Summary
このプロトコルは、レトロウイルスベクターの生産とマウスT細胞の形質導入を合理化し、マウスCAR-T細胞の効率的な生成を促進します。
Abstract
キメラ抗原受容体(CAR)-T細胞を用いた改変細胞治療は、血液悪性腫瘍患者に対して目覚ましい効果を発揮し、現在、多様な固形腫瘍の治療のために開発が進められています。これまでのところ、新規CAR-T細胞産物の予備評価は、主に免疫不全マウスを用いた異種移植腫瘍モデルで行われてきた。このアプローチは、実験環境でヒトCAR-T細胞の生着を成功させるために選択されます。しかし、腫瘍とCAR-T細胞が同じマウス株に由来する同系マウスモデルでは、機能的な免疫系と包括的な腫瘍微小環境(TME)の文脈で新しいCAR技術を評価することができます。ここで説明するプロトコルは、レトロウイルス形質導入と ex vivo T細胞培養のための標準化された方法を提示することにより、マウスCAR-T細胞生成のプロセスを合理化することを目的としています。このプロトコルに記載されている方法は、この研究で使用されたもの以外の他のCARコンストラクトに適用して、免疫コンピテントシステムにおける新しいCARテクノロジーのルーチン評価を可能にします。
Introduction
キメラ抗原受容体(CAR)を発現する養子T細胞療法は、適応免疫系の力を利用して抗原陽性がん細胞を特異的に標的化して排除することにより、がん免疫療法の分野に革命をもたらしました1。B細胞悪性腫瘍を標的とするCAR-T細胞療法の成功は臨床的に検証されていますが、固形腫瘍を標的とする新しいCARの開発には、動物モデルで実施される前臨床試験が依然として不可欠です。しかし、これまでの固形腫瘍の適応症では臨床効果は限定的であり、個々の前臨床モデルでは生体医薬品の薬力学や臨床効果を正確に予測できないことがますます明らかになっています2,3。したがって、研究者らは、CAR-T細胞製品の前臨床試験を拡大し始めており、ヒトおよびマウスがんの異種移植モデルおよび同系モデルにおける並行評価をそれぞれ含めています。
ヒト腫瘍とT細胞を免疫不全マウスに生着させる異種移植モデルとは異なり、同系モデルでは、機能的な免疫系の文脈でCAR-T細胞応答を調べることができます。具体的には、同系腫瘍を有する免疫能力のあるマウスは、養子移植されたT細胞と、腫瘍微小環境(TME)におけるT細胞機能を抑制することが知られている腫瘍関連マクロファージ(TAM)および制御性T細胞(Treg)を含む状況特異的環境との間の相互作用を研究するシステムを提供します4,5,6.さらに、同系モデルは、オンターゲット、オフ腫瘍毒性、およびサイトカイン放出症候群などの追加の毒性につながる可能性のある宿主因子とのCAR-T細胞相互作用を評価するための追加のプラットフォームを提供します7。
これらの利点にもかかわらず、同系CAR-T細胞研究の数は依然として限られています。特に、同系モデルでは、同じマウス株由来のCAR-T細胞の自家工学が必要であり、効率的なマウスT細胞の形質導入とex vivo増殖のための方法論がないため、さらなる課題となっています2,8。このプロトコルはretroviralベクトルおよび最大限に活用されたT細胞のtransductionの生産によって安定したCARの表現を達成する方法を概説する。プロセス全体の概略図を図1に示します。このアプローチの使用は、マウスCAR-T細胞の効率的なレトロウイルス形質導入と、超遠心分離によるウイルス濃度を必要とせずに高いCAR発現を達成することを実証しています。CARコンストラクトの抗原特異性を変化させる戦略は、追加の導入遺伝子の共発現に加えて議論されています。
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Protocol
すべての動物処置は、体重20〜25gの6〜8週齢の雌のBALB / cまたはCF57BL / 6マウスを使用して、施設動物管理および使用委員会(コロンビア大学、プロトコルAC-AABQ5551およびAC-AAAZ4470)から承認を得て実施されました。動物は市販の供給源から入手した( 資料表参照)。このプロトコルはマウスT細胞の「活性化後の日数」のまわりで構成され、ウイルスの生産は日-2に始まる。レトロウイルスは、最初の産生後-80°Cで保存することができ、このプロトコルを将来使用するために、0日目にステップ2のT細胞の単離と活性化を開始することができます。
1. レトロウイルスベクターの作製
注:ウイルス産物は、パッケージング遺伝子を2つの別々のプラスミドに分離することにより複製欠陥があり( 材料表を参照)、組換えイベントの可能性や複製能力のあるウイルスの不注意な産生を大幅に低減します。
- トランスフェクションの1日前にPhoenix Eco細胞を調製します(2日目の手順)。
- 30 mLの培地(Phoenix Eco培地、表1に詳述)を使用して、15 cmのTC処理プレートまたはT150培養フラスコに約1 x 107細胞を播種します。
- 37°Cで一晩インキュベートします。 18〜24時間後、細胞は約70%コンフルエントで均一に分布し、増殖することなく高いウイルス収量を確保する必要があります。
注:最適な結果を得るには、継代の少ない細胞を使用し、ウイルス産生のためにプレーティングする前日に継代します。ルーチン培養中にPhoenix Eco細胞が過剰に増殖しないようにしてください。
- リポフェクションおよびエンハンサー試薬、pCL-Eco(Gag/Pol)、およびpMSCV発現プラスミド(pMSCV_PGK_mGFP28z)を含むトランスフェクションミックスを、還元血清培地( 材料表を参照)で調製します(Day -1手順)。
注:コトランスフェクションは、pMSCVとpCL-Ecoの1:1の比率で実施する必要があります。- チューブAの調製:トランスフェクション試薬105 μLを15 cmプレートあたり3.75 mLの還元血清培地で希釈し、ボルテックスまたはピペッティングで上下させて完全に混合します。
- チューブBを調製:pMSCV発現プラスミド(21 μg)およびpCL-Eco(21 μg)を90 μLのエンハンサー試薬とともに希釈し、15 cmプレートあたり3.75 mLの還元血清培地に浸します。ピペッティングで上下させてよく混ぜます。
注:複数のウイルス産物を生成する場合は、pCL-Ecoとエンハンサー試薬を含むマスターミックスをセットアップしてください。 - チューブAをチューブBに加え、ピペッティングで十分に混合します。室温で10〜20分間インキュベートすると、総容量は約7.5 mLになります。
- Phoenix Ecoプレートから10 mLの細胞培養培地を慎重に取り出し、プレートを傾けてピペッティングし、滴下してトランスフェクションミックスの全容量を残りの培地に加えます。細胞を37°Cのインキュベーターに戻します。
- トランスフェクションの16〜20時間後にトランスフェクションしたPhoenix Eco細胞の培地を交換します(0日目の手順)。
- 水浴またはビーズ浴を使用して、血清およびβ-メルカプトエタノール(2-ME、 材料表を参照)を含まないマウスT細胞培地(mTCMウイルス採取、 表1に記載)を37°Cに予熱します。
- 可能であれば真空を使用して、プレートを傾け、ピペットチップを下隅に置いて、Phoenix Eco培地を慎重に取り除きます。細胞を過度に乾燥させないでください。
- 加温したmTCMウイルス回収培地を、最も遅い設定で30 mLをピペッティングして、傾斜したプレートの側面に静かに加えます。細胞を37°Cのインキュベーターに戻します。
注:このステップにより、Phoenix Eco細胞がプレートから剥離し、ウイルス力価が低下する可能性があります。あらかじめ温められた培地と穏やかなピペッティングにより、中断を最小限に抑えることができます。
- トランスフェクションの48時間後にウイルス上清を回収します(1日目の手順)。
- ウイルス上清を回収し、0.45 μmのPVDFフィルター( 材料表を参照)でろ過して、細胞や破片を除去します。ウイルスを分注して-80°Cで凍結するか、フレッシュウイルスを使用する場合はステップ3の1日目に直接進んでください。
- 前述のように、ウイルス力価(形質導入単位/mL)をフローサイトメトリーで決定します9。この手順は省略可能です。
- レトロネクチン(材料表を参照)でプレコートし、最終容量100 μLのmTCMウイルス採取培地にレトロウイルス上清の3倍段階希釈液をロードした非組織培養(TC)処理96ウェルプレート中で、1 x 10 5活性化マウスT細胞を小規模形質導入することにより、ウイルス力価を測定します。
注:T細胞の単離、活性化、形質導入に関する詳細な手順については、以下のステップ2およびステップ3を参照してください。 - 形質導入後4〜5日でCAR表面発現をフローサイトメトリーで決定します。
- 式10に従ってウイルス力価を計算します:(N x F x D)/V(Nは形質導入された細胞の数、FはCAR陽性細胞の頻度、Dは希釈係数、Vは形質導入量(mL)で、形質導入単位(TU)/mLを取得します。
注:ウイルス力価は凍結/融解時に低下する可能性があります。したがって、ウイルス力価は、凍結およびその後融解されたウイルスで理想的に決定されます。
- レトロネクチン(材料表を参照)でプレコートし、最終容量100 μLのmTCMウイルス採取培地にレトロウイルス上清の3倍段階希釈液をロードした非組織培養(TC)処理96ウェルプレート中で、1 x 10 5活性化マウスT細胞を小規模形質導入することにより、ウイルス力価を測定します。
2. マウスT細胞の単離
- マウスT細胞を単離して活性化します(0日目の手順)。
注意: これらのステップは、室温(RT)または4°Cで実行でき、無菌環境で実行する必要があります。- 前述のように 、目的のマウス株(例:Balb/c、C57BL/6)から脾臓を採取し、機械的解離により単一細胞懸濁液を得る。
- 滅菌シリンジの裏側を使用して、70〜100μmのセルストレーナーを介して脾臓を50mLのコニカルチューブに押しつぶします。
- シリンジを脇に置いた後、5 mLのT細胞分離バッファー(リン酸緩衝生理食塩水、PBS、2%ウシ胎児血清、FBS)でストレーナーを洗浄します。
- マッシングステップを繰り返し、5 mLのT細胞分離バッファーでストレーナーをもう一度洗浄します。最終容量を T 細胞単離バッファーで 50 mL にします。
- 手動血球計算盤または自動セルカウンターを使用して、1:20の比率で希釈し、トリパンブルーと1:1で混合することにより、生細胞をカウントします。
- 450 x g、4°C(または室温)で10分間遠心分離して細胞をペレット化し、推奨されるT細胞分離キットを使用する場合は、1 x 108/mLで脾細胞を再懸濁します( 材料表を参照)。
注:この段階で脾細胞を40〜70μmのストレーナーで再ひずみし、凝集塊を除去することができます。
- メーカーの指示に従ってネガティブセレクションによりCD3+ T細胞を単離します( 材料表を参照)。磁気分離後、単離液を 15 mL コニカルチューブに移し、最終的な生細胞計数を行います。
- 単離したT細胞を450 x g、4°C(または室温)で10分間遠心分離してペレット化し、mTCM活性化培地に1 x 106/mLで再懸濁します(表1)。
- マウス抗CD3/抗CD28モノクローナル抗体被覆磁気ビーズ( 材料表参照)を、25 μL/1 x10 6 T細胞と100 U/mLのIL-2の比率で添加してT細胞を活性化します。
- 細胞を37°Cのインキュベーターに入れ、一晩放置します。
注:T細胞のサイズが小さいため、1:10〜1:20の比率で希釈し、血球計算盤を使用して手動でカウントするためにトリパンブルーと1:1で混合することにより、より正確な生T細胞数を達成できます。純度は、細胞を蛍光標識αCD3抗体で染色することにより、フローサイトメトリーによって決定できます。各脾臓は、マウスの年齢と株に応じて、7〜10 x 106 T 細胞を産生します。
3. マウスT細胞形質導入
- 形質導入用のプレートを準備します(0日目の手順)。
- 未処理の滅菌24ウェルプレートを0.5 mLのヒトフィブロネクチン形質導入促進剤試薬( 材料表を参照)で滅菌PBSで希釈して最終濃度20〜40 μg/mLにプレコートし、4°Cで一晩保存します。
注:このステップは、未処理の24ウェルプレートを形質導入試薬でコーティングし、室温で2時間インキュベートすることにより、1日目に実行することもできます。
- 未処理の滅菌24ウェルプレートを0.5 mLのヒトフィブロネクチン形質導入促進剤試薬( 材料表を参照)で滅菌PBSで希釈して最終濃度20〜40 μg/mLにプレコートし、4°Cで一晩保存します。
- T細胞形質導入を行います(1日目の手順)。
- 形質導入のためにプレコートプレートを準備します。プレコートした 24 ウェルプレートの各ウェルから形質導入試薬を取り出し、等量の滅菌ろ過済み PBS + 2% ウシ血清アルブミン(BSA)(0.5 mL)で室温で 30 分間ブロックします。
- 0.5〜1mLのPBSで1回洗浄します。
- ステップ1のニートレトロウイルス0.5〜1 mLを、またはウイルス力価に基づいて希釈したものを、プレコートされた各ウェルに加え、2,000 x g および32°Cで90分間遠心分離します。
- 1 mLの活性化T細胞を各ウイルス負荷ウェルに加え、450 x g 、32°Cで10分間遠心分離します。 細胞を37°Cのインキュベーターに一晩戻します。
- 形質導入後24時間で、1〜1.5 mLの細胞培養培地を除去し、1〜1.5 mLのmTCM完全および10 ng/mLの組換えヒトIL-7およびIL-15と交換します( 材料表を参照)。細胞を37°Cのインキュベーターに戻します(2日目の手順)。
注: ex vivo 培養中は、48時間ごとに10 ng/mLのサイトカインを培養に添加し、T細胞を1 x 106/mLを超えて希釈しないでください。 - 形質導入の48時間後、細胞を形質導入プレートから新しい24ウェルまたは6ウェルプレートに移し、細胞を37°Cのインキュベーターに戻します(3日目の手順)。
注:T細胞の生存率は、開始T細胞の生存率とウイルス力価に応じて、形質導入後24時間から2日に細胞を移植することで改善する可能性があります。 - T細胞を脱ビーズし、CAR発現を確認します(5〜6日目の手順)。
- 細胞を完全に再懸濁して、αCD3/CD28でコーティングされたビーズから活性化T細胞を解離させ( 材料表を参照)、細胞懸濁液を磁石上に30秒間置きます。細胞懸濁液を目的の ex vivo 培養容器に移し、37°Cのインキュベーターに戻します。
注:T細胞は、培養フラスコまたはディープウェル培養プレートで培養できます。6ウェルフォーマットプレートのディープウェルで、ウェルあたり30 mLのmTCM完全培地に最低5 x 106 T細胞を播種することが推奨されます( 材料表を参照)。 - フローサイトメトリーによるCAR発現の決定8.
注:GFP-CARの発現は、100 ng/mLの精製GFPとのインキュベーションにより決定しました。N末端エピトープタグを組み込むことで、代替CARコンストラクトの検出が容易になります。
- 細胞を完全に再懸濁して、αCD3/CD28でコーティングされたビーズから活性化T細胞を解離させ( 材料表を参照)、細胞懸濁液を磁石上に30秒間置きます。細胞懸濁液を目的の ex vivo 培養容器に移し、37°Cのインキュベーターに戻します。
- CAR-T細胞の ex vivo 培養を行います(7〜10日目の手順)。
- ex vivo培養中は、培地の50%を除去し、48時間ごとに新鮮なmTCMコンプリート+2x 10 ng/mLのIL-7およびIL-15と交換して細胞を維持します。
注:マウスCAR-T細胞は、活性化後7日で下流アプリケーションに使用できる状態になりますが、融解後の生存率が低いため、凍結保存しないでください。
- ex vivo培養中は、培地の50%を除去し、48時間ごとに新鮮なmTCMコンプリート+2x 10 ng/mLのIL-7およびIL-15と交換して細胞を維持します。
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Representative Results
ここに記述されているプロトコルはマウスCAR-Tのセルの生成のためのマウスT細胞のtransductionのプロセスを標準化することを向ける。 図 1 は、関連する手順の詳細な説明を示しています。このプロセスは、ウイルス成分をPhoenix Eco細胞に同時トランスフェクション することにより、 レトロウイルスベクターを製造することから始まります。 図 2 は、トランスフェクション当日の Phoenix Eco 細胞の最適密度の画像です。その後、単離されたT細胞は、トランスフェクションの24時間後、つまりこのプロトコルの「0日目」に活性化され、1日目の形質導入に備えます。形質導入後、CAR-T細胞は組換えヒトIL-7およびIL-15の存在下で培養され、幹細胞の記憶集団を維持しながら十分な倍率拡大を達成します。
このプロトコルで推奨されるマウスT細胞分離キット(材料表を参照)を使用すると、フローサイトメトリーによって決定された形質導入前に<98%のT細胞純度が得られます(図3A)。さらに、65%〜75%の再現性のあるCAR発現率は、このプロトコルとPGKプロモーターからのCARコンストラクトを発現するように修飾されたpMSCVレトロウイルスベクターを使用して達成できます(図3B、C)。レトロウイルス力価を測定すると、pMSCVとpCL-Ecoの同時トランスフェクション後に採取したウイルス上清の1/3で、最大2~107 TU/mLの力価と74%のCAR発現が明らかになります(補足図1)。
最後に、10 ng/mL の IL-7 および IL-15 を含む ex vivo 培養では、約 15 倍に増殖し、活性化後 10 日目までに 1 つの脾臓から 150 ~ 10 個の6 T 細胞が得られます(図 3D)。IL-7およびIL-15で培養すると、CD8+およびCD4+ T細胞の頻度が同等になり(図3E)、10日間のex vivo培養後のCD62L+CD44-発現によって決定される幹細胞記憶集団が保存されます(図3F)。
図1:プロトコルの概要 トップパネル:プロトコルのタイムラインの概略図。下パネル:レトロウイルスベクターの作製とマウスT細胞形質導入のステップバイステップの説明。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図2:トランスフェクションに最適な細胞密度。 pMSCVおよびpCL-Ecoによるトランスフェクション前の最適密度でのPhoenix Eco細胞の明視野顕微鏡画像。10倍の対物レンズで撮影。スケールバー = 200 μm。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
図3:マウスのCAR-T細胞産生とex vivo培養。 (A)マウスT細胞単離後のBALB/c CD3+細胞の頻度を示すフローサイトメトリープロット。(B)マウスT細胞におけるGFP-CAR発現に用いるpMSCVレトロウイルスベクターの模式図。(C)精製sfGFPとのインキュベーション後のマウスT細胞におけるCAR表面発現を示すフローサイトメトリーヒストグラム。UT、形質導入なし。(D)活性化後10日目までにCAR-T細胞を増殖させ、組換えヒトIL-17およびIL-15で培養します。約8×106匹のマウスT細胞は、形質導入前に活性化され、活性化後10日目までに約1.28×108に達した。(E)活性化後10日目のCD8+およびCD4+ CAR-T細胞の頻度を示すフローサイトメトリープロット。(F)CD62LおよびCD44表面発現によって決定されたCD8+ T細胞記憶集団の頻度を示すフローサイトメトリープロット。幹細胞メモリー(TSCM)はCD62L+CD44-、セントラルメモリー(TCM)はCD62L+CD44+、エフェクターメモリー(TEM)はCD62L-CD44+を特徴としています。この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。
表1:細胞培養培地の製剤。 プロトコルで使用される細胞培養培地の処方の詳細。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。
補足図1:CAR表面発現とレトロウイルス力価。 (A)精製sfGFPとのインキュベーション後のBALB/c T細胞のCAR表面発現を示すフローサイトメトリーヒストグラム。レトロウイルスは、フェニックスエコ細胞にpMSCV_PGK_mGFP28zをpCL-EcoおよびpMD2.G(I)、pCL-Eco(II)、または単独(III)と組み合わせてトランスフェクションすることによって生成されました。T細胞は、示されているように希釈レトロウイルスで形質導入されました。(B)形質導入T細胞のCAR表面発現によって決定されるレトロウイルス力価。形質導入単位(TU)/mLは、(N・F・D)/Vの式を用いて計算し、Nは形質導入した細胞の数(1 x 105)、FはCAR+ 細胞の頻度、Dは希釈率、Vは形質導入量(mL)(0.2 mL)です。 このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
補足ファイル1:pMSCV発現ベクター配列。 pMSCV発現ベクターのGFP28z CARおよび隣接配列(斜体)の配列(NotIおよびBamHI酵素部位は青色で強調表示)。 このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
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Discussion
このプロトコルは生体 内の 調査のためのCAR-Tのセルを発生させるためにマウスT細胞のretroviralのtransductionに必要なステップおよび試薬を記述する。レトロウイルスの形質導入条件を最適化することで、超遠心分離や追加の試薬によるウイルス濃縮を必要とせずに、堅牢なCAR発現を実現します。ただし、この手法に適用できる変更は複数あります。
このプロトコルはGFP特異的CARの生成例を記述するが、これらの方法は興味の細胞外抗原を目標とするマウスCAR-Tのセルを発生させるのに合わせることができる。本研究で用いたpMSCV_PGKレトロウイルスベクターは、NotIおよびBamHIによる酵素消化によりGFP特異的ナノボディ配列の効率的な放出を可能にし、scFv、ナノボディ、リガンド結合ドメインなどのユーザー定義の抗原認識ドメインに置き換えることができます(補足ファイル1)。代替CAR発現の評価を容易にするために、蛍光標識抗体を用いて検出できるMyc(EQKLISEEDL)タグやFlag(DYKDDDDK)タグなどのN末端エピトープタグを持つCARを設計することが推奨されます12。さらに、現在の研究は、単一の導入遺伝子の産生を実証しています。しかし、自己切断ペプチド(2A配列)または内部リボソーム侵入部位(IRES)を取り込むことで、in vivoでのT細胞機能を強化するための追加技術を含む、複数の導入遺伝子の同時生産が可能になります8,13,14。
このプロトコルは、超遠心分離(24,000 x g、2時間、4°C)を省略することにより、特殊な機器の必要性を排除するために開発されましたが、ウイルス上清の濃度がより高いウイルス力価を達成し、高いCAR発現を達成するために必要なウイルスの量を減らすことができることは注目に値します8。このプロトコルは、使用前にウイルス力価を決定することなく、再現性のある高いウイルス力価(~2 x 107 TU/mL)と安定したCAR発現を達成することにより、レトロウイルスベクターの産生をさらに合理化します。しかし、標準化を容易にすることに加えて、T細胞形質導入前のウイルス力価の測定は、不必要に高いウイルス濃度によって引き起こされる潜在的な毒性を低減することにより、T細胞の生存率を高める可能性もあります10,15。
IL-7およびIL-15の補給は、T細胞の増殖を促進し、T細胞の記憶集団を維持するために推奨されます。しかし、組換えヒトIL-2は、ex vivo培養に必要な試薬の数を減らすための代替として使用されてもよい16,17,18,19。それにもかかわらず、ここで概説したCAR-T細胞の作製方法は、マウスT細胞の増殖が比較的不十分であるため、依然として制限されています。しかしながら、上記で論じたT細胞の生存率を改善するための手段は、形質導入プロセス全体を通じてmTCM培養培地に追加のサプリメントおよび2−MEを含めることによってさらに強化され得る20。これらの修飾により、T細胞の増殖が15倍から最大20倍に改善される可能性がありますが、形質導入効率が低下し、CAR発現が低下する可能性があります。
最終的に、マウスCAR-T細胞の産生により、無傷の免疫系内でCAR-T細胞の機能を評価するための同系モデルの開発が可能になり、その効力、耐久性、安全性の状況に応じた評価が容易になります。一方、免疫不全マウスのモデルでは、ヒト腫瘍抗原を標的とするヒトT細胞製品の重要な前臨床試験が可能です。これらの補完的なモデルシステムの組み合わせは、CAR-T細胞生物学の複雑さを理解し、新しいCARデザインを最適化し、最終的に前臨床の知見を効果的な臨床治療に変換するために不可欠です。
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Disclosures
利益相反の宣言はありません。
Acknowledgments
原稿の批判的レビューをしてくれたL.Brockmannに感謝します。この研究は、NIH 1R01EB030352およびUL1 TR001873によってサポートされました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.45 μm filters | MilliporeSigma | SLHVR33RS | |
| 1 mL syringe | Fisher Scientific | 14-955-450 | |
| 1.5 mL microcentrifuge tubes | Fisher Scientific | 05-408-135 | |
| 10 mL syringe | BD | 14-823-16E | |
| 100 μm strainer | Corning | 07-201-432 | |
| 15 cm TC treated cell culture dishes | ThermoFisher Scientific | 130183 | |
| 15 mL conical tubes | Falcon | 14-959-70C | |
| 40 μm strainer | Corning | 07-201-430 | |
| 50 mL conical tubes | Falcon | 14-959-49A | |
| 70 μm strainer | Corning | 07-201-431 | |
| Attune NxT Flow Cytometer | ThermoFisher Scientific | ||
| BALB/C, 6-8 week old | Jackson Laboratory | 651 | |
| B-Mercaptoethanol | Gibco | 21985023 | |
| Bovine Serum Albumin | GOLDBIO | A-420-500 | |
| DMEM Medium | Gibco | 11965092 | |
| Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (PBS), without Calcium and Magnesium | Gibco | 14-190-250 | |
| DynaMag-2 Magnet | Invitrogen | 12-321-D | |
| EasySep Magnet | Stemcell Technologies | 18000 | |
| EasySep Mouse T cell Isolation Kit | Stemcell Technologies | 19851 | |
| FACS buffer | BD | BDB554657 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | MT35011CV | |
| GlutaMAX | Gibco | 35-050-061 | |
| G-Rex6 | Wilson Wolf | 80240M | |
| HEPES Buffer Solution | Gibco | 15-630-080 | |
| Human recombinant IL-15 | Miltenyi Biotec | 130-095-765 | |
| Human recombinant IL-2 | Miltenyi Biotec | 130-097-748 | |
| Human recombinant IL-7 | Miltenyi Biotec | 130-095-363 | |
| Lipofectamine 3000 | Invitrogen | L3000008 | |
| MEM Non-Essential Amino Acids Solution | Gibco | 11140-050 | |
| Mouse Anti-CD3 BV421 | Biolegend | 100228 | |
| Mouse Anti-CD3/CD28 Dynabeads | Gibco | 11-453-D | |
| Mouse Anti-CD4 BV605 | BD | 563151 | |
| Mouse Anti-CD44 APC | Biolegend | 103011 | |
| Mouse Anti-CD62L PE-Cy7 | Tonbo | SKU 60-0621-U025 | |
| Mouse Anti-CD8 APC-Cy7 | Tonbo | SKU 25-0081-U025 | |
| Nikon Ti2 with Prime 95B camera | Nikon | ||
| Non-treated 24 well plates | CytoOne | CC7672-7524 | |
| Opti-MEM | Gibco | 31-985-062 | |
| pCL-Eco | Addgene | #12371 | |
| Penicillin/Streptomycin Solution | Gibco | 15-070-063 | |
| Phoenix Eco cells | ATCC | CRL-3214 | |
| pMDG.2 | Addgene | #12259 | |
| pMSCV_PGK_GFP28z | N/A | Produced by R.LV. | |
| Purified sfGFP | N/A | Produced by R.LV. | |
| RetroNectin ('transduction reagent') | Takara Bio | T100B | |
| RPMI 1640 | Gibco | 21875 | |
| Serological pipette 10 mL | Fisher Scientific | 13-678-11E | |
| Serological pipette 25 mL | Fisher Scientific | 13-678-11 | |
| Serological pipette 5 mL | Fisher Scientific | 13-678-11D | |
| Sodium Pyruvate | Gibco | 11-360-070 | |
| TC-treated 24 well plates | Corning | 08-772-1 | |
| Trypan blue | Gibco | 15-250-061 |
References
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