É apresentado aqui um protocolo para a edição eficiente do gene de CRISPR/Cas9 ribonucleoprotein-negociado em pilhas de mamíferos usando o electroporation do tubo.
As nucleases de edição genética, representadas pela proteína 9 (Cas9) associada à CRISPR, estão se tornando ferramentas mainstream na pesquisa biomédica. A entrega bem-sucedida de elementos CRISPR/Cas9 nas células alvo por transfecção é um pré-requisito para a edição eficiente do gene. Este protocolo demonstra que a entrega mediada por máquina do Electroporation do tubo (TE) do ribonucleoprotein de CRISPR/Cas9 (RNP), junto com moldes único-encalhado do doador do oligodeoxynucleotide (ssODN) aos tipos diferentes de pilhas de mamíferos, conduz a robusto eventos de edição de genes precisos. Primeiramente, o te foi aplicado para entregar crispr/Cas9 RNP e ssodns para induzir mutações causadoras da doença no gene da subunidade gama (IL2RG) do receptor da interleucina 2 e no gene da redutase do sepiapterina (SPR) em pilhas do fibroblasto do coelho. As taxas de mutação precisa de%-20% foram conseguidas como determinado pelo sequenciamento bacteriano da clonagem de TA. A mesma estratégia foi usada então em iPSCs humanos em diversos genes clìnica relevantes que incluem o receptor epidérmico do fator de crescimento (EGFR), a proteína de ligação C do miosina, cardíaco (Mybpc3), e beta da subunidade da hemoglobina (HBB). Consistentemente, as taxas de mutação altamente precisas foram alcançadas (11.65%-37,92%) como determinado pelo seqüenciamento profundo (DeepSeq). O presente trabalho demonstra que o electroporation do tubo de CRISPR/Cas9 RNP representa um protocolo eficiente do transfection para a edição do gene em pilhas de mamíferos.
CRISPR/Cas9 é o nuclease programável o mais geralmente usado para a edição do gene. Trabalha com o único RNA do guia (sgRNA)-reconhecimento negociado de ambas as seqüências do alvo e uma seqüência adjacente do motivo do protospacer adjacente (PAM) no genoma. A nuclease Cas9 gera uma ruptura de DNA de duas cordas (DSB) localizada a partir de três nucleotídeos a montante da sequência PAM1. Os DSBs são reparados através das vias de junção de final não homólogas propensas a erros (NHEJ) ou de reparação dirigida por homologia (HDR). Para obter a edição precisa do gene através da via HDR, os modelos de doadores são frequentemente fornecidos no formato de DNA plasmídeo (pDNA) ou oligodeoxinucleotídeo de uma única fita (ssODN).
Crispr/Cas9 e o sgrna podem ser entregues nas células em três formatos: o complexo de ribonucleoproteína (RNP) de proteína Cas9 e grna2,3; Cas9 mRNA e sgrna4,5; ou DNA plasmídeo (PDNA) que contém os promotores necessários, sgrna impulsionado, e região de codificação de Cas96,7,8. Muitos grupos demonstraram que, quando CRISPR/Cas9 é entregue como RNP, a eficiência de edição de genes supera frequentemente as alcançadas nos formatos pDNA ou mRNA, atribuíveis ao tamanho muito menor de RNP em comparação com os ácidos nucleicos9. Além disso, tem sido mostrado previamente que uma máquina nova do Electroporation do tubo (TE) é particular eficaz em aplicações de edição do gene em diversos tipos da pilha9.
Apresentado no presente trabalho é um protocolo passo-a-passo na utilização de TE para a entrega de RNP CRISPR/Cas9 a células de mamíferos de diferentes espécies em vários locos clinicamente relevantes. Esta novela técnica do transfection do TE e o fenômeno elevado da taxa de HDR podem encontrar aplicações largas na pesquisa biomédica.
O método do Electroporation do tubo era eficaz em entregar CRISPR/Cas9 RNP e ssODNs às pilhas do coelho e do ser humano, conduzindo à edição precisa robusta do gene (PGE). A principal diferença entre o TE e outros dispositivos convencionais de eletroporação é o uso de um tubo, no qual dois eletrodos estão na parte superior e inferior do tubo e a amostra é carregada na íntegra, em seguida, selada após a eletroporação (Figura 1). Em contrapartida, em uma cubeta convencional, os eletrodos estão nas laterais e a amostra não está totalmente selada durante a eletroporação. Este projeto novo reduz a geração da bolha de ar e comprime o tamanho da bolha de ar, que melhora conseqüentemente mesmo a distribuição da tensão elétrica, e em conseqüência conduz à morte de pilha reduzida e à eficiência elevada do transfection9. No presente trabalho, taxas elevadas de PGE (15%-37%) foram alcançados visando os genes EGFR, Mybpc3 e HBB em iPSCs humanos. Estes resultados são consistentes com um relatório prévio em que as taxas elevadas de PGE foram conseguidas em pilhas de haste humanas9.
As mutações causadoras da doença foram alvejadas em genes de IL2RG e de SPR em pilhas do coelho. Recentemente, os coelhos IL2RG-Knockout foram produzidos como modelos para a imunodeficiência combinada severa X-lig humana (scid-X1)16,17. O presente trabalho mostra que as mutações do paciente IL2RG (por exemplo, C231Y e Q235X) podem ser eficientemente geradas em células de coelhos, demonstrando a viabilidade da criação de modelos de coelhos SCID-X1 portadores de mutações do paciente. Também foi demonstrado que as mutações da SPR R150G podem ser eficientemente criadas em células de coelhos. Esta mutação provoca déficits motores e cognitivos em crianças12. Esses modelos de coelhos de mutação IL2RG e SPR, uma vez gerados, podem servir como modelos pré-clínicos valiosos para estudos translacionais. Eles também podem ser usados para estabelecer terapêutica baseada na edição de genes para essas doenças monogênicas.
Uma preocupação para aplicativos de edição de genes mediados por CRISPR/Cas9 é os eventos de edição fora do alvo. As taxas de Indel foram analisadas em sítios de topo fora do alvo previstos para sgRNAs utilizados neste estudo (tabela S1), utilizando métodos previamente descritos9. No total, foram analisados sete potenciais loci fora do alvo para SG-RB-IL2RG-01, cinco para SG-RB-SPR, sete para SG-hEGFR, cinco para SG-hMybpc3 e sete para SG-hHBB), utilizando os primers listados na tabela S2. Nenhum indels fora do alvo foi revelado pelos ensaios T7E1 (Figura S1), indicando riscos mínimos fora do alvo para a edição do gene MEDIADO por crispr/Cas9 usando estes sgRNAs. Igualmente indica que o método do Electroporation do tubo próprio não causa ou aumenta edições do fora-alvo. No entanto, os esforços devem ser dedicados para reduzir ou eliminar edições indesejáveis fora do alvo. O sequenciamento do genoma inteiro pode ser necessário para excluir tais eventos para as células que se destinam a ser utilizadas em aplicações clínicas.
No nível técnico, os seguintes são considerados fatores-chave para a obtenção de uma edição eficiente do genoma com a eletroporação de tubo CRISPR/Cas9 RNP. Primeiramente, é aconselhável selecionar um sgRNA eficiente com o baixo potencial fora-alvo previsto. É importante validar a eficiência do Indel do sgRNA selecionado antes de usá-lo para aplicações de PEG. Não é raro que um software previu bom sgRNA falha na etapa de validação.
Em segundo lugar, para conseguir o PGE elevado, recomenda-se induzir uma mutação de PAM ao doador de ssODN sempre que possível. A lógica é que, ao fazê-lo, o recorte CRISPR/Cas9 após a integração do modelo de doador é evitado. Em certos casos, o próprio PGE introduz mutações do PAM. Em outros casos, é possível introduzir mutações silenciosas na sequência do PAM. No caso de uma mutação do PAM não ser possível, é aconselhável tentar incluir várias mutações silenciosas no doador que corresponde à sequência de sgRNA.
Em terceiro lugar, particularmente relevante para TE, é importante evitar a formação de bolhas de ar ao transferir as células e a mistura de RNP para o tubo de eletroporação. Quando o projeto de um tubo do TE já minimiza a formação da bolha de ar, a manipulação cuidadosa reduzirá mais e pode mesmo terminar evita a formação da bolha de ar. Um guia de tiro de problemas para problemas freqüentes que podem ser encontrados na aplicação de eletroporação de tubo para a edição de gene precisa mediada por ribonucleoproteína CRISPR/Cas9 é fornecido na tabela 2.
Em conclusão, é demonstrado aqui que o electroporation do tubo é meios eficazes para a entrega de CRISPR/Cas9 RNP e de ssODNs às pilhas de mamífero para conseguir taxas elevadas de PGE. Esta técnica nova do transfection do TE e sua taxa precisa robusta da edição do gene podem facilitar o desenvolvimento de aplicações de edição do gene.
The authors have nothing to disclose.
Este trabalho foi apoiado pelos institutos nacionais de saúde (R21OD023194 para JX). Este trabalho utilizou os principais serviços apoiados pelo centro de modelos avançados de Ciências translacionais e terapêuticas (CAMTraST) no centro médico da Universidade de Michigan.
Accutase | STEMCELL Technologies | 792 | Cell detachment solution for human iPSCs, first used in Step 1.1.2. |
Cas9 Nuclease 3NLS | IDT | 1074182 | Cas9 protein, first used in Step 3.3. |
DMEM | Thermo Fisher | 11965092 | For cell culture, first used in Step 1.2.3. |
DPBS | Thermo Fisher | 1708075 | For preparing cell culture, first used in Step 1.2.2. |
EDTA | Lonza | 51201 | For making lysis buffer, first used in Step 4.1. |
Electroporation buffer | Celetrix | 13–0104 | The electroporation buffer, first used in Step 3.2. |
Electroporation tubes | Celetrix | 20 μL: 12–0107; 120 μL: 12–0104 | The electroporation tube, first used in Step 3.4. |
Electroporator | Celetrix | CTX-1500A LE | The tube electroporation machine, first used in Step 3.5 |
Fetal bovine serum | Sigma Aldrich | 12003C | For cell culture, first used in Step 1.2.2. |
Forma CO2 Incubators | Thermo Fisher | Model 370 | For cell culture, first used in Step 1.1. |
Gel Extraction Kit | Qiagen | 28115 | For gel purification, first used in Step 4.3. |
Human induced pluripotent stem cells | American Type Culture Collection | ACS-1030 | Human iPSCs, first used in Step 1.1. |
Matrigel | Corning | 354277 | Artificial extracellular matrix; for precoating cell culture plate, first used in Step 1.1. |
mTeSR 1 medium | STEMCELL Technologies | 85850 | Feeder-free cell culture medium for human iPSCs, first used in Step 1.1. |
PCR SV mini | GeneAll | 103-102 | For PCR product purification, first used in Step 4.3. |
Penicillin-Streptomycin | Thermo Fisher | 15140163 | For preparing cell culture, first used in Step 1.2.2. |
Phenol-chloroform | Thermo Fisher | 15593031 | For DNA extraction, first used in Step 4.2. |
Precision gRNA Synthesis Kit | Invitrogen | A29377 | For the generation of full length gRNA (guide RNA), first used in Step 2.4. |
Proteinase K Solution | Thermo Fisher | AM2548 | For DNA extraction, first used in Step 4.1. |
Q5 high-fidelity DNA polymerase | NEB | M0491 | For PCR amplification, first used in Step 4.3. |
Sodium dodecyl sulfate | Sigma Aldrich | L3771 | For making lysis buffer, first used in Step 4.1. |
TA Cloning Kit | Thermo Fisher | K457502 | For TA clone sequencing, first used in Step 4.4. |
Tissue Culture Dish (10 cm) | FALCON | 353003 | For cell culture, first used in Step 1.2.3. |
Tissue Culture Dish (12 well) | FALCON | 353043 | For cell culture, first used in Step 3.7. |
Tissue Culture Dish (6 cm) | FALCON | 353004 | For cell culture, first used in Step 1.2.2. |
Tris HCl | Thermo Fisher | BP1757-500 | For making lysis buffer, first used in Step 4.1. |
Trypsin-EDTA | Thermo Fisher | 25200056 | For cell digestion, first used in Step 1.2. 4. |
Universal Fit Pipette Tips | Celetrix | 14-0101 | For electroporation, first used in Step 3.4. |
Y27632 | LC Labs | Y-5301 | The apoptosis inhibotor, first used in Step 1.1.1. |