamento di ogni studio ed eseguire una necroscopia. Espiantare il pacemaker e il piombo ed esaminarli per le risposte infiammatorie, la formazione di biofilm e la fibrosi.
NOTA: Un sovradosaggio di potassio è stato somministrato in anestesia profonda per eutanasia gli animali in questo protocollo.
Representative Results
Un totale di sei animali sono stati inclusi nello studio. In tutti gli animali, il cavo di stimolazione è stato impiantato con successo attraverso la vena giugulare esterna nell'apice ventricolare destro (Figura supplementare S1). La posizione è stata verificata mediante fluoroscopia e il piombo è stato cucito ai tessuti adiacenti su un manicotto di gomma. Secondo l'imaging a raggi X, il piombo ha mantenuto la sua posizione per l'intero periodo del protocollo di stimolazione. Il pacemaker attaccato era palpabile nella regione laterale del collo, senza causare problemi evidenti all'animale. Tutte le ferite sono guarite completamente e senza complicazioni locali.
La punta di piombo era dotata di due elettrodi in titanio-platino - un anello emisferico distale e un elettrodo ad anello cilindrico prossimale - con una distanza interelettrodica di 25 mm (Figura 2). I cavi erano liberamente avanzati nell'apice e attaccati passivamente lì dai loro denti di fissaggio in silicio. Ciò ha permesso la stimolazione unipolare dall'elettrodo di punta e la stimolazione bipolare tra entrambi gli elettrodi situati nel ventricolo destro.
Un segnale rappresentativo del potenziale miocardico ventricolare rilevato è mostrato nella Figura 3 e i parametri di stimolazione misurati sono riportati in dettaglio nella Tabella 1 e nella Figura 7. Al momento della procedura, il potenziale miocardico medio rilevato era di 5,6 V ± 0,8 mV (min: 2,8 mV, max: 8 mV), l'impedenza del piombo era di 675 Ω ± 74 Ω (min: 468 Ω, max: 951 Ω) e la soglia di stimolazione era di 0,8 V ± 0,26 V (min: 0,2 V, max: 2,2 V), con la durata dello stimolo impostata sullo standard di 0,4 ms.
Dopo un follow-up di 3 mesi e 6 mesi con stimolazione intermittente, il potenziale miocardico medio rilevato era rispettivamente di 7,4 mV ± 1,2 mV (min: 4,0 mV, max: 12,0 mV) e 6,3 mV ± 1,0 mV (min: 4,2 mV, max: 10,3 mV). L'impedenza media del piombo misurata era di 869 Ω ± 32 Ω (min: 760 Ω, max: 975 Ω) e 725 Ω ± 96 Ω (min: 370 Ω, max: 1014 Ω), rispettivamente, e la soglia di stimolazione è stata modificata a 1,2 V ± 0,3 V (min: 0,2 V, max: 2,2 V) e a 1,4 V ± 0,3 V (min: 0,5 V, max: 2,3 V), rispettivamente. Tutte le modifiche dei parametri non erano statisticamente significative in questo periodo (P > 0,05) e i parametri bipolari e unipolari seguivano tendenze comparabili (Figura 7 e Tabella 1).
Un caso è stato interrotto anticipatamente a causa della parziale penetrazione del piombo, che ha presentato una brusca caduta di impedenza osservata il secondo giorno dopo l'impianto. Successivamente, durante il secondo mese di follow-up, è stato notato un graduale aumento della soglia e la stimolazione su un alto rendimento ha causato la fascicolazione muscolare. L'animale è rimasto asintomatico, ma durante la necroscopia, la punta del cavo di stimolazione è penetrata attraverso la parete inferiore del miocardio nel pericardio di una lunghezza di circa 3 mm. Non sono stati osservati sanguinamenti e segni di infezione.
Prima della procedura, il giorno 1 dopo la procedura e il giorno 7 dopo la procedura, la conta media dei globuli bianchi era 5,9 × 10 9 / L, 7,37 × 10 9 / L e 7,42 × 10 9 / L, rispettivamente, i livelli medi di emoglobina erano 105 g / L, 113 g / L e 110 g / L, rispettivamente, e la conta piastrinica media era 317 × 10 9 / L, 274 × 109/L e 219 × 109/L, rispettivamente. I valori di laboratorio non hanno dimostrato cambiamenti significativi durante la prima settimana dopo la procedura (P > 0,05 per tutti). Sotto valutazione microscopica, la superficie del silicio di piombo di stimolazione è stata coperta da tessuto fibroso (con uno spessore approssimativo di 100 μm), ma non sono state trovate cellule (Figura 8).
Figura 1: Dissezione chirurgica della vena giugulare. Dopo che la pelle è stata tagliata, si forma una tasca sottocutanea e la vena giugulare viene esposta, legata distalmente e sostenuta da un elastico blu prossimalmente. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2: Fluoroscopia durante l'impianto di elettrocatetere pacemaker. Un elettrocatetere viene introdotto attraverso la vena giugulare esterna e, utilizzando uno stiletto preformato, l'elettrocategore avanza fino all'apice ventricolare destro, dove viene fissato mediante fissazione passiva dai suoi denti di silicio. Un pacemaker attaccato è sepolto in una tasca sottocutanea nella regione del collo. La freccia punta all'anello emisferico distale (verde) e all'anello cilindrico prossimale (rosso). Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 3: Misurazioni rappresentative dei potenziali miocardici ventricolari rilevati. Il rilevamento ventricolare e le sue misurazioni di ampiezza vengono mostrati durante la fase acuta dopo il posizionamento del cavo di stimolazione (a sinistra) e dopo l'impianto del pacemaker (a destra). Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 4: Fissaggio del cavo di stimolazione. Il fissaggio del piombo mediante due punti di sutura non assorbibili su un manicotto di gomma (freccia) al tessuto sottostante lo fissa in posizione e ne impedisce la dislocazione. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 5: Posizionamento del pacemaker. Il pacemaker è sepolto nella tasca sottocutanea e lavato con povidone-iodio. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 6: Misurazione della soglia di stimolazione. Utilizzando la funzione di studio della stimolazione non invasiva del pacemaker, viene condotta una stimolazione superiore alla frequenza cardiaca nativa. Gli stimoli di stimolazione sono contrassegnati con P. La soglia di stimolazione viene valutata con diversi output di stimolo. (A) Un esempio rappresentativo del potenziale endocardico della cattura ventricolare è mostrato per un'uscita di 0,8 V a 0,4 ms, (B) ma si osserva una perdita di cattura con l'uscita ridotta a 0,6 V a 0,4 ms. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 7: Follow-up dei parametri di stimolazione del modello di stimolazione cardiaca leporina. Vengono tracciate le tendenze della (A) soglia di stimolazione, (B) impedenza di stimolazione e (C) rilevamento miocardico per tutti i soggetti. I valori medi unipolari (linea completa) e bipolari (linea tratteggiata) sono mostrati in grassetto. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 8: Campione di piombo di stimolazione espiantato. Taglio della porzione ventricolare del cavo di stimolazione espiantato. (A) L'immagine macroscopica e (B) l'immagine microscopica tinta con blu toluidina rivelano la superficie di silicio coperta da uno strato di tessuto fibroso. Barre della scala = (A )1 cm, (B) 10 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 9: Rilevamento ventricolare e tendenze dell'impedenza del piombo. Un esempio rappresentativo di (A) rilevamento miocardico ventricolare continuo e stabile e (B) tendenze dell'impedenza ventricolare su un follow-up di 236 giorni. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 10: Elettrogrammi endomiocardici ventricolari. I potenziali ventricolari rilevati dall'interrogazione del pacemaker sono raffigurati con (A) connessioni unipolari e (B) bipolari. Il potenziale d'onda T è più distinto con la connessione unipolare ma non causa l'oversensing. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
| Unipolare | periprocedurale | seguito | |||||||
| 3 mesi | 6 mesi | ||||||||
| Potenziale miocardico rilevato [mV] | 5,6 ± 0,8 | 7,4 ± 1,2 | 6,3 ± 1,0 | ||||||
| Soglia di stimolazione [V a 0,4 ms] | 0,8 ± 0,3 | 1,2 ± 0,3 | 1,4 ± 0,3 | ||||||
| Impedenza del piombo [Ω] | 675 ± 74 | 869 ± 32 | 725 ± 96 | ||||||
Tabella 1: Follow-up dei parametri di stimolazione del modello di stimolazione cardiaca leporina. I valori del potenziale miocardico rilevato, della soglia di stimolazione e dell'impedenza del piombo sono espressi come media ± SEM per 3 mesi e 6 mesi di follow-up.
Figura supplementare S1: Schema del sistema di stimolazione transvenosa di dimensioni umane impiantato in un coniglio. Clicca qui per scaricare questo file.
Discussion
Nonostante i loro vincoli specifici, i modelli di piccoli mammiferi offrono vantaggi per la ricerca clinica13. Con una metodologia consolidata, i modelli di stimolazione cardiaca possono fornire una piattaforma ottimale per la simulazione di una vasta gamma di malattie cardiovascolari e stati patologici circolatori 7,14 con requisiti di risorse significativamente inferiori rispetto ai grandi modelli animali o agli studi clinici. Questo articolo presenta un modello innovativo e minimamente invasivo di stimolazione cardiaca di lunga durata nei conigli. Seguendo questo protocollo, è possibile utilizzare un sistema di pacemaker umano completamente impiantato, a grandezza naturale, incluso un cavo di stimolazione a lunghezza intera, in un modello di piccolo mammifero.
Al momento dell'impianto del pacemaker, siamo stati in grado di posizionare il piombo in una posizione stabile e ottimale all'apice del ventricolo destro in tutti gli animali. I parametri di stimolazione misurati in modo invasivo erano all'interno di intervalli normali, simili ai valori comuni negli esperimenti su grandi animali o nella medicina umana 2,3. Il potenziale miocardico medio misurato di 6,5 mV ± 1,9 mV nel ventricolo di coniglio destro è chiaramente riconosciuto da un pacemaker impiantabile standard. La soglia massima di stimolazione misurata era di 2,5 V, con una durata dello stimolo di 0,4 ms, e l'impedenza rimaneva entro intervalli normali durante il follow-up. Nel complesso, questi rappresentano parametri di stimolazione ottimali.
Durante il follow-up, i parametri di stimolazione sono stati verificati in modo non invasivo interrogando il pacemaker impiantato e questi parametri sono riassunti in Figura 7, Figura 9 e Tabella 1. Il rilevamento ventricolare e l'impedenza del piombo non hanno dimostrato cambiamenti significativi nell'arco di 6 mesi. Nonostante una tendenza crescente nella soglia di stimolazione media in tutti i soggetti, non sono stati osservati cambiamenti significativi, consentendo di condurre la stimolazione in modo sicuro durante l'intero studio. La piccola fluttuazione dei parametri di stimolazione può essere attribuita a risposte infiammatorie locali o fibrosi e potrebbe essere mitigata utilizzando materiali a rilascio di steroidi. Per l'uso in studi di stimolazione a lungo termine, i parametri di stimolazione devono essere monitorati e regolati frequentemente.
L'analisi del sangue non ha suggerito infiammazione sistemica o anemia durante la prima settimana dopo l'impianto. La tendenza all'aumento della conta piastrinica prima della procedura può essere attribuita allo stress acuto causato dalla manipolazione e dalla sedazione degli animali, poiché i valori sono rimasti stabili durante il follow-up. Una complicazione temuta dell'impianto di pacemaker è la penetrazione del piombo. Soprattutto con la fragilità dei tessuti dei piccoli mammiferi, la penetrazione dovrebbe essere sospettata quando i parametri di stimolazione cambiano bruscamente, e va sottolineato che il piombo dovrebbe sempre essere manipolato attentamente nella sua posizione corretta. Un'immagine a raggi X può confermare la penetrazione del piombo. Un'infezione batterica associata a dispositivi elettronici impiantabili cardiaci acuti (CIED) è un'altra complicanza potenzialmente grave che contribuisce in modo significativo ai tassi di mortalità e morbilità15. Quindi, è estremamente importante studiare nuovi materiali, tecniche di stimolazione e perfezionamenti dei lead per ridurre i tassi di infezione ed estendere la durata dei sistemi di stimolazione. La metodologia presentata fornisce un modello animale appropriato per tale ricerca sperimentale vitale.
Ryu et al. hanno indotto cardiomiopatia con insufficienza cardiaca progressiva utilizzando elettrocateteri di stimolazione atriale impiantati chirurgicamente e un generatore di impulsi esterno12. Allo stesso modo, Freeman et al. hanno concluso che la stimolazione ventricolare sostenuta porta alla depressione miocardica nei conigli per 3-4 settimane11. A causa dell'elevata frequenza cardiaca nativa dei piccoli animali, il pacemaker deve essere in grado di stimolare frequenze intorno ai 300-400 bpm per mantenere un ritmo completo. Poiché queste frequenze di stimolazione più elevate portano a insufficienza cardiaca progressiva nelle settimane11,12, il modello leporina presentato è ottimale per lo sviluppo e lo studio della cardiomiopatia risultante. Considerando le loro dimensioni, questi piccoli modelli sono ideali per applicazioni specifiche come la valutazione delle alterazioni del tessuto umorale o miocardico11,16. L'ecocardiografia può essere ulteriormente utilizzata per valutare le dimensioni e la contrattilità del cuore leporino12,17. In confronto, i modelli animali più grandi di insufficienza cardiaca hanno altri vantaggi, come la possibilità di una valutazione emodinamica invasiva dettagliata, compresa la circolazione coronarica o valutazioni del volume di pressione2.
La selezione specifica del modello leporina per gli studi di stimolazione si è basata sui suoi molteplici vantaggi. I conigli tollerano bene la procedura, sono uno dei mammiferi più piccoli a dimostrare la capacità di ricevere un sistema di pacemaker di dimensioni umane e richiedono il dispiegamento di meno risorse rispetto ad altri animali più grandi. Alcuni autori18 ritengono che la fisiologia dei piccoli mammiferi potrebbe non riflettere quella degli esseri umani, ma abbiamo scoperto che i parametri di stimolazione osservati in questi piccoli mammiferi sono abbastanza simili a quelli osservati negli esseri umani o nei grandi animali 1,2,3,19, il che significa che possono essere facilmente utilizzati per la ricerca traslazionale.
Durante il posizionamento del piombo e l'impianto del pacemaker in questo modello di piccoli mammiferi, abbiamo riscontrato somiglianze con precedenti esperimenti in modelli animali di grandi dimensioni, ma le differenze significative dovrebbero essere sottolineate. I tessuti leporini sono fragili e le pareti della nave e del ventricolo sono sottili. È necessaria una manipolazione delicata durante l'intera procedura; La punta principale dovrebbe sempre non essere supportata dallo stiletto e, quindi, flessibile. Soprattutto quando si passa attraverso l'anello tricuspide e si posiziona la punta di piombo all'apice del ventricolo destro, la manipolazione deve essere condotta con estrema cura e sotto guida fluoroscopica per evitare lesioni. Dovrebbe essere possibile anche posizionare la punta in altre posizioni. Abbiamo testato le giuste posizioni dell'appendice atriale e del tratto di efflusso ventricolare con parametri periprocedurali ottimali, ma la stabilità del piombo potrebbe essere limitata e i dati attuali non possono supportare siti di stimolazione alternativi. La vena giugulare esterna del coniglio è opportunamente dimensionata per l'inserimento di un singolo elettrocatetenza. Se è previsto l'impianto di più elettrocateterri, può essere consigliato l'uso di un animale più grande.
La fissazione del piombo nella trabecolazione miocardica è stata realizzata passivamente con denti di silicio sulla punta del piombo. Sulla base della nostra esperienza, l'uso della fissazione attiva da parte di un'elica avvitata nel sottile strato miocardico deve essere evitato per prevenire lesioni tissutali dovute a tamponamento o sanguinamento toracico. Nonostante le piccole dimensioni del ventricolo destro del coniglio, la coppia di elettrodi di stimolazione distanziati di 25 mm ha consentito configurazioni di rilevamento e stimolazione sia unipolari che bipolari (Figura 10). Questo può offrire versatilità per gli studi di stimolazione cardiaca.
A causa dell'elevata frequenza cardiaca nativa dei piccoli mammiferi18, la stimolazione continua può essere ottenuta mediante la programmazione personalizzata del pacemaker impiantabile. In alternativa, il metodo di semplice modifica interna di un comune sistema di stimolazione certificato dall'uomo può essere utilizzato per ottenere frequenze di stimolazione ad alta velocità, come descritto in dettaglio in precedenza 2,20. La perdita di cattura è stata valutata utilizzando la funzione di studio del pacing non invasivo, che è un approccio unico che consente di testare anche in condizioni di alta frequenza cardiaca nativa. I parametri di stimolazione riportati sono stati misurati regolarmente. Il pacemaker impiantato è stato in grado di registrare il rilevamento dei potenziali miocardici e dell'impedenza del piombo automaticamente e continuamente, ma la soglia di stimolazione doveva essere misurata manualmente a causa dell'elevata frequenza cardiaca nativa. Pertanto, se è necessaria una stimolazione continua, si raccomandano valutazioni frequenti per prevenire la perdita di cattura.
Gutruf et al. hanno precedentemente riportato l'uso di pacemaker altamente miniaturizzati, wireless e senza batteria in modelli di piccoli animali7. Rispetto ai loro studi, l'impianto di un pacemaker di dimensioni umane qui descritto rappresenta un approccio diverso che offre la possibilità di test innovativi sui lead, una traduzione ravvicinata alla ricerca clinica e applicazioni più ampie con materiali generalmente disponibili. Zhou et al. hanno presentato lo sviluppo di un pacemaker cardiaco in miniatura progettato per essere impiantato per via percutanea nel cuore fetale per trattare il blocco atrioventricolare. Hanno riferito l'uso di esperimenti di conigli adulti per confermare la fattibilità di un tale dispositivo9. Altri hanno precedentemente riportato i vantaggi dell'intubazione del coniglio per le procedure invasive. Sulla base della nostra esperienza, l'approccio di mantenere la respirazione spontanea con una maschera oro-nasale ha più benefici per procedure così brevi in quanto riduce al minimo il rischio di complicanze causate dalla manipolazione delle vie aeree. Inoltre, le lesioni polmonari da pressione possono anche essere prevenute.
Sebbene il protocollo di studio sia stato preparato con cura e il numero totale di animali inclusi fosse adeguato, devono essere evidenziate diverse limitazioni. Le piccole dimensioni del ventricolo destro del coniglio non consentivano più posizionamenti di piombo. Sebbene abbiamo provato a testare il posizionamento della punta principale nel tratto di efflusso ventricolare destro, abbiamo una conoscenza limitata della sua stabilità e ci aspettiamo che sia piuttosto limitata. La tendenza dell'impedenza di stimolazione ha mostrato un calo entro la prima settimana dopo il posizionamento del piombo. Ciò potrebbe essere dovuto all'infiammazione locale e alla fibrosi lieve, ma poco dopo l'impedenza del piombo è stata ripristinata e una tendenza alla stabilità è stata continuamente mantenuta. In questo studio è stato utilizzato un sistema di stimolazione a camera singola. In studi futuri, dovrebbe essere studiato anche l'avanzamento di una coppia di elettrocateteri di stimolazione attraverso la vena giugulare unilaterale. Sebbene questo non sia stato testato in questo studio, riteniamo che un secondo elettrocatetere potrebbe essere introdotto e stabilizzato nell'atrio destro.
In generale, i modelli animali di stimolazione cardiaca hanno numerose applicazioni nella ricerca cardiovascolare. In primo luogo, la stimolazione a frequenze elevate non fisiologiche per diverse settimane porta alla cardiomiopatia indotta da tachicardia, come precedentemente riportato, e consente lo studio della fisiopatologia e il trattamento dell'insufficienza cardiaca cronica 2,3,11,12. Inoltre, la ricerca su materiali e tecnologie raffinati può utilizzare il modello leporina presentato, che potrebbe essere suggerito per studi di stimolazione a medio termine. A nostra conoscenza, questo studio è il primo a dimostrare i benefici di un modello di mammifero così piccolo per complessi esperimenti di stimolazione cardiaca21. In conclusione, con la metodologia descritta, un sistema di stimolazione a misura d'uomo può essere impiantato con successo in piccoli mammiferi, nonostante la fragilità dei tessuti e la delicata anatomia. Dopo l'allenamento, questa tecnica è facilmente riproducibile e fornisce una base per modelli di tachicardia stimolata con ampie applicazioni nella ricerca cardiovascolare.
Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse.
Acknowledgments
Gli autori desiderano ringraziare i consigli e l'assistenza di Maria Kim, Jana Bortelová, Alena Ehrlichová, Matěj Hrachovina, Leoš Tejkl, Jana Míšková e Tereza Vavříková per la loro ispirazione, lavoro e supporto tecnico. Questo lavoro è stato finanziato da MH CZ-DRO (NNH, 00023884), sovvenzione IG200501.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Medication | |||
| atipamezole | Eurovet Animal Health, B.V. | Atipam | anesthetic |
| buprenorphine | Vetoquinol | Bupaq | analgetic |
| enrofloxacin | Krka | Enroxil | antibiotic |
| isoflurane | Baxter | Aerrane | anesthetic |
| ketamine hydrochloride | Richter Gedeon | Calypsol | anesthetic |
| medetomidine | Orion Corp. | Domitor | anesthetic |
| meloxicam | Cymedica | Melovem | analgetic |
| povidone iodine | Egis Praha | Betadine | disinfection |
| Silver Aluminium Aerosol | Henry Schein | 9003273 | tincture |
| Surgical materials | |||
| 2-0 Perma-Hand Silk | Ethicon | A185H | silk tie suture |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | V323H | absorbable braided suture |
| 4-0 Monocryl | Ethicon | MCP494G | monofilament |
| BearHugger | 3M | BearHugger | heating pad |
| cauterizer | |||
| Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver | basic surgical equipment | ||
| sterile drapes | |||
| Diagnostic devices | |||
| Acuson VF10-5 | Siemens Healthcare | sonographic vascular probe | |
| Acuson x300 | Siemens Healthcare | ultrasound system | |
| ESP C-arm | GE Healthcare | ESP | X-ray fluoro C-arm |
| Pacing devices | |||
| 400 | Medico | CAT400 | bipolar pacing lead |
| Effecta DR | Biotronic | 371199 | implantable pacemaker |
| ERA 3000 | Biotronic | 128828 | external pacemaker |
| ICS 3000 | Biotronic | 349528 | pacemaker programmer |
References
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