Summary

크고 작은 동물의 광견병 부검 기법

Published: July 30, 2019
doi:

Summary

이 프로토콜의 목표는 광견병 검사를 위한 만족스러운 조직 샘플을 얻기 위해 크고 작은 동물에서 안전한 부검 기술을 입증하는 것입니다.

Abstract

뉴욕 주 보건부(NYSDOH) 광견병 연구소는 매년 6,000~9,000개의 표본을 수신하고 뉴욕시를 제외한 주 전체에 대해 광견병 검사를 수행합니다. 광견병 실험실은 박쥐에서 부조에 이르기까지 다양한 동물을 부검합니다. 이 견본의 대부분은 신경학상 표시를 전시하는 동물입니다, 그러나, 미만 10% 실제로 광견병에 대한 양성 반응을 시험합니다; 외상, 병변 또는 그밖 전염하는 에이전트를 이 현상의 원인으로 암시합니다. 진단되지 않은 전염성 물질을 에어로졸화할 위험이 있기 때문에 광견병 연구소는 전동 공구나 톱을 사용하지 않습니다. 두개골이 가위로 꿰뚫을 수없는 동물을 위해 세 가지 부검 기술이 제공됩니다. 실험실은 감염에이전트에 대한 잠재적 노출을 줄이고, 시편의 불필요한 조작을 제거하고, 처리 시간을 단축하기 위해 이러한 기술을 구현했습니다. 다른 것과 반대되는 바람직한 기술의 장점은 훈련된 개별 시편 처리에 따라 달라질 수 있다.

Introduction

광견병 실험실의 부검 장에서 일하는 것은 본질적으로 위험합니다. 때때로, 표본은 내장 된 포큐파인 퀼, 화살 / 총알 / 펠릿 또는 보호 운송 포장을 관통 할 수있는 노출 된 뼈 파편을 포함한 이물질로 도착합니다. 부적절한 포장은 누출을 초래하여 표본을 풀어주어 개인을 위험에 빠뜨릴 수 있습니다. 신체적 상해 이외에, 부검 기술자는 표본의 CNS 및 체액에서 알려지지 않은 동물 유행 감염제에 노출될 위험이 있습니다. 추가적으로, 견본에 의해 운반된 ectoparasites는 벼룩과 진드기가 제출된 동물에서 일반적으로 보이기 때문에 그밖 zoonotic 질병을 전송할 수 있습니다. 지리적 위치 및 종에 따라 노출된 질병은 다양합니다. 동부 말 뇌염 바이러스 (EEEV) 또는 웨스트 나일 바이러스 (WNV), 라임 질환 또는 tularemia를 포함한 진드기 매개 질병, Q 발열 또는 결핵을 일으키는 박테리아, 및 전염성 프리온과 같은 아르보바이러스는 가능한 위험의 작은 숫자 이름1 , 2개 , 3.

이러한 방법의 목적은 전동 공구 또는 톱4,5와달리 에어로졸화 가능성을 최소화하는 계측기를 사용하여 안전하고 효율적인 부검 기술을 입증하는 것입니다. 일반적으로 광견병 실험실에서 작은 동물의 부검은 두개골 근육을 절단하고 망치와 끌을 사용하여 칼바륨 6의 꼬리 등쪽 부분을열것을 요구합니다. calvarium의이 영역을 제거 하는 뒷뇌를 노출, 전체 소뇌와 두개골 뇌 줄기를 포함 하 여. 수정 된 부검 기술은 두개골의 큰 두개골 근육과 두꺼운 두개골 부위를 피하면서 두개골의 복부 부분에 수행 될 수 있습니다. 그러나, 이러한 변형 된 부검 기술은 표본이 자궁 경부 척추가없는 경우에만 가능합니다.

유사하게, 큰 동물의 뇌 조직은 두개골 근육을 분리하고 두개골 7의 꼬리 등쪽 부분을열어 제거 될 수있다. 큰 동물의 두개골은 일반적으로 두꺼운으로 소뇌와 뇌줄기를 노출하는 상당한 노력이 필요합니다. 두개골에 침투하지 않으려면 큰 동물의 머리가 배치되어 두개골의 벤트로 코달 부분이 기술자를 향하고 있습니다. 수정 된 악기를 사용하여 소뇌와 뇌줄기는 포라멘 매그넘을 통해 제거됩니다. 이것은 전염가능한 해면상 뇌병증 (TSE) 조사를 위한 TSE 유럽 연합 기준 실험실에의해 추천된 견본 취득 방법 8와 유사합니다. 두개골 척추는 포라멘 매그넘에 대한 액세스를 제공하기 위해 사전에 제거해야합니다.

이러한 기술의 적용은 광견병 실험실에서 적절하게 훈련 된 기술자에게 유익합니다. 광견병 실험실은 청소년 박쥐에서 성인 초안 말 9에이르기까지 다양한 크기의 샘플을 수신하기 때문에 기술자는 개별 상황에 따라 선택할 수있는 여러 가지 방법이 있습니다. 광견병 검사를 위해 전체 대형 동물 머리를 배송하는 것은 번거롭고 비용이 많이 들기 때문에 큰 동물에 대해 입증 된 방법은 현장에서 부검을 수행하는 수의사에게도 적합합니다. 이러한 기술을 구현하면 에어로졸 생산 가능성을 줄임으로써 안전성을 개선하고 시편 처리를 줄이며 처리 시간을 절약할 수 있습니다. 그러나 광견병 검사를 위해 특별히 설정된 실험실과 동일한 이점이 없기 때문에 이러한 절차에 대한 수정은 안전, 특히 개인 보호 장비(PPE)의 사용에 중점을 두는 것이 필수적입니다.

Protocol

설명된 모든 방법은 워즈워스 센터 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)에 의해 승인되었습니다. 1. 준비 돈 PPE, 최소한의 눈 보호 (안경 또는 얼굴 방패), 수술 또는 N-95 마스크, 비 라텍스 장갑. 일회용 작업 표면 덮개(예: 크래프트 용지 또는 흡수 패드)와 깨끗한 부검 기구(그림 1)가 있는 바이오 안전 캐비닛(BSC)을 준비하는 작업 영역을 준비합니다.<strong class="xf…

Representative Results

2019년 1월 31일부터 2019년 2월 28일까지 두개골로 제출된 모든 지상파 샘플에는 목의 존재와 부검 방법에 대한 정보가 수집되었습니다. 그 기간 동안 170개의 머리가 18종을 나타냈습니다. 52%(89/170)가 제대로 참수되었습니다. 나머지 는 3 개의 전신 표본을 포함하여 적어도 하나의 척추를 부착했다. 복부 방법은 당시 75%(128/170)를 사용하였고, 그 중 목은 49개에 존재하였다. 목으…

Discussion

광견병 부검을 위해 제출된 견본은 수시로 신경병과 호환되는 임상 표시의 역사가 있습니다. 임상 질병의 존재는 동물 유행 병을 포함하여 다양한 장애와 연관될 수 있으며, 획득 한 감염 실험실의 직원에게 위험을 증가시킬 수 있습니다. 이러한 위험을 줄이기 위해 시편의 취급 및 조작을 줄이는 기술이 구현되었습니다.

입증된 방법은 단일 동물에서만 원하는 조직을 제거하…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리는이 프로젝트를 지원해 주어 주어진 뉴욕 주 보건 워즈워스 센터에 감사드립니다. 우리는 또한 건강 워즈워스 센터의 에이미 윌시와 프랭크 블레델의 지원을 인정하고 싶습니다, LL 목장, 알타 몬트, 뉴욕.

Materials

Chemistry spoon Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors Sklar 14-2055 Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife Dexter P94848 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula Diamond Scientific and Surgicals N/A Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) Dexter P94848 Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer Mortech N/A Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel Shandon 60-5 Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth Shandon 63-03 Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves Any
Safety glasses, goggles, or faceshield Any
Surgery or N-95 mask Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc Any

References

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity – United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
  2. McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
  3. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019)
  4. Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
  5. Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
  6. Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).
  7. Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
  8. . Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance Available from: https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019)
  9. . Rabies reports Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019)
  10. . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
  11. Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
  12. Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
  13. Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
  14. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).
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Cite This Article
Jarvis, J. A., Brown, K. T., Appler, K. A., Fitzgerald, D. P., Davis, A. D. Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals. J. Vis. Exp. (149), e59574, doi:10.3791/59574 (2019).

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