CRISPR/Cas9-tabanlı Xenopus Leapfrogging için ilkel Germ hücre transplantasyonu
Summary
Hayatta kalmak için gerekli genler mutant satırları oluşturmak için teknik engel oluşturmaktadır. Leapfrogging ölümcül germline mutasyonlar taşıyan vahşi-türü hayvanlar oluşturmak için ilkel germ hücre transplantasyonu ile düzenleme genom birleştirerek kaçınmanızı sağlar. Leapfrogging de F1 nesil homozigoz null mutantların üretimi verimli verir. Burada, nakli adım gösterilmiştir.
Abstract
Genom düzenleme mutant satırların yaratılması çoğu canlıda genetik analiz hızlanıyor. CRISPR/Cas9 yöntemleri Afrika pençeli kurbağası, Xenopus, uzun süredir devam eden model organizma biyomedikal araştırmalar için kullanmak için adapte edilmiştir. Homozigoz mutant hatları ile mutagenesis CRISPR/Cas9-hedef oluşturmak için geleneksel ıslah düzenleri çeşitli zaman alan ve zahmetli adımlar var. Özellikle embriyo için gerekli olan genlerin dışarı vurma ile ilişkili engelleri aşmak için mutant embriyo oluşturulması kolaylaştırmak için leapfrogging adlı yeni bir yöntem geliştirildi. Bu teknik Xenopus embriyo “kes ve Yapıştır” sağlamlık güçlendirir embriyoda yöntemleri. Leapfrogging primordial germ hücreleri (PGCs) transferini PGC-ablated wildtype kardeşler verimli bir şekilde mutagenized donör embriyo kullanır. Bu yöntem için temel gen mutasyon verimli chimeric hayvanları içeren bir mutant germline taşıyan wildtype somatik hücreler oluşturarak sağlar. Ne zaman iki F0 hayvan taşıyan “birdirbir nakli” (Yani, mutant germ hücreleri) intercrossed, böylece fenotipik verileri elde etmek için tam üretimi zamandan tasarruf homozigoz veya bileşik heterozigoz, null F1 embriyolar, ürettikleri. Leapfrogging de yeni bir yaklaşım CRISPR/Cas9 mutagenesis takip F0 fenotipik analiz için ateşe dayanıklı anne etkisi genler analiz etmek için sağlar. Bu el yazması PGC nakli başarıyla gerçekleştirmek nasıl üzerinde durularak leapfrogging yöntemi ayrıntıları.
Introduction
Nasıl kodladığını genotip fenotip yeniden keşfi beri Biyoloji Mendel’ın yasaları büyük bir soru olmuştur. Genler, onların yönetmelik ve etkileşimleri gen ağları içerisinde rolleri ve işlevleri açığa çıkarmak yeni Biyoloji ve hastalık durumlarında ameliorating araçları sağlamak için kodlanmış ürünleri vaatlerin bir anlayış. Yarım yüzyıl1için, Afrika pençeli kurbağası Xenopus, temel Biyoloji ve Biyomedikal geliştirme genetik kontrolü de dahil olmak üzere, çok çeşitli konular üzerinde çalışmalar için önde gelen bir model olmuştur. Tarihsel olarak, çoğu araştırma Xenopus allotetraploid kurbağa, X. laevis, kullandı ama son zamanlarda, onun diploidy nedeniyle X. tropicalis bir amfibi genetik model olarak geliştirilmiştir. Komple genom dizileri hem Xenopus türler2,3monte edilmiştir. “Kurbağa” Şimdi bir dönüm noktasında nerede temel genom değişiklik teknoloji eğitim gen işlevinin hemen hemen at will ruhsatı topluluktur. Programlanabilir CRISPR/Cas9 endonucleases gen mutagenesis yüksek verimli, biallelic mutasyon mümkün çoğu hücrelerde hayvan4,5,6,7ile yapmış, 8,9,10,11. Bu çalışmalar, Bhattacharya vd tarafından vurguladı 12 ve Shigeta vd. 13, birçok genlerin fonksiyonun F0 mozaik hayvanlarda mutagenesis tarafından okudu olabilir göstermiştir. Bu yaklaşım pek çok avantajı vardır; Ancak, Cas9-sgRNA-microinjected embriyo çoğunlukla nedeniyle eksik işlev (LOF) kaybı değişken fenotipleri görüntüler. Daha da önemlisi, mutant satırları bazı uygulamalar için son derece avantajlı olduğunu — bir anne mRNA katkı var genler okurken özellikle. Anne mRNA’ların ve proteinler ve onların etkileri epigenetik üzerinde uzun bir süre için erken gelişimsel katkıları pek çok gen işleme embriyogenez14,15,16, kalıcı Refrakter F0 analiz için. Bu nedenle, diğer LOF yaklaşımlar gereklidir.
Mutant satırları oluşturmak Aradığınız zaman, çeşitli engeller homozigoz LOF embriyo elde etmek için yolu vardır. Çünkü cinsel olgunluk, uygun bir çizgi üretimi ile müdahale için hayatta yetersizliğinde temel gen işlev sonuçlar biallelic mutasyonları üretmek için ilk, verimli mutagenesis dezavantajlı olabilir. Cas9-sgRNA teslim miktarı dikkatli titrasyon ortak bir çözümdür. Amaç da germline mutagenesis verimliliği en üst düzeye ölümcül azaltmak arasında bir denge elde etmek için burada. İkinci bir sorun nerede fenotipik analizleri F2 nesil kadar ertelenmiş standart üreme düzeninden doğar. Standart yaklaşım kullanarak, mutant gen germline aracılığıyla “hangi sonra cinsel olgunluğa yetiştirilmektedir F1 heterozigoz taşıyıcılar”, üretmek için outcrossed iletimi F0 hayvanlar cinsel olgun. İki F1 heterozygotes sonra F2 mutant embriyo % 25 bir beklenen Mendel frekansta üretmek için intercrossed. Böylece, iki kuşak ıslahının mutant fenotipleri analizi için gereklidir. Mutant hayvanlar ya homozygotes ya da bileşik heterozygotes (F1 intercross içinde kullanılan ebeveyn hayvanların genotip bağlıdır içeren iki farklı mutant gen,Yani, döl) olabilir.
Hangi leapfrogging17adlı yeni bir yöntemi altında yatan programlanabilir nükleaz aracılı mutagenesis germ hücreleri, hapsetmesi tarafından bu engellerin üstesinden gelebilir. Leapfrogging iki ana bileşeni vardır: (1 mikroenjeksiyon Cas mRNA ile birlikte sgRNA veya nükleaz-sgRNA kompleksleri (veya, ilke, TALENs veya çinko parmak enzimler) embriyonik genom verimli bir şekilde mutagenize için tek hücreli aşamada takip (2) tarafından PGCs nakli içine wildtype kardeş embriyolar, nerede endojen PGCs çıkarıldı. Her iki adım mutant germ hücreleri ile verimli, tam germline replasmanı olduğunda elde edilebilir. Blackler 1960’ların başında Xenopus PGCs geç neurula, embriyo ve erken tailbud aşamaları18,19arasında nakledilen gösterdi. Leapfrogging için Blackler’ın yaklaşımı PGCs embriyo20,21bitkisel kutbunda yerelleştirilmiş zaman blastula aşamasında17, nakillerine gerçekleştirerek güncellenmiştir. Nakli gastrulasyon önce iki ana avantajı vardır. İlk olarak, nakli ve sonraki normal gelişim engraftment ekimi blastula aşamasında (yayınlanmamış gözlemler) gerçekleştirildiğinde daha verimli olmasını bulundu. İkinci olarak, kısa bir süre zygotic transkripsiyon başladıktan sonra blastula aşamasında nakillerine gerçekleştirerek, bir gelişimsel gen gastrulasyon veya bu bozabilir mutasyonlar, aksi halde hatalı biçimlendirilmiş geç neurulae için yol kaynaklanan ölümcül önleyebilirsiniz. PGC nakli taşıyan embriyolar (“başkanıkendini”) için cinsel olgunluğa yetiştirilen ve intercrosses bu F0 hayvanlar arasında birçok durumda, F1 döl % 100’ünü (çoğu bileşik varlık LOF fenotip görüntülemesini göstermiştir heterozygotes), tam germline değiştirme ile hedeflenen mutasyonlar gösteren.
Bu leapfrogging Xenopusgenetik yaklaşımlar hızlanır bekleniyor. Anne etkisi genler (yayınlanmamış gözlemler) LOF analizi için alternatif “transfer ev sahipliği” yöntemi22 sağlar Ayrıca leapfrogging. Geçerli yayında özellikle PGC nakli üzerinde odaklama yöntemi, ayrıntılı bir açıklama X. tropicalis içinde ( X. laevisiçin küçük değişiklikler) sunulur. PGCs nakli burada Xenopusile çalışan diğer laboratuvarlar bu teknolojinin daha hızlı bir transfer kolaylaştırmak için gösterilmiştir. Bu yöntemin ilkeleri diğer kurbağalar (Örneğin, urodeles) başarılı olmalı ve metodoloji olarak organizma özel değişiklikleri uygulama verimli mutagenesis gerçekleştirilebilir birçok hayvan için izin vermelidir ve PGCs kolayca transplantable.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu rapor, nakli PGCs PGCs. içeren bitkisel doku nakli için detaylı bir protokol genom düzenleme teknolojileri (Örneğin, CRISPR/Cas9) ile birlikte germline değiştirmek için kullanılır bir hayvan sağlar Neredeyse tüm onun somatik dokuların genetik olarak vahşi türü olarak sürdürmek. Leapfrogging için başarılı olmak için bir dizi performans gösteren nakillerine gerçekleştirmeden önce dikkat edilmesi gereken kritik faktör vardır.
Germline tam yedek mutant gen…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu eser bir hibe desteği ile gerçekleştirilen 5R21HD080684-02, Ulusal Enstitüsü çocuk sağlığı ve insan gelişimi. Yazar Ken Cho onun sürekli coşku ve destek için teşekkür etmek istiyor. Yazar ayrıca değerli için Bruce Blumberg kamerasını, Rebekah Charney, el yazması ve Sean McNamara ve Marcin Wlizla Ulusal Xenopus kaynak (RRID:SCR_013731), eleştirel okuma kullanımı için kabul etmek istiyorum X. tropicalis beslenme ve hayvan bakımı rejimleri ile ilgili konuşmaları.
Materials
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | 11252-20 or 11252-30 | |
| Eyebrow hair knife | Homemade | ||
| Hair loop | Homemade | ||
| Pasteur pipettes, borosilicate glass | Fisher Scientific | 13-678-20A | |
| Krazy Glue (Cyanoacrylate-based) | Elmer's Products, Inc. | KG581 | To affix eyebrow hair and hair loops into Pasteur pipettes, other similar glues can be used. |
| Oligodeoxynucleotides, custom ordered | Integrated DNA Technologies | Custom ordered | Template oligos for sgRNA synthesis, see Nakayama et al., 2014 for design details. |
| Megascript T7 kit | Ambion/ThermoFisher | AM1334 | Or use Megashortscript T7 (AM1354) kit |
| Phenol, Tris buffered | High quality distilled phenol from any commercial supplier | ||
| Chloroform | High quality chloroform from any commercial supplier | ||
| Ethanol | High quality ethanol from any commercial supplier | ||
| Diethylpyrocarbonate (DEPC) | Sigma Chemical Co. | D5758-50ML | |
| Cas9 protein, with nuclear localization signal | PNA Bio, Inc. | CP01 | Reconstituted using DEPC-treated water according to manufacturer's recommendations |
| 10X Marc's Modified Ringers solution | Homemade. Recipe (ref 26) for 1X MMR (lacking EDTA) is 100mM NaCl, 2 mM KCl, 1 mM MgSO4, 2 mM CaCl2, 5 mM HEPES. Solution is pH adjusted to 7.4. | ||
| Agarose | Any Molecular Biology grade agarose is sufficient | ||
| 60 X15 mm Petri plates | Falcon | 351007 | |
| 24-well plates | Falcon | 3047 | |
| L-Cysteine | Sigma Chemical Co. | C7352-100G | Free base, not HCl salt |
| Proteinase K | Roche | 03 115 828 001 | Typically ~20mg/ml from Roche |
| sera Micron | sera | Tadpole food. Resuspend in growth medium. Can be purchased from a variety of online retailers |
References
- Gurdon, J. B., Hopwood, N. The introduction of Xenopus laevis into developmental biology: of empire, pregnancy testing and ribosomal genes. Int J Dev Biol. 44 (1), 43-50 (2000).
- Hellsten, U., et al. The genome of the Western clawed frog Xenopus tropicalis. Science. 328 (5978), 633-636 (2010).
- Session, A. M., et al. Genome evolution in the allotetraploid frog Xenopus laevis. Nature. 538 (7625), 336-343 (2016).
- Blitz, I. L., Biesinger, J., Xie, X., Cho, K. W. Biallelic genome modification in F(0) Xenopus tropicalis embryos using the CRISPR/Cas system. Genesis. 51 (12), 827-834 (2013).
- Nakayama, T., Fish, M. B., Fisher, M., Oomen-Hajagos, J., Thomsen, G. H., Grainger, R. M. Simple and efficient CRISPR/Cas9-mediated targeted mutagenesis in Xenopus tropicalis. Genesis. 51 (12), 835-843 (2013).
- Guo, X., et al. Efficient RNA/Cas9-mediated genome editing in Xenopus tropicalis. Development. 141 (3), 707-714 (2014).
- Wang, F., Shi, Z., Cui, Y., Guo, X., Shi, Y. B., Chen, Y. Targeted gene disruption in Xenopus laevis using CRISPR/Cas9. Cell Biosci. 5, 15 (2015).
- Jaffe, K. M., et al. c21orf59/kurly Controls Both Cilia Motility and Polarization. Cell Rep. 14 (8), 1841-1849 (2016).
- Liu, Z., et al. Efficient genome editing of genes involved in neural crest development using the CRISPR/Cas9 system in Xenopus embryos. Cell Biosci. 6, 22 (2016).
- Naert, T., et al. CRISPR/Cas9 mediated knockout of rb1 and rbl1 leads to rapid and penetrant retinoblastoma development in Xenopus tropicalis. Sci Rep. 6 (35264), (2016).
- Ratzan, W., Falco, R., Salanga, C., Salanga, M., Horb, M. E. Generation of a Xenopus laevis F1 albino J strain by genome editing and oocyte host-transfer. Dev Biol. 426 (2), (2016).
- Bhattacharya, D., Marfo, C. A., Li, D., Lane, M., Khokha, M. K. CRISPR/Cas9: An inexpensive, efficient loss of function tool to screen human disease genes in Xenopus. Dev Biol. 408 (2), 196-204 (2015).
- Shigeta, M., et al. Rapid and efficient analysis of gene function using CRISPR-Cas9 in Xenopus tropicalis founders. Genes Cells. 21 (7), 755-771 (2016).
- Hontelez, S., et al. Embryonic transcription is controlled by maternally defined chromatin state. Nat Commun. 6, 10148 (2015).
- Peshkin, L., et al. On the Relationship of Protein and mRNA Dynamics in Vertebrate Embryonic Development. Dev Cell. 35 (3), 383-394 (2015).
- Owens, N. D., et al. Measuring Absolute RNA Copy Numbers at High Temporal Resolution Reveals Transcriptome Kinetics in Development. Cell Rep. 14 (3), 632-647 (2016).
- Blitz, I. L., Fish, M. B., Cho, K. W. Leapfrogging: primordial germ cell transplantation permits recovery of CRISPR/Cas9-induced mutations in essential genes. Development. 143 (15), 2868-2875 (2016).
- Blackler, A. W. Transfer of germ-cells in Xenopus laevis. Nature. 185, 859-860 (1960).
- Blackler, A. W., Fischberg, M. Transfer of primordial germ-cells in Xenopus laevis. J Embryol. Exp Morph. 9, 634-641 (1961).
- Bounoure, L. . L’origine des cellules reproductrices et le problem de la lignee germinale. , (1939).
- Nieuwkoop, P. D., Sutasurya, L. A. . Primordial Germ Cells in the Chordates: Embryogenesis and phylogenesis. , (1979).
- Heasman, J., Holwill, S., Wylie, C. C. Fertilization of cultured Xenopus oocytes and use in studies of maternally inherited molecules. Methods Cell Biol. 36, 213-230 (1991).
- Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Embryo dissection and micromanipulation tools. CSH Protoc. , (2007).
- Nakayama, T., et al. Cas9-based genome editing in Xenopus tropicalis. Methods Enzymol. 546, 355-375 (2014).
- Ogino, H., McConnell, W. B., Grainger, R. M. High-throughput transgenesis in Xenopus using I-SceI meganuclease. Nat Protoc. 1 (4), 1703-1710 (2006).
- Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. . Early development of Xenopus laevis.: a laboratory manual. , (2000).
- Kay, B. K., Kay, B. K., Peng, H. B. Injection of oocytes and embryos. Xenopus laevis: Practical Uses in Cell and Molecular Biology (Methods in Cell Biology Vol. 36). , (1991).
- Nieuwkoop, P., Faber, J. . Normal Table of Xenopus laevis. (Daudin): A Systematical and Chronological Survey of the Development from the Fertilized Egg till the End of Metomorphosis. , (1994).
- Brinkman, E. K., Chen, T., Amendola, M., van Steensel, B. Easy quantitative assessment of genome editing by sequence trace decomposition. Nucleic Acids Res. 42 (22), e168 (2014).
- Sander, V., Reversade, B., De Robertis, E. M. The opposing homeobox genes Goosecoid and Vent1/2 self-regulate Xenopus patterning. EMBO J. 26 (12), 2955-2965 (2007).
- Bedell, V. M., et al. In vivo genome editing using a high-efficiency TALEN system. Nature. 491 (7422), 114-118 (2012).
- Kim, J. M., Kim, D., Kim, S., Kim, J. S. Genotyping with CRISPR-Cas-derived RNA-guided endonucleases. Nat Commun. 5, 3157 (2014).
- Kim, H. J., Lee, H. J., Kim, H., Cho, S. W., Kim, J. S. Targeted genome editing in human cells with zinc finger nucleases constructed via modular assembly. Genome Res. 19 (7), 1279-1288 (2009).
- Qiu, P., Shandilya, H., D’Alessio, J. M., O’Connor, K., Durocher, J., Gerard, G. F. Mutation detection using Surveyor nuclease. Biotechniques. 36 (4), 702-707 (2004).
- Ota, S., et al. Efficient identification of TALEN-mediated genome modifications using heteroduplex mobility assays. Genes Cells. 18 (6), 450-458 (2013).
- Dahlem, T. J., et al. Simple Methods for Generating and Detecting Locus- Specific Mutations Induced with TALENs in the Zebrafish Genome. PLoS Genet. 8 (8), e1002861 (2012).
- Ramlee, M. K., Yan, T., Cheung, A. M., Chuah, C. T., Li, S. High-throughput genotyping of CRISPR/Cas9-mediated mutants using fluorescent PCR-capillary gel electrophoresis. Sci Rep. 5, 15587 (2015).
- Bhattacharya, D., Marfo, C. A., Li, D., Lane, M., Khokha, M. K. CRISPR/Cas9: An inexpensive, efficient loss of function tool to screen human disease genes in Xenopus. Dev Biol. 408 (2), 196-204 (2015).
- Yu, C., Zhang, Y., Yao, S., Wei, Y. A PCR Based Protocol for Detecting Indel Mutations Induced by TALENs and CRISPR/Cas9 in Zebrafish. PLoS ONE. 9 (6), e98282 (2014).
- Mock, U., Hauber, I., Fehse, B. Digital PCR to assess gene-editing frequencies (GEF-dPCR) mediated by designer nucleases. Nat Protoc. 11 (3), 598-615 (2016).
- Varshney, G. K., et al. High-throughput gene targeting and phenotyping in zebrafish using CRISPR/Cas9. Genome Res. 25 (7), 1030-1042 (2015).
- Shi, J., Wang, E., Milazzo, J. P., Wang, Z., Kinney, J. B., Vakoc, C. R. Discovery of cancer drug targets by CRISPR-Cas9 screening of protein domains. Nat Biotechnol. 33 (6), 661-667 (2015).
- Koebernick, K., Loeber, J., Arthur, P. K., Tarbashevich, K., Pieler, T. Elr-type proteins protect Xenopus Dead end mRNA from miR-18-mediated clearance in the soma. Proc Natl Acad Sci USA. 107, 16148-16153 (2010).
- Yang, J., Aguero, T., King, M. L. The Xenopus maternal-to-zygotic transition from the perspective of the germline. Curr Top Dev Biol. 113, 271-303 (2015).
