A reversible, método no invasivo para las mediciones de resistencia de las vías y Toma de Muestras Líquido del Lavado broncoalveolar en ratones

Summary

Mediciones repetidas de la fisiología respiratoria y el muestreo de roedores de las células de las vías respiratorias inflamatorias son deseables, pero en general no es factible. A continuación se describe un método reproducible para la intubación por vía oral ratones que permite mediciones repetidas de la hiperreactividad de las vías respiratorias y el muestreo de las células de las vías respiratorias inflamatorias.

Abstract

Las vías respiratorias hiperreactividad (AHR) las mediciones y el lavado broncoalveolar (LBA), un muestreo de fluidos son esenciales para los modelos de asma experimental, pero los procedimientos repetidos para obtener estas mediciones en el mismo animal generalmente no son factibles. Este sentido, demuestran los protocolos para la obtención de ratones mediciones repetidas de la AHR y muestras de líquido del lavado broncoalveolar. Los ratones fueron retados por vía intranasal en siete ocasiones en 14 días con un potente alergeno o falso tratamiento. Antes de que el desafío inicial, y dentro de las 24 horas siguientes a cada desafío intranasal, los mismos animales fueron anestesiados por vía oral intubados y ventilados mecánicamente. AHR, evaluada mediante la comparación de las curvas de dosis-respuesta de la resistencia del sistema respiratorio (RRS) inducida por el aumento de las dosis intravenosa de acetilcolina (ACh) de cloruro de entre el simulacro y alergeno-desafió animales, se han determinado. Posteriormente, ya través de la intubación mismo, el pulmón izquierdo se lavaged modo que la enumeración diferencial de las vías aéreas se pudo realizar. Estos estudios revelan que las mediciones repetidas de la AHR y acumulación de líquido del LBA son posibles a partir de los mismos animales y que la hiperreactividad bronquial y eosinofilia vías respiratorias máximas se alcanzan en 7-10 días de iniciar la exposición al alérgeno. Esta nueva técnica reduce significativamente el número de ratones requerido para la experimentación longitudinal y se aplica a diversas especies de roedores, los modelos de la enfermedad de las vías respiratorias y los instrumentos de la fisiología.

Protocol

Alérgenos: Ratones C57BL / 6, 4-8 semanas de edad, son anestesiados en una cámara de plexiglás hermético purgado con isoflurano 3,2% en la mezcla de oxígeno de vapor durante 10 minutos para conseguir una anestesia general profunda. Desafíos intranasal alergeno (45μL OVA (22,5 mg) y 7μL A. oryzae (7 g), en PBS) se administran todos los martes, jueves y domingos, para un total de siete aplicaciones consecutivas. Anestesia: Antes de cada e…

Discussion

El estudio del asma y otras enfermedades pulmonar obstructiva, constituye un campo activo y en expansión de la investigación biomédica. Un componente importante del asma relacionada con la investigación experimental es la capacidad para medir los cambios en el tamaño de las vías respiratorias en diversas condiciones. Estrechamiento de las vías respiratorias excesivas en respuesta al desafío provocador, una función canónica de asma y enfermedades relacionadas con el pulmón y una propiedad de la hiperreactivida…

Materials

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371).
Data was analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16).
A small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270), chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph.
0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series)
Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687)
10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602)
Heat lamp
1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109)
4 clamps (Pony 3200 spring clamp)
0.5 mm external wire for intubation guide
Hemacytometer
Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15)
Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022)
Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911)
Light microscope (Leica)
Cytospin 3 (Shandon)
20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical)
0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

<!– OLD Materials List 4/12/10 Changed

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371) and data were analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16). Small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270) and chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph. 0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series); Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687); 10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602); Heat lamp; 1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109); 4 clamps (Pony 3200 spring clamp); 0.5 mm external wire for intubation guide); Hemacytometer; Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15); Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022); Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911); Light microscope (Leica); Cytospin 3 (Shandon); 20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical); 0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

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