Summary
Ce protocole présente un modèle de fibrillation ventriculaire à long terme dans le cœur de rat induite par une stimulation continue avec un courant alternatif basse tension. Ce modèle a un taux de réussite élevé, est stable, fiable et reproductible, a un faible impact sur la fonction cardiaque et ne provoque que des lésions myocardiques légères.
Abstract
La fibrillation ventriculaire (FV) est une arythmie mortelle avec une incidence élevée chez les patients cardiaques, mais l’arrêt de la FV sous perfusion est une méthode négligée d’arrêt peropératoire dans le domaine de la chirurgie cardiaque. Avec les progrès récents de la chirurgie cardiaque, la demande d’études prolongées de FV sous perfusion a augmenté. Cependant, le domaine manque de modèles animaux simples, fiables et reproductibles de fibrillation ventriculaire chronique. Ce protocole induit une FV à long terme par stimulation électrique en courant alternatif (CA) de l’épicarde. Différentes conditions ont été utilisées pour induire la FV, y compris la stimulation continue avec une basse ou haute tension pour induire la FV à long terme et la stimulation pendant 5 minutes avec une tension basse ou haute pour induire une FV spontanée à long terme. Les taux de réussite des différentes affections, ainsi que les taux de lésions myocardiques et de récupération de la fonction cardiaque, ont été comparés. Les résultats ont montré que la stimulation continue à basse tension induisait une FV à long terme et que 5 minutes de stimulation basse tension induisaient une FV spontanée à long terme avec une lésion myocardique légère et un taux élevé de récupération de la fonction cardiaque. Cependant, le modèle VF à basse tension et stimulé en continu à long terme a eu un taux de réussite plus élevé. La stimulation à haute tension a fourni un taux plus élevé d’induction de la FV, mais a montré un faible taux de réussite de la défibrillation, une mauvaise récupération de la fonction cardiaque et une lésion myocardique grave. Sur la base de ces résultats, la stimulation épicardique continue à basse tension est recommandée pour son taux de réussite élevé, sa stabilité, sa fiabilité, sa reproductibilité, son faible impact sur la fonction cardiaque et ses lésions myocardiques légères.
Introduction
La chirurgie cardiaque est généralement réalisée par thoracotomie, avec blocage de l’aorte et perfusion avec une solution cardioplégique pour arrêter le cœur. La chirurgie cardiaque répétée peut être plus difficile que la chirurgie initiale, avec des taux de complications et de mortalité plus élevés 1,2,3. De plus, l’approche conventionnelle de la sternotomie médiane peut endommager les vaisseaux du pont derrière le sternum, l’aorte ascendante, le ventricule droit et d’autres structures importantes. Des saignements étendus dus à la séparation du tissu conjonctif, une infection de la plaie sternale et une ostéomyélite sternale due à une sternotomie sont toutes des complications possibles. Un curage étendu augmente le risque de lésions et d’hémorragies dans les structures cardiaques vitales.
Avec le développement de la chirurgie cardiaque mini-invasive, les incisions sont devenues plus petites et l’arrêt cardiaque est parfois difficile à réaliser. Une chirurgie cardiaque répétée sous fibrillation ventriculaire (FV)4,5 est sûre, faisable et peut offrir une meilleure protection du myocarde. Par conséquent, ce protocole introduit la méthode de l’arrêt cardiaque VF en chirurgie avec circulation extracorporelle mini-invasive. Le cœur perd une contraction efficace pendant la FV et, par conséquent, il n’est pas nécessaire de suturer et de bloquer l’aorte ascendante pendant la chirurgie, ce qui simplifie la procédure. Cependant, même si le cœur est continuellement perfusé, la FV à long terme peut toujours être nocive pour le cœur.
Au fur et à mesure que cette méthode devient plus largement utilisée, la question de savoir comment protéger le cœur pendant la FV devient de plus en plus pertinente. Cela nécessitera des études approfondies et approfondies utilisant des modèles animaux de FV à long terme. Dans le passé, la recherche dans ce domaine a surtout utilisé de gros animaux6,7 et a nécessité la coopération de chirurgiens, d’anesthésiologistes, de perfusionnistes et d’autres chercheurs. Ces études prenaient trop de temps, la taille des échantillons était souvent petite et les études se concentraient généralement sur la fonction cardiaque et moins sur les évaluations mécanistes et moléculaires. À ce jour, aucune étude n’a rapporté de protocole détaillé pour établir un modèle FV à long terme.
Ce protocole fournit donc les détails nécessaires au développement d’un modèle VF à long terme chez le rat à l’aide de l’appareil de Langendorff. Le protocole est simple, économique, reproductible et stable.
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Protocol
Toutes les procédures et protocoles expérimentaux utilisés dans le cadre de cette enquête ont été examinés et approuvés par le Comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Hôpital général de l’APL.
1. Préparation de l’appareil Langendorff
- Préparez le tampon Krebs-Henseleit (K-H). Pour préparer le tampon K-H, ajouter ce qui suit à l’eau distillée : 118,0 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 1,2 mM MgSO4, 1,2 mM NaH2PO4, 1,8 mM CaCl2, 25,0 mM NaHCO3, 11,1 mM glucose et0,5 mM EDTA.
- Préparez le système de perfusion Langendorff modifié.
- Gazer en continu la fiole contenant le tampon K-H avec 95 %O2 + 5 % CO2 à une pression d’environ 80 mmHg. Placez une extrémité du tube de perfusion dans le tampon K-H, passez le milieu du tube de perfusion à travers le bain-marie et fixez une aiguille émoussée de 20 G à l’autre extrémité du tube de perfusion.
- Suspendez l’aiguille sur un support en fil de fer. Régler la température du bain-marie de telle sorte que la température du tampon K-H à partir de l’extrémité du système de perfusion soit de 37,0 °C ± 1,0 °C.
2. Préparation du matériel et des logiciels
- Matériel
- Utilisez un enregistreur de signaux physiologiques pour numériser et enregistrer tous les signaux analogiques. Utilisez deux électrodes à aiguille en acier inoxydable pour enregistrer un électrocardiogramme bipolaire (ECG) et utilisez deux électrodes à aiguille en acier inoxydable pour la stimulation électrique.
- Connectez une extrémité des quatre électrodes à l’enregistreur de signaux physiologiques et l’autre extrémité près de la zone où le cœur sera positionné après la fixation à l’appareil.
- Logiciel
- Utilisez le logiciel de l’ordinateur portable pour reconnaître, ajuster et enregistrer automatiquement l’ECG bipolaire et les paramètres hémodynamiques. Les paramètres comprennent la différence de pression ventriculaire gauche (LVPD), la différence entre la pression ventriculaire gauche développée (LVDP) et la pression ventriculaire gauche en fin diastolique (LVEDP), et la fréquence cardiaque (HR).
- Réglez les paramètres du stimulateur électrique sur 30 Hz AC, le groupe basse tension recevant 2 V et le groupe haute tension recevant 6 V.
3. Préparer le cœur isolé
- Préparez l’animal.
- Anesthésier les rats Sprague-Dawley (SD) avec de l’isoflurane à 2 % après injections intrapéritonéales de 0,05 mg/kg de buprénorphine et de 1 000 UI/kg d’héparine sodique. Assurez-vous que le rat a cessé de répondre au pincement des orteils.
- Transférez le rat sur une plate-forme chirurgicale pour petits animaux, placez-le en décubitus dorsal et stérilisez la poitrine avec de l’éthanol à 75%.
- Excise le cœur.
- Avec le rat connecté à un ventilateur après la dissection cervicale et l’intubation trachéale, soulevez la peau du processus xiphoïde avec une pince dentée et faites une incision transversale de 3 cm dans la peau avec des ciseaux tissulaires. Étendez les incisions de la peau et des côtes aux aisselles des deux côtés en forme de V.
- Réfléchissez le sternum crânienne avec des pinces tissulaires pour exposer complètement le cœur et les poumons.
- Isolez et disséquez carrément le thymus à l’aide de deux pinces incurvées. Serrez le tissu thymique et déviez-le latéralement des deux côtés pour exposer l’aorte et ses branches.
- Utilisez des pinces incurvées pour effectuer une séparation émoussée de l’aorte et de l’artère pulmonaire, facilitant l’utilisation ultérieure de ciseaux ophtalmiques pour retirer le cœur et suspendre le cœur une fois qu’il a été retiré.
Remarque : Pour ceux qui sont nouveaux dans cette procédure, l’étape 3.2.4 peut être omise. - Utilisez une dissection contondante pour séparer le tronc brachiocéphalique des tissus environnants. Ensuite, serrez le tronc brachiocéphalique avec une pince incurvée pour faciliter l’ablation du cœur. Couper rapidement l’aorte entre le tronc brachiocéphalique et l’artère carotide commune gauche. Le rat meurt dès que le cœur est retiré.
- Coupez le tissu redondant et immergez immédiatement le cœur dans une boîte de Petri avec un tampon K-H à 0-4 °C pour laver et pomper le sang résiduel.
NOTE: La transsection de l’aorte entre le tronc brachiocéphalique et l’artère carotide commune gauche est recommandée car la préservation du tronc permet l’identification de l’aorte et l’estimation de la profondeur de la canulation.
- Suspendez le cœur.
- Transférer le cœur dans une deuxième boîte de Pétri. Identifier l’aorte. Utilisez deux pinces ophtalmiques pour soulever l’aorte et insérez l’aiguille émoussée dans l’appareil de Langendorff.
- Ajustez la profondeur aortique à la position appropriée. Demandez à un assistant d’attacher un nœud avec un fil de suture 0. Ensuite, allumez le régulateur de débit de perfusion.
REMARQUE: Prenez soin d’éviter que des bulles d’air ne pénètrent dans le cœur tout au long de la procédure. De plus, sachez que le temps entre la coupe de l’aorte et la perfusion initiale ne doit pas dépasser 2 min. - Insérez un petit ballonnet en latex modifié relié à un transducteur de pression dans l’oreillette gauche et poussez le ballonnet à travers la valve mitrale dans le ventricule gauche. Remplissez le ballon avec de l’eau distillée pour obtenir une pression diastolique terminale de 5-10 mmHg.
- Connectez l’ECG et les électrodes de stimulation électrique au cœur. Ensuite, placez le cœur dans une chambre en verre gainé pour maintenir une température interne de 37,0 °C ± 1,0 °C.
REMARQUE : Utilisez les critères d’exclusion suivants : fréquence cardiaque < 250 battements par minute ; débit coronaire (mL/min) <10 mL/min ou >25 mL/min. Les positions de connexion de l’ECG et de l’électrode de stimulation électrique sont illustrées à la figure 1A, et la chambre en verre gainée est illustrée à la figure 1B.
4. Perfuser et stimuler électriquement le cœur (Figure 2)
- Stade d’équilibre (0-30 min)
- Commencez la perfusion et maintenez une température d’environ 37 °C jusqu’à ce que le cœur batte spontanément; Ensuite, laissez le cœur s’équilibrer pendant 20 minutes.
- Ajustez la température du bain-marie pour maintenir la température à l’intérieur de la chambre en verre gainé à environ 30 °C.
REMARQUE: L’ensemble du processus de refroidissement devrait durer environ 10 minutes.
- Étape de stimulation électrique (30-120 min)
- Une fois que la température a atteint le niveau souhaité, activez l’interrupteur de stimulation électrique sur le logiciel de l’ordinateur portable.
REMARQUE : L’ECG bipolaire et la pression ventriculaire gauche (PVG) au début de la stimulation électrique sont illustrés à la figure 3A. - Si l’animal fait partie du groupe FV à long terme stimulé en continu, prévoir 90 minutes de stimulation électrique. Si l’animal fait partie du groupe FV spontané induit à long terme, prévoir 5 minutes de stimulation électrique, puis désactiver la stimulation électrique et prévoir 90 minutes pour la FV spontanée à long terme, comme le montre la figure 3B.
REMARQUE: Pour les cœurs du groupe FV spontané à long terme qui ne développent pas de FV spontanée dans les 90 minutes suivant la stimulation électrique, la stimulation électrique est alors désactivée car ils ne répondent pas aux critères d’inclusion.
- Une fois que la température a atteint le niveau souhaité, activez l’interrupteur de stimulation électrique sur le logiciel de l’ordinateur portable.
- Étape de réchauffement, défibrillation et battement (120-180 min)
- Après 90 min de VF, utiliser des électrodes pour donner 0,1 J de défibrillation en courant continu, comme le montre la figure 3C.
- Réguler simultanément la température du bain-marie pour permettre à la température d’augmenter lentement dans la chambre en verre gainée jusqu’à environ 37 °C. Continuez le processus de réchauffement pendant environ 10 min.
- Après la défibrillation, laisser battre le cœur pendant 60 minutes, puis arrêter le battement par perfusion lente avec 10% de KCl à environ 37 °C. Retirez le cœur pour une analyse plus approfondie.
REMARQUE: Les cœurs qui ne battent pas après la défibrillation ne répondent pas aux critères d’inclusion. De plus, il est important de recueillir l’épanchement coronaire avant le refroidissement (à 20 min), après la défibrillation (à 120 min) et à la fin de l’expérience (à 180 min).
5. Réalisation du test de créatine kinase-MB (CK-MB) et de l’analyse histologique
- Dosage CK-MB
- Utiliser un analyseur de biochimie automatique et une trousse commerciale de dosage CK-MB pour déterminer le niveau de CK-MB dans le liquide d’épanchement coronaireprélevé 8.
- Analyse histologique
- Fixez le cœur dans du formol tamponné à 10%, déshydratez le cœur et incorporez-le dans de la paraffine.
- Utiliser un microtome pour couper le tissu incorporé dans la paraffine en sections de 5 μm; Ensuite, montez les sections sur des lames de verre et colorez-les avec de l’hématoxyline et de l’éosine9.
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Representative Results
Au total, 57 rats ont été utilisés dans les expériences, dont 30 remplissaient les critères d’inclusion. Les animaux inclus ont été divisés en cinq groupes, avec six animaux dans chaque groupe: le groupe témoin (groupe C), le groupe VF à long terme stimulé en continu à basse tension (groupe LC), le groupe VF à long terme stimulé en continu à haute tension (groupe HC), le groupe VF spontané à long terme induit par basse tension (groupe LI) et le groupe VF spontané à long terme induit par haute tension (groupe HI). Le processus expérimental pour chaque groupe est illustré à la figure 2.
Taux de réussite des modèles VF
Les taux de FV, le taux de réussite de la défibrillation et le taux de réussite du modèle FV sont présentés dans le tableau 1. Le groupe LC et le groupe HC ont reçu une stimulation électrique continue et, par conséquent, la FV s’est produite avec un taux de réussite de 100%, mais le groupe HC a démontré des taux de réussite plus faibles pour la défibrillation. Le groupe LI et le groupe HI, dans lesquels la stimulation électrique a été désactivée après 5 minutes, présentaient des taux de FV différents, mais le taux de FV était plus faible dans les deux groupes par rapport au groupe LC et au groupe HC. Alors que les groupes avec des tensions plus élevées avaient une incidence plus élevée de FV, cela s’accompagnait d’un taux de réussite plus faible de la défibrillation. Le groupe LC et le groupe LI avaient tous deux de meilleurs taux de réussite de la défibrillation, mais dans l’ensemble, le groupe LC avait le taux de réussite du modèle le plus élevé, tandis que le groupe LI avait un taux de réussite du modèle inférieur.
Changements hémodynamiques
Les taux de récupération de la FC, du flux coronaire (FK) et de la LVPD des cinq groupes expérimentaux sont présentés à la figure 4A-C. Le taux de récupération indique le pourcentage de la valeur pertinente à la fin de l’expérience divisé par la valeur au début de l’expérience. Les données hémodynamiques de chaque groupe ont été comparées à celles du groupe témoin (groupe C). L’hémodynamique du groupe C est restée stable pendant l’expérience et a montré une légère diminution de la FC, de la mucoviscidose et de la LVPD. Les deux groupes avec VF induite par basse tension avaient des performances similaires et un bon taux de récupération. Le HR et le LVPD n’étaient pas significativement différents dans ces groupes par rapport au groupe C, mais le taux de récupération de la FK était significativement meilleur que dans le groupe C.
En revanche, le taux de récupération hémodynamique des deux groupes avec une FV à long terme induite par une tension élevée était faible, et le groupe FV à long terme stimulé en continu à haute tension a montré le pire taux de récupération.
Résultats du test CK-MB et de l’analyse histologique
Les niveaux de CK-MB dans le liquide d’épanchement coronaire reflètent une lésion myocardique. Comme le montre la figure 4D, l’analyse du liquide d’épanchement coronaire recueilli à la fin de l’expérience a montré que les niveaux de CK-MB étaient plus élevés dans les deux groupes à haute tension. Aucune différence n’a été observée entre les deux groupes basse tension et le groupe C. La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine a montré une zone de brûlure de l’électrode dans le groupe HC (Figure 5).
| Nombre total de cœurs de perfusion isolés | Nombre de VF | Taux VF | Nombre de coups après défibrillation | Taux de battements après défibrillation | Taux de réussite du modèle VF | |
| Groupe C | 6 | - | - | - | - | - |
| Groupe LC | 7 | 7 | 100% | 6 | 85.71% | 85.71% |
| Groupe HC | 14 | 14 | 100% | 6 | 42.86% | 42.86% |
| Groupe LI | 16 | 7 | 43.75% | 6 | 85.71% | 37.50% |
| Groupe HI | 14 | 10 | 71.43% | 6 | 60.00% | 42.86% |
Tableau 1 : Taux de réussite du modèle VF. Abréviations : FV = fibrillation ventriculaire; Groupe C = groupe témoin; Groupe LC = groupe VF basse tension stimulé en continu; Groupe HC = groupe VF à haute tension stimulé en continu; Groupe LI = groupe FV spontané induit par basse tension; Groupe HI = groupe FV spontané induit par haute tension.
Figure 1 : Réglages des électrodes et de la chambre en verre gainé. (A) Position des électrodes de stimulation électrique et des électrocardiogrammes bipolaires (ECG) sur un cœur de rat isolé. La flèche blanche pointe vers les électrodes de stimulation électrique. La flèche noire pointe vers les électrodes ECG bipolaires. (B) Contrôle de la température avec un bain-marie et une chambre en verre gainée pendant l’expérience. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Perfusion cardiaque et procédure de stimulation électrique. Abréviations : a = début du refroidissement; b = stimulation de départ; c = arrêt de la stimulation; d = commencer le réchauffement; e = défibrillation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Électrocardiogramme bipolaire (ECG) et différence de pression ventriculaire gauche (LVPD). (A) La fibrillation ventriculaire (FV) s’est produite après le début de la stimulation par courant alternatif (CA). (B) Une FV spontanée est survenue après l’arrêt de la stimulation AC. (C) Le cœur a recommencé à battre après la défibrillation. Abréviations : a = stimulation de départ; b = arrêt de la stimulation; c = défibrillation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Taux de récupération hémodynamique et valeurs de créatine kinase-MB (CK-MB) dans le liquide d’épanchement coronaire prélevé à la fin de l’expérience. (A) Taux de récupération de la fréquence cardiaque (FC) de chaque groupe. (B) Taux de récupération du flux coronaire (FC) de chaque groupe. (C) Taux de récupération de la différence de pression ventriculaire gauche (LVPD) de chaque groupe. (D) Valeurs de créatine kinase-MB (CK-MB) de chaque groupe. Abréviation : FV = fibrillation ventriculaire. (A-D) Les barres indiquent la moyenne ±écart-type (ET). Une ANOVA unidirectionnelle a été réalisée à l’aide de GraphPad Prism, suivie du test de comparaisons multiples de Tukey. n = 6 rats par groupe. *: par rapport au groupe C; # : par rapport au Groupe LC. Les valeurs P inférieures à 0,05 ont été considérées comme statistiquement significatives. */#: P < 0,05; **/##: P < 0,01; /###: P < 0,001; /####: P < 0,0001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Coloration de l’hématoxyline et de l’éosine du tissu myocardique à l’apex. Le carré vert représente la région de combustion de l’électrode de stimulation électrique du Groupe HC. Abréviation : Groupe HC = groupe de fibrillation ventriculaire à haute tension stimulée en continu à long terme. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Ce protocole établit un modèle animal de FV à long terme dans des cœurs de rats isolés qui n’a pas été signalé auparavant. De plus, différentes conditions de stimulation électrique ont été comparées dans cette étude. Cette étude fournit un modèle pour les études liées à l’arrêt de la fibrillation ventriculaire pendant la chirurgie cardiaque.
Le taux de réussite du modèle est un indicateur très important qui est lié au personnel, au temps et aux coûts économiques. Dans les modèles FV, le taux de réussite comprend si la FV peut être induite dans le cœur et si le cœur peut revenir à des battements normaux après la défibrillation. En outre, le taux de récupération de la fonction cardiaque et les lésions myocardiques doivent être pris en compte. Pour être un modèle approprié pour les besoins de la chirurgie cardiaque, le temps VF du cœur doit atteindre 1-2 h à basse température, et, donc, dans ce protocole, le temps VF est de 90 min.
L’utilisation d’une basse tension est suggérée pour avoir peu d’effet sur la fonction cardiaque et les lésions myocardiques. Par conséquent, cette étude a comparé les taux de réussite de l’utilisation de basses et hautes tensions, ainsi que les taux de réussite de la stimulation électrique continue ou de 5 minutes pour induire la FV dans les cœurs de rat. Six modèles VF éligibles ont été fabriqués pour chaque groupe. Au total, 16 rats ont été testés dans le groupe LI, avec un taux de réussite du modèle de 37,50%, tandis que seulement 7 rats ont été testés dans le groupe LC, avec un taux de réussite de 85,71%. De plus, dans cette étude, il n’y avait pas de différences significatives dans les niveaux de HR, de LVPD ou de CK-MB entre le groupe LC et le groupe LI.
Une intensité suffisante de stimulation électrique pendant la période vulnérable du cycle cardiaque produit VF10. Dans cette étude, le groupe HC et le groupe HI avaient une incidence plus élevée de FV que les autres groupes. Cependant, l’analyse CK-MB et les résultats de coloration à l’hématoxyline et à l’éosine ont suggéré que la stimulation à haute tension pourrait causer des dommages myocardiques importants, entraînant un faible taux de défibrillation. De plus, le taux de défibrillation du cœur après FV était significativement plus faible dans les groupes haute tension que dans les groupes basse tension.
Ces données montrent que la FV à basse tension stimulée en continu à long terme était le meilleur modèle avec le taux de réussite du modèle le plus élevé, un bon taux de récupération de la fonction cardiaque après défibrillation et moins de lésions myocardiques.
Le taux de récupération de la fibrose kystique était meilleur dans les deux groupes basse tension que dans le groupe C, ce qui concorde avec les rapports d’études similaires. Dans une étude précédente, les cœurs canins sous pontage cardiopulmonaire (CPB) ont montré une augmentation significative du flux via les artères coronaires dilatées11, ce qui a augmenté le flux sous-endocardique trois fois plus élevé que le flux épicardique. Cette augmentation du flux coronaire peut fournir suffisamment d’oxygène pour répondre à la demande métabolique accrue. Par conséquent, dans le modèle canin, le ventricule normal ne montre aucune altération métabolique ou fonctionnelle ou de changements histologiques après 30-60 min de FV spontanée. Dans une autre étude sur le cœur caninCPB 12, la FK était plus élevée dans les FV stimulées spontanément et continuellement que dans les cœurs normaux battant vides.
Pour simuler la température pendant la chirurgie cardiaque, la température du tampon K-H et la température ambiante ont été contrôlées à environ 30 °C pendant la FV dans cette étude. La distensibilité ventriculaire gauche diminuait avec l’hypothermie chez les cœurs battants, mais augmentait avec l’hypothermie chez les cœurs FV. Dans une étude précédente, la consommation d’oxygène myocardique dans les cœurs VF était plus élevée que dans les cœurs battants vides normaux à 37 ° C et inférieure à celle des cœurs battants vides à 28 ° C13. Par conséquent, abaisser la température a plus d’avantages dans le cœur VF perfusé.
La position des électrodes peut affecter l’apparition de VF. Dans ce protocole, les électrodes à aiguille sont ancrées à la base et à l’apex du ventricule droit pour obtenir une stimulation électrique dans tout le cœur et obtenir du liquide d’épanchement coronaire pour l’analyse biochimique. Une étude antérieure a ancré une électrode sur l’endocarde du ventricule droit, placé l’autre pôle dans le tampon K-H et immergé le cœur dans le tampon K-H14. De plus, des études ont rapporté la mise en place d’un cathéter électrophysiologique octapolaire dans l’endocardeventriculaire 15 droit, la photostimulation épicardique multisite16 et la stimulation électrique épicardique avec un réseau épicardique multi-électrodes (MEA)17.
Dans un précédent rapport, les chercheurs ont effectué 3 min de stimulation électrique du cœur de rat isolé à 37 °C avec 0,05 mA 30 Hz AC pour obtenir 20 min de FV sans perfusion14. Un courant alternatif de 10 à 30 Hz a également été utilisé pour induire la FV dans des cœurs de furets non ischémiques isolés18. En outre, 1,5-4,5 V AC 12, 7,5 V AC13 et AC19 à tension illimitée ont été utilisés dans des expériences de dérivation cardiopulmonaire chez le chien. Notamment, les seuils de tension ou de courant pour la FV induite diffèrent entre les cœurs isolés et in vivo, avec des intensités de stimulus plus faibles dans les cœurs isolés20. Dans diverses études dans lesquelles la FV a été induite avec AC, le principal facteur influençant les résultats était l’intensité plutôt que la fréquence de la stimulation électrique. La fréquence de stimulation électrique n’était la même dans aucune de ces études, mais il a également été noté que 30 Hz produit une incidence plus élevée de FV que 10 Hz21. Le courant continu (CC) a également été utilisé dans des études sur la FV stimulée électriquement, mais le courant continu est plus couramment utilisé dans la FV à court terme parce que le seuil pour que le courant continu induise la FV est trois fois plus élevé que celui de l’AC22. De plus, DC peut aggraver les lésions myocardiques sous une stimulation prolongée à haute énergie. La défibrillation électrique peut également causer des lésions myocardiques, mais des études ont montré des lésions significatives uniquement avec une énergie de défibrillation beaucoup plus élevée que celle utilisée dans ce protocole23.
L’attention portée à un certain nombre d’étapes est essentielle pour assurer le succès de ce protocole. Le ventilateur doit être connecté après anesthésie des rats pour éviter l’ischémie causée par un arrêt respiratoire, qui peut fausser les résultats expérimentaux. Après avoir retiré le cœur, il doit être immergé, en particulier la racine aortique, dans un tampon K-H de 0 à 4 ° C, et le cœur doit être suspendu rapidement avant de se contracter pour éviter que l’air ne pénètre dans le cœur. L’aiguille ne doit pas pénétrer trop profondément dans l’aorte, car cela peut réduire la perfusion coronaire. Lors de la suspension du cœur, la ligature de la soie de la racine aortique doit inclure le tronc brachiocéphalique; Sinon, la perfusion coronaire sera dérivée. Une augmentation anormale du flux coronaire aide à identifier ce problème. La profondeur de l’électrode doit être d’environ 1 mm; Les électrodes placées trop profondément pénètrent dans la paroi ventriculaire, et celles placées trop peu profondes peuvent être délogées.
Pour certaines études, les chercheurs peuvent souhaiter simuler un état de FV spontanée à long terme, mais le cœur des petits mammifères est caractérisé par un taux élevé de défibrillation spontanée24,25. La longue période réfractaire, la conduction rapide et la petite masse ne sont pas propices au maintien de la FV, et le cœur revient à un rythme normal en peu de temps. Des études similaires ont déjà été réalisées sur de petits animaux présentant différentes conditions de FV; cependant, ces études ont toutes évalué la FV de courte durée. La FV spontanée ne se produit pas par refroidissement seul et doit être induite par stimulation électrique dans différentes conditions, ce qui est une limitation de cette étude.
En bref, la stimulation épicardique continue à basse tension a montré un taux de réussite, une stabilité, une fiabilité et une reproductibilité élevés, d’autant plus qu’elle avait les caractéristiques d’un faible impact sur la fonction cardiaque et d’une lésion myocardique faible, ce qui en fait un modèle évolutif de FV prolongée.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été réalisé avec le soutien de la chirurgie cardiovasculaire, du premier centre médical, de l’hôpital général chinois de l’APL et du centre des animaux de laboratoire, de l’hôpital général chinois de l’APL.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0 Non-absorbable suture | Ethicon, Inc. | Preparation of the isolated heart | |
| 95% O2 + 5% CO2 | Beijing BeiYang United Gas Co., Ltd. | K-H buffer | |
| AcqKnowledge software | BIOPAC Systems Inc. | Version 4.2.1 | Software |
| Automatic biochemistry analyzer | Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd. | Chemray 800 | CK-MB assay |
| BIOPAC research systems | BIOPAC Systems Inc. | MP150 | Hardware |
| Blunt needle (20 G, TWLB) | Tianjin Hanaco MEDICAL Co., Ltd. | H-113AP-S | Modified Langendorff perfusion system |
| Calcium chloride | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 10005861 | K-H buffer |
| CK-MB assay kits | Changchun Huili Biotech Co., Ltd. | C060 | CK-MB assay |
| Curved forcep | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. | Preparation of the isolated heart | |
| EDTA | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 10009717 | K-H buffer |
| Electrical stimulator | BIOPAC Systems Inc. | STEMISOC | Hardware |
| Filter | Tianjin Hanaco MEDICAL Co., Ltd. | H-113AP-S | |
| Glucose | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 63005518 | K-H buffer |
| Heparin sodium | Tianjin Biochem Pharmaceutical Co., Ltd. | H120200505 | Preparation of the isolated heart |
| Isoflurane | RWD Life Science Co.,LTD | 21082201 | Preparation of the isolated heart |
| Magnesium sulfate | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 20025118 | K-H buffer |
| Needle electrodes | BIOPAC Systems Inc. | EL452 | Hardware |
| Ophthalmic clamp | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. | Preparation of the isolated heart | |
| Ophthalmic forceps | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. | Preparation of the isolated heart | |
| Ophthalmic scissors | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. | Preparation of the isolated heart | |
| Perfusion tube | Tianjin Hanaco MEDICAL Co., Ltd. | H-113AP-S | Modified Langendorff perfusion system |
| Potassium chloride | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 10016318 | K-H buffer |
| Sodium bicarbonate | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 10018960 | K-H buffer |
| Sodium chloride | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 10019318 | K-H buffer |
| Sodium dihydrogen phosphate dihydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd | 20040718 | K-H buffer |
| Sprague-Dawley (SD) rats | SPF (Beijing) biotechnology Co., Ltd. | Male, 300-350g | Preparation of the isolated heart |
| Thermometer | Jiangsu Jingchuang Electronics Co., Ltd. | GSP-6 | Modified Langendorff perfusion system |
| Tissueforceps | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. | Preparation of the isolated heart | |
| Tissue scissors | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. | Preparation of the isolated heart | |
| Toothed forceps | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. | Preparation of the isolated heart | |
| Ventilator | Chengdu Instrument Factory | DKX-150 | Preparation of the isolated heart |
| Water bath1 | Ningbo Scientz Biotechnology Co.,Ltd. | SC-15 | Modified Langendorff perfusion system |
| Water bath2 | Shanghai Yiheng Technology Instrument Co., Ltd. | DK-8D | Modified Langendorff perfusion system |
References
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