Summary

Un veloce e Facile Pipeline per generazione di mutanti di punto Genomic in c. elegans utilizzando CRISPR/Cas9 ribonucleoproteine

Published: April 30, 2018
doi:

Summary

Qui, presentiamo un metodo per progettare il genoma di c. elegans usando CRISPR-Cas9 ribonucleoproteine e modelli di omologia riparazione dipendente.

Abstract

Si ripete regolarmente sparpagliata palindromica cluster (CRISPR) – CRISPR – associati proteina 9 (Cas9) sistema di difesa immunitario adattivo prokaryotic ha stato cooptato come un potente strumento per l’ingegneria precisa del genoma eucariotico. Qui, presentiamo un metodo rapido e semplice utilizzando RNA chimerico guida singola (sgRNA) e CRISPR-Cas9 ribonucleoproteine (RNP) per la generazione efficiente e precisa di mutazioni genomiche di punto di c.elegans. Descriviamo una pipeline per selezione target sgRNA, disegno del modello di omologia-regia di riparazione (HDR), CRISPR-Cas9-RNP complessante e consegna e una strategia di genotipizzazione che consente l’identificazione robusto e rapido degli animali correttamente modificati. Il nostro approccio non solo consente la facile generazione e l’identificazione del punto desiderato genomico animali mutanti, ma facilita anche la rilevazione di altri alleli complessi indel in circa 4-5 giorni con alta efficienza e un carico di lavoro ridotto lo screening.

Introduction

I recenti progressi tecnologici hanno radicalmente trasformato e accelerato la possibilità al proprio genoma di ingegnere. In particolare, il sistema CRISPR-Cas9, che si basa sull’endonucleasi di RNA-guida Cas9 per indurre una rottura del doppio filamento (DSB) vicino alla sequenza di destinazione di interesse, è stato ampiamente utilizzato per progettare accuratamente il genoma della maggior parte degli organismi di modello utilizzato in ricerca biomedica1,2,3,4. Significativamente, l’uso di CRISPR-Cas9 ha sbloccato l’editing genomico anche in specie difficili come elegans del c.5. Indipendentemente dalla specie, generando mutazioni puntiformi con il genoma di CRISPR-Cas9 basato sistema di editing si basa su tre componenti principali: 1) Cas9 endonucleasi, 2) una singola guida RNA (sgRNA) che indirizza l’endonucleasi Cas9 a una sequenza di destinazione e 3) un utente progettato modello di omologia-regia di riparazione (HDR) contenente la modifica desiderata in/he / di interesse2.

Ci sono diversi metodi che possono essere utilizzati per introdurre il targeting sgRNA e Cas9 nucleasi nelle cellule incluse plasmide e RNA virale basato consegna metodi6. Recentemente, consegna diretta di pre-complessati sgRNA-Cas9 ribonucleoproteine (RNP) è emerso come uno strumento potente ed efficace nel genoma basati su CRISPR-Cas97di editing. La consegna diretta di pre-complessati CRISPR-Cas9 RNP ha diversi vantaggi distinti, vale a dire: 1) RNP ignorare la necessità di trascrizione cellulare e traduzione, 2) RNP sono rapidamente eliminato, che può aumentare la specificità riducendo il tempo disponibile per fuori bersaglio fenditura e 3) RNP non contenere nessun elementi di DNA/RNA estranei che aggira l’introduzione delle sequenze non-nativi nel genoma ospite attraverso integrazione casuale. Insieme, questi attributi probabili forniscono una breve raffica di on target CRISPR editing riducendo al minimo gli effetti fuori bersaglio.

Descriviamo un protocollo semplice ed efficace per introdurre cambiamenti genomici site-specific in c. elegans. Questo protocollo include destinazione sgRNA e disegno del modello HDR singolo incagliato oligonucleotide (ssODN), sgRNA-Cas9 RNP complessante e consegna e una strategia di genotipizzazione per l’identificazione inequivocabile degli animali correttamente modificati. Utilizzando questa strategia, non solo possono essere recuperate le modifiche desiderate e site-specifiche, ma altre mutazioni indel non specifici possono anche essere recuperati. Così, la nostra strategia consente la generazione di una serie allelica usando una strategia unica, dove entrambi allelica mono, bi-allelica e indel mutanti possono essere generati nella generazione1 F.

Protocol

Tutti cura degli animali e procedure sperimentali seguite le linee guida dal National Institutes of Health e istituzionali Animal Care e uso Committee (IACUC) presso l’Università del Michigan. Utilizzare soluzioni RNasi-free e dispensare consigli in tutto il protocollo. Pulire l’area di lavoro, le pipette, tubi e centrifuga con soluzione di decontaminazione di RNAsi seguendo le linee guida del produttore (Vedi Materiali tavolo). 1. sgRNA selezione destinazione Utili…

Representative Results

Mutazioni in umano superossido dismutasi 1 (SOD1) rappresentano ~ 10-20% di sclerosi laterale amiotrofica familiare, una devastante malattia neurodegenerativa che conduce invariabilmente a paralisi e morte17. SOD-1 umana è una proteina evolutivamente conservata condivisione di somiglianza di identità e il 70% di 55% con la proteina SOD-1 c. elegans (Figura 1B). Per dimostrare la semplicità, la fattibilità e l’effi…

Discussion

Il sistema di CRISPR-Cas9 è uno strumento potente ed efficace per proprio modificando il genoma degli organismi modello. Qui, dimostriamo che chimerico sgRNAs20 accoppiato con ssODN HDR modelli permettono la generazione altamente efficiente di mutazioni genomiche di punto di c.elegans. D’importanza, dimostriamo che consegna RNP produce alta efficienza di editing quando fluorescenza viene utilizzato come un indicatore di co-selezione, mettendo in evidenza la facilità e l’affidabilità de…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Non ci sono nessun conflitti di interesse relazionati alla presente relazione.

Materials

CRISPRevolution sgRNA  EZ Kit Synthego Inc. chimeric sgRNA
Nuclease-free TE Synthego Inc. provided with the sgRNA kit EZ kit
Nuclease-free water Synthego Inc. provided with the sgRNA kit EZ kit
4 nmole Ultramer DNA Oligo Integrated DNA Technologies ssODN HDR template
Alt-R S.p. HiFi Cas9 Nuclease 3NLS Integrated DNA Technologies 1078728 Cas9 protein
pCFJ90  Addgene 19327 Pmyo-2::mCherry Marker Plasmid
KCl Sigma P5405
HEPES Sigma H4034
DNA Clean & Concentrator Zymo Research D4004
Zymoclean Gel DNA Recovery Kit Zymo Research D4002
Q5 Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix New England Biolabs M0494L
Proteinase K Sigma P2308
Glass Borosilicate Glass Micropipettes Sutter Instruments BF100-78-10 OD: 1.0mm. ID: 0.78mm
Trizma Hydrochloride Sigma T5941
MgCl2 Sigma M2393
NP-40 Sigma 74385
Tween-20 Fisher Scientific BP337-100
RNaseZap Decontamination Solution Fisher Scientific AM9780

References

  1. Dickinson, D. J., Goldstein, B. CRISPR-Based Methods for Caenorhabditis elegans Genome Engineering. 遗传学. 202, 885-901 (2016).
  2. Doudna, J. A., Charpentier, E. Genome editing. The new frontier of genome engineering with CRISPR-Cas9. Science. 346, 1258096 (2014).
  3. Ma, D., Liu, F. Genome Editing and Its Applications in Model Organisms. Genomics Proteomics Bioinformatics. 13, 336-344 (2015).
  4. Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nat Biotechnol. 32, 347-355 (2014).
  5. Kim, H. M., Colaiacovo, M. P. CRISPR-Cas9-Guided Genome Engineering in C. elegans. Curr Protoc Mol Biol. 115, 31-31 (2016).
  6. Yin, H., Kauffman, K. J., Anderson, D. G. Delivery technologies for genome editing. Nat Rev Drug Discov. 16, 387-399 (2017).
  7. Kim, S., Kim, D., Cho, S. W., Kim, J., Kim, J. S. Highly efficient RNA-guided genome editing in human cells via delivery of purified Cas9 ribonucleoproteins. Genome Res. 24, 1012-1019 (2014).
  8. Haeussler, M., et al. Evaluation of off-target and on-target scoring algorithms and integration into the guide RNA selection tool CRISPOR. Genome Biol. 17, 148 (2016).
  9. Paix, A., Folkmann, A., Seydoux, G. Precision genome editing using CRISPR-Cas9 and linear repair templates in C. elegans. Methods. , (2017).
  10. Prior, H., Jawad, A. K., MacConnachie, L., Beg, A. A. Highly Efficient, Rapid and Co-CRISPR-Independent Genome Editing in Caenorhabditis elegans. G3 (Bethesda). 7, 3693-3698 (2017).
  11. JoVE Science Education Database. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. PCR: The Polymerase Chain Reaction. J Vis Exp. , (2017).
  12. Berkowitz, L. A., Knight, A. L., Caldwell, G. A., Caldwell, K. A. Generation of stable transgenic C. elegans using microinjection. J Vis Exp. , (2008).
  13. JoVE Science Education Database. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. Restriction Enzyme Digests. J Vis Exp. , (2017).
  14. JoVE Science Education Database. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. DNA Gel Electrophoresis . J Vis Exp. , (2017).
  15. JoVE Science Education Database. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. Gel Purification. J Vis Exp. , (2017).
  16. Estrada-Rivadeneyra, D. Sanger sequencing. FEBS J. , (2017).
  17. Ludolph, A. C., Brettschneider, J., Weishaupt, J. H. Amyotrophic lateral sclerosis. Curr Opin Neurol. 25, 530-535 (2012).
  18. Evans, T. C. . WormBook. , (2006).
  19. Mello, C. C., Kramer, J. M., Stinchcomb, D., Ambros, V. Efficient gene transfer in C.elegans: extrachromosomal maintenance and integration of transforming sequences. EMBO J. 10, 3959-3970 (1991).
  20. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337, 816-821 (2012).
  21. Boyd, S. D., et al. A Balanced Look at the Implications of Genomic (and Other "Omics") Testing for Disease Diagnosis and Clinical Care. Genes (Basel). 5, 748-766 (2014).
  22. Saccon, R. A., Bunton-Stasyshyn, R. K., Fisher, E. M., Fratta, P. Is SOD1 loss of function involved in amyotrophic lateral sclerosis?. Brain. 136, 2342-2358 (2013).
  23. Acevedo-Arozena, A., et al. A comprehensive assessment of the SOD1G93A low-copy transgenic mouse, which models human amyotrophic lateral sclerosis. Dis Model Mech. 4, 686-700 (2011).
  24. Gurney, M. E., et al. Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation. Science. 264, 1772-1775 (1994).

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Prior, H., MacConnachie, L., Martinez, J. L., Nicholl, G. C., Beg, A. A. A Rapid and Facile Pipeline for Generating Genomic Point Mutants in C. elegans Using CRISPR/Cas9 Ribonucleoproteins. J. Vis. Exp. (134), e57518, doi:10.3791/57518 (2018).

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