JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
自动翻译
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
生物工程

الطباعة الحيوية المباشرة لـ 3D Multicellular الثدي Spheroids على الشبكات السفحلية

Published: November 02, 2020
doi:
10.3791/61791
,
1Department of Biology,Drexel University, 2Fischell Department of Bioengineering,University of Maryland

Summary

والهدف من هذا البروتوكول هو مباشرة بيولوجيا خلايا الثدي الظهارية كما الزاوي المتعددة الخلايا على شبكات البطانية شكلت قبل لإنشاء بسرعة 3D الثدي endothelial نماذج الثقافة المشتركة التي يمكن استخدامها لدراسات فحص المخدرات.

Abstract

تظهر الطباعة البيولوجية كأداة واعدة لاختلاق نماذج سرطان الإنسان ثلاثية الأبعاد التي تختبأ بشكل أفضل السمات المميزة الحرجة في هندسة الأنسجة الحية. في طبقة الحالية طبقة بطباعة بيولوجية، يتم بثق الخلايا الفردية في bioink جنبا إلى جنب مع الإشارات المكانية والزمانية المعقدة لتعزيز الأنسجة الهرمية التجميع الذاتي. ومع ذلك، تعتمد تقنية المعالجة البيولوجية هذه على التفاعلات المعقدة بين الخلايا والبيوinkز والإشارات الكيميائية الحيوية والفيزيائية الحيوية. وهكذا، قد يستغرق التجميع الذاتي أيامًا أو حتى أسابيع، وقد يتطلب وجود بيوينكس معينًا، وقد لا يحدث دائمًا عندما يكون هناك أكثر من نوع خلية واحد. لذلك قمنا بتطوير تقنية لطباعة مباشرة بيولوجى قبل تشكيل 3D ظهارة الثدي الظهارية في مجموعة متنوعة من bioinks. Bioprinted قبل تشكيلها 3D ظهارة الثدي الظهارية 19999 19909 الحفاظ على حيوية والهندسة المعمارية المستقطبة بعد الطباعة. بالإضافة إلى ذلك قمنا بطباعة الـ 3D spheroids على شبكات الخلايا البطانية الوعائية لإنشاء نموذج مشترك للثقافة. وهكذا، فإن تقنية الطباعة البيولوجية الجديدة تخلق بسرعة نموذج الثدي البشري ثلاثي الأبعاد ذي الصلة من الناحية الفسيولوجية بتكلفة أقل وبمرونة أعلى من تقنيات الطباعة البيولوجية التقليدية. ويمكن استقراء هذه التقنية متعددة الاستعمالات البيولوجية لإنشاء نماذج 3D من الأنسجة الأخرى في bioinks إضافية.

Introduction

3D في النماذج في المختبر الأوعية الدموية هي أدوات أساسية للدراسة الميكانيكية لنمو السرطان والانبثاث. لسرطان الثدي على وجه الخصوص، خلايا الثدي الظهارية المستزرعة في Matrigel تنظيم في spheroids المستقطبة التي تشبه بشكل أوثق في في هندسة الأمومة في1،2،3،4،5،6،7،8. 3D الثدي ظهارية الخلية الثقافة يؤثر أيضا على وظيفة الخلية, مع الثقافات 3D تظهر الاختلافات في عامل النمو البشرة (EGF) مستقبلات التشكيل8,9; وظيفة oncogene، بما في ذلك ErbB210؛ النمو و المبرمجات signaling11,12; و علاج كيميائي المقاومة13,14. الخلايا البطانية الوعائية بالمثل تستجيب بشكل مختلف للمحفزات البيئية في 3D مقابل الثقافة التقليدية 2D15,16,17,18. ومع ذلك ، فإن الكثير من فهم التفاعلات الظهارية البطانية والثدي تأتي من 2D باستخدام المتوسطة أو إدراج ترانسويل ، أو نماذج ثلاثية الأبعاد التي يتم فصلها في نوعين من الخلايا جسديا19،20،21،22،23. هذه النماذج المشتركة في الثقافة توفر رؤية فسيولوجية محدودة، منذ كل من الثقافة 3D والاتصال الخلية هي حاسمة لالأوعية البطانية – الثدي التفاعلات خلية الظهارية24,25,26.

وقد تم تصنيع نماذج السرطان 3D باستخدام مجموعة متنوعة من التقنيات، بما في ذلك شنقا قطرة تشكيل spheroid، والطباعة الحيوية، والتجمع المغناطيسي، والثقافة داخل الهيدروجيل أو على السقالات هندسيا5،27،28،29. في الآونة الأخيرة، تم إنشاء نماذج الورم 3D مع أنواع الخلايا المتعددة مرتبة في هياكلها 3D. في مثال واحد من منصة ورم على رقاقة، السرطان، البطانية، والخلايا السترومال اختلطت في مصفوفة ومن ثم حقنها في غرف الأنسجة المركزية الثلاث في جهاز بوليديميثيلسيلوكسيان (PDMS). كانت غرف الأنسجة تحدها قناتان خارجيتان تمثلان شريانًا وناجولًا. بعد 5-7 أيام من الثقافة، شكلت الخلايا البطانية شبكة الأوعية الدموية الدقيقة وتكاثرت الخلايا السرطانية لتشكيل أورام صغيرة بالقرب من الأوعية الدموية. ثم تم استخدام هذه المنصة لفحص المخدرات وتركيبات المخدرات30. وقد تم إنشاء منصات إضافية للورم على رقاقة لدراسة الانبثاث وأنواع السرطان مع المحفزات الميكانيكية محددة (على سبيل المثال، سلالة ميكانيكية في الرئة)31،32. ومع ذلك، فإن هذه المنصات عموما لا تشمل كلا من الأوعية الدموية والسرطان في هياكلها 3D.

يظهر Biofabrication وعدًا كبيرًا في تقدم نماذج الأورام ثلاثية الأبعاد في الأوعية الدموية ، لأنها تمكن من التحكم المكاني المحكم في موقع الخلية. على الرغم من نمو الطباعة البيولوجية على مدى العقد الماضي، تركز دراسات قليلة على الأورامتحديدا 33،34. في أحد الأمثلة، تم استخدام الطباعة ثلاثية الأبعاد لخلايا HeLa في هيدروجيل الجيلاتين/ألجينات/الفيبرينوجين لإنشاء نموذج لسرطان عنق الرحم في المختبر. كانت الخلايا السرطانية مطبوعة بيولوجياً كخلايا فردية ثم سمح لها بتشكيل spheroids ، والتي أظهرت معدل انتشار أعلى ، وزيادة تعبير مصفوفة metalloproteinase ، وsemoresistance أعلى من الخلايا في ثقافة 2D35. في هذه الدراسات، كما في كثير من الآخرين36،37، تم طباعة التعليقات الخلية المنفصلة بيولوجيا، ومن ثم تم تزويد الثقافات الخلية مع العظة الميكانيكية والبيوكيميائية اللازمة لتمكين الخلايا لتشكيل هيكل 3D. ومع ذلك، قد يستغرق التجميع الذاتي الخلوي أيامًا أو أسابيع، وقد يتطلب إشارات بيئية مكانية وزمنية معقدة، أو قد لا يحدث عندما يكون نوعان من الخلايا مُزَمَّقَين. على سبيل المثال، خلايا الثدي الظهارية الناجمة موت الخلايا في الخلايا البطانية في 2D المشتركة في الثقافة، والخلايا الظهارية الثدي تفكك لم تشكل 3D spheroids عندما مطبوعة بيولوجيا في الهيدروجين / الجيلاتينhydrogels 38. فصل الثدي الظهارية أو الخلايا السرطانية شكلت spheroids في bioinks alginate القائمة فقط عندما تتشابك في قوالب PDMS دائرية. في حالات أخرى، تم تشكيل spheroids باستخدام قطرات معلقة في مرفق منخفضة جدا لوحات الآبار الدائرية ثم مختلطة في bioinks alginate القائمة39،40.

نحن الآن وصف بديل 3D الأنسجة البيولوجية طريقة في هذا البروتوكول. بدلا من البذور تفكك الخلايا والانتظار لهذه الخلايا لتشكيل هياكل 3D، ونحن وصف كيفية إنشاء و bioprint 3D الورم spheroids على شبكة أنبوب الأوعية الدموية لإنشاء نموذج الورم الثقافة المشتركة التي يمكن استخدامها على الفور تقريبا. يمكن زراعة الوريث الورمي في المختبر أو مشتق من الأنسجة البشرية (العضويات). وبالمثل، يمكن زراعة أنابيب الأوعية الدموية أو يمكن أن تستمد من شظايا الأنسجة الدهنية الدقيقة الأوعية الدموية. يمكن أن تتراوح Bioinks من ألجينات غير نشطة بيولوجيا إلى ماتريجل41نشطة بيولوجيا للغاية . منذ هذا الورم 3D المشتركة في الثقافة نموذج يمكن إنشاؤها مع مجموعة متنوعة من هياكل الخلايا وbioinks، فإنه يمكن أن تتضمن أنواع الخلايا المتعددة، المصفوفات خارج الخلية، وتدرجات chemokine15،42. وفي حين أنه لا يمكن في صياغته الحالية أن تكون شبكات البطانية مُطعّمة، فإن التكرارات المستقبلية يمكن أن تدمج هذه الطريقة مع أنظمة الـ microfluids أو الأنظمة على الشريحة. Bioprinting 3D ظهارة الثدي الظهارية على شبكات الضمان تمكن biofabrication السريع من نماذج الثدي البشري لاختبار المخدرات و الطب الدقيق شخصية27.

Protocol

1. الثدي نمو الخلايا الظهارية وملايس وسائل الإعلام خلايا الظهارية MCF10Aملاحظة: غير ورم خلد الثدي خلد خط الخلية الظهارية مشتق من المريض مع مرض فيزيائية43. الخلايا لا تعبر عن مستقبلات هرمون الاستروجين. لإعداد 20 ميكروغرام / مل عامل نمو البشرة (EGF), قم بحل 100 ميكروغرام من EGF ?…

Representative Results

يجب أن خلايا الثدي الظهارية الذاتي تنظيم في 3D spheroids بعد 5-8 أيام من الثقافة على حل مصفوفة وفي ثقافة المتوسطة مع 2٪ حل مصفوفة. غير ورم MCF10A ظهار الثدي الطفو يجب أن تظهر جولة ولها مركز أجوف، مع α6 integrin الاستقطاب إلى الحافة الخارجية للpheroid(الشكل 1، inset يظهر مراكز جوفاء). تتشكل الخلاي?…

Discussion

هذا البروتوكول هو الأول من نوعه لـ bioprint spheroids في هندستها المعمارية ثلاثية الأبعاد من أجل المشاركة في الثقافة مع الخلايا البطانية أيضًا في هندستها ثلاثية الأبعاد. وتشمل خطوات البروتوكول الحاسمة التكوين الأولي لبشرة الثدي الظهارية وشبكات HUVEC. يجب توخي الحذر الشديد في تغذية الظهارية الثدي sp…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم تمويل هذا البحث من قبل المعاهد القومية للصحة 1R01HL140239-01 إلى AMC. نود أن نشكر مركز التصوير الخلوي في جامعة دريكسل.

Materials

37°C incubator, 5% CO2 and 95% humidity Sanyo MCO-20AIC Cell incubation
3D Bio printer custom-made None Used for bioprinting
8-well chamber slides VWR, Radnor, PA 53106-306 for seeding spheroids
25-gauge needle Sigma, St. Louis, MO Z192406-100EA bioprinting syringe needle
Absolute ethanol (200 proof ) Sigma, St.Louis, MO E7023-500ML reconsitution of media components
Affinipure F(ab′)2 fragment goat anti-mouse IgG Jackson ImmunoResearch, West Grove, PA 115006020 secondary block – Immunofluorescence
Alexa Fluor 488 (1:200) Thermo Fisher, Waltham, MA A-11006 Seconday antibody-Immunofluorescence
Bovine insulin Sigma, St.Louis, MO I-035-0.5ML MCF10A Media additive
Bovine serum albumin (BSA) Sigma, St.Louis, MO A2153-500G Blocking agent -Immunofluorescence
Falcon 70 µm Cell Strainer Corning, Corning, NY 352350 Remove large or clustered spheroids
CellTracker™ Red CMTPX Dye Thermo Fisher, Waltham, MA C34552 pre-stain for HUVEC tubes
Compact Centrifuge Hermle- Labnet, Edison ,NJ Z206A For cell centrifugations
Cholera Toxin Sigma, St.Louis, MO C8052-.5MG MCF10A Media additive
Conical tubes 15 mL VWR, Radnor, PA 62406-200 Collecting and resuspending cells
Countess II-FL Cell counter Thermo Fisher, Waltham, MA AMQAF1000 counting cells
Glass pipettes (10 mL) VWR, Radnor, PA 76184-746 cell resuspension
DMEM F:12 Thermo Fisher, Waltham, MA 11320033 MCF10A basal media
DMEM 1X VWR, Radnor, PA 10-014-CV MDA-MB-231 basal media
Endothelial Basal Medium-2 (EBM-2) Lonza, Durham, NC CC-3156 HUVEC basal media
Endothelial Growth Medium-2 (EGM-2) Lonza, Durham, NC CC-3162 Accompanied with a Bulletkit (containing growth factors)
Alexa Fluor™ 488 Phalloidin Thermo Fisher, Waltham, MA Labelling MDA-MB-231 spheroids
Fetal Bovine serum Cytiva, Logan, UT SH30071.03 HUVEC/MDA-MB-231 media additive
Goat serum Thermo Fisher, Waltham, MA 16210064 Live and dead cell stain assay for cell viability
Glycine Sigma, St.Louis, MO G8898-500G immunofluorescence buffer component
Hoescht 33342 Thermo Fisher, Waltham, MA 62249 Nuclei stain immunofluorescence
Horse Serum Thermo Fisher, Waltham, MA 16050130 MCF10A Media additive
Hydrocortisone Sigma, St.Louis, MO H0888-5G MCF10A Media additive
Human Umblical Vein Endothelial cells (HUVECs) Cell applications, San Diego , CA 200-05f Endothelial cell lines
Integrin α6 Millipore, Billerica, MA MAB1378 Immunofluorescence spheroid labelling component
Live Dead assay Thermo Fisher, Waltham, MA L3224 Live and dead cell stain assay for cell viability
LSM 700 Confocal microscope Zeiss, Thornwood, NY Used to visualize cells
Matrigel – growth factor reduced 10 mg/ml VWR, Radnor, PA 354230 Spheroid formation
MCF10A cells ATCC CRL-10317 Breast cell line
MDA-MB-231 cells ATCC HTB-26 Breast cell line
Paraformaldehyde Sigma, St.Louis, MO 158127-500G cell fixative
Penicillin and streptomycin Thermo Fisher, Waltham, MA 15140122 MCF10A / MDA-MB-231/HUVEC Media additive
Phosphate Buffered Saline 1X (PBS) Thermo Fisher, Waltham, MA 7001106 Wash buffer for cells before trypsinization
Phosphate buffer saline 10X Thermo Fisher, Waltham, MA AM9625 immunofluorescence buffer component
Prolong gold antifade Thermo Fisher, Waltham, MA P36934 immunofluorescence mountant medium
Recombinant Human Epidermal Growth Factor, EGF Peprotech, Rocky Hill, NJ AF-100-15 MCF10A/ assay media component
Sodium Azide Sigma, St.Louis, MO S2002-25G immunofluorescence buffer component
Sterile syringe (10 mL) VWR, Radnor, PA 75846-757 bioprinting process
Tissue culture dish (10cm) VWR, Radnor, PA 25382-166 monolayer cell culture
Triton X-100 Sigma, St.Louis, MO T8787-250ML immunofluorescence buffer component
Trypan blue 0.4% Thermo Fisher, Waltham, MA 15250061 cell counter additive
Trypsin-EDTA 0.05% Thermo Fisher, Waltham, MA 25300054 cell detachment
Tween -20 Thermo Fisher, Waltham, MA 85113 immunofluorescence buffer component
>Vascular Endothelial Growth factor (VEGF165) Peprotech, Rocky Hill, NJ 100-20 HUVEC tube additive
Volocity 6.3 cell imaging software PerkinElmer, Hopkinton, MA Z stack compresser
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Barcellos-Hoff, M. H., Aggeler, J., Ram, T. G., Bissell, M. J. Functional differentiation and alveolar morphogenesis of primary mammary cultures on reconstituted basement membrane. Development. 105 (2), 223-235 (1989).
  2. Debnath, J., Muthuswamy, S. K., Brugge, J. S. Morphogenesis and oncogenesis of MCF-10A mammary epithelial acini grown in three-dimensional basement membrane cultures. Methods. 30 (3), 256-268 (2003).
  3. Petersen, O. W., Ronnov-Jessen, L., Howlett, A. R., Bissell, M. J. Interaction with basement membrane serves to rapidly distinguish growth and differentiation pattern of normal and malignant human breast epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (19), 9064-9068 (1992).
  4. Weaver, V. M., et al. Reversion of the malignant phenotype of human breast cells in three-dimensional culture and in vivo by integrin blocking antibodies. Journal of Cell Biology. 137 (1), 231-245 (1997).
  5. Sokol, E. S., et al. Growth of human breast tissues from patient cells in 3D hydrogel scaffolds. Breast Cancer Research. 18 (1), 19 (2016).
  6. Howlett, A. R., Bailey, N., Damsky, C., Petersen, O. W., Bissell, M. J. Cellular growth and survival are mediated by beta 1 integrins in normal human breast epithelium but not in breast carcinoma. Journal of Cell Science. 108, 1945-1957 (1995).
  7. Petersen, O. W., Ronnov-Jessen, L., Howlett, A. R., Bissell, M. J. Interaction with basement membrane serves to rapidly distinguish growth and differentiation pattern of normal and malignant human breast epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (19), 9064-9068 (1992).
  8. Weaver, V. M., et al. Reversion of the malignant phenotype of human breast cells in three-dimensional culture and in vivo by integrin blocking antibodies. Journal of Cell Biology. 137 (1), 231-245 (1997).
  9. Wang, F., et al. Reciprocal interactions between beta1-integrin and epidermal growth factor receptor in three-dimensional basement membrane breast cultures: a different perspective in epithelial biology. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (25), 14821-14826 (1998).
  10. Muthuswamy, S. K., Li, D., Lelievre, S., Bissell, M. J., Brugge, J. S. ErbB2, but not ErbB1, reinitiates proliferation and induces luminal repopulation in epithelial acini. Nature Cell Biology. 3 (9), 785-792 (2001).
  11. Kirshner, J., Chen, C. J., Liu, P., Huang, J., Shively, J. E. CEACAM1-4S, a cell-cell adhesion molecule, mediates apoptosis and reverts mammary carcinoma cells to a normal morphogenic phenotype in a 3D culture. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (2), 521-526 (2003).
  12. Debnath, J., et al. The role of apoptosis in creating and maintaining luminal space within normal and oncogene-expressing mammary acini. Cell. 111 (1), 29-40 (2002).
  13. Weaver, V. M., et al. beta4 integrin-dependent formation of polarized three-dimensional architecture confers resistance to apoptosis in normal and malignant mammary epithelium. Cancer Cell. 2 (3), 205-216 (2002).
  14. Yamada, K. M., Clark, K. Cell biology: survival in three dimensions. Nature. 419 (6909), 790-791 (2002).
  15. Schmeichel, K. L., Bissell, M. J. Modeling tissue-specific signaling and organ function in three dimensions. Journal of Cell Science. 116, 2377-2388 (2003).
  16. Weigelt, B., Ghajar, C. M., Bissell, M. J. The need for complex 3D culture models to unravel novel pathways and identify accurate biomarkers in breast cancer. Advanced Drug Delivery Reviews. 69-70, 42-51 (2014).
  17. Koh, W., Stratman, A. N., Sacharidou, A., Davis, G. E. In vitro three dimensional collagen matrix models of endothelial lumen formation during vasculogenesis and angiogenesis. Methods in Enzymology. 443, 83-101 (2008).
  18. Sacharidou, A., et al. Endothelial lumen signaling complexes control 3D matrix-specific tubulogenesis through interdependent Cdc42- and MT1-MMP-mediated events. Blood. 115 (25), 5259-5269 (2010).
  19. Buchanan, C. F., et al. Cross-talk between endothelial and breast cancer cells regulates reciprocal expression of angiogenic factors in vitro. Journal of Cellular Biochemistry. 113 (4), 1142-1151 (2012).
  20. Szot, C. S., Buchanan, C. F., Freeman, J. W., Rylander, M. N. In vitro angiogenesis induced by tumor-endothelial cell co-culture in bilayered, collagen I hydrogel bioengineered tumors. Tissue Engineering Part C: Methods. 19 (11), 864-874 (2013).
  21. Franses, J. W., Baker, A. B., Chitalia, V. C., Edelman, E. R. Stromal endothelial cells directly influence cancer progression. Science Translational Medicine. 3 (66), 66 (2011).
  22. Franses, J. W., Drosu, N. C., Gibson, W. J., Chitalia, V. C., Edelman, E. R. Dysfunctional endothelial cells directly stimulate cancer inflammation and metastasis. International Journal of Cancer. 133 (6), 1334-1344 (2013).
  23. Phamduy, T. B., et al. Printing cancer cells into intact microvascular networks: a model for investigating cancer cell dynamics during angiogenesis. Integrative Biology. 7 (9), 1068-1078 (2015).
  24. Connor, Y., et al. Physical nanoscale conduit-mediated communication between tumour cells and the endothelium modulates endothelial phenotype. Nature Communications. 6, 8671 (2015).
  25. Ghajar, C. M., et al. The perivascular niche regulates breast tumour dormancy. Nature Cell Biology. 15 (7), 807-817 (2013).
  26. Strilic, B., et al. Tumour-cell-induced endothelial cell necroptosis via death receptor 6 promotes metastasis. Nature. 536 (7615), 215-218 (2016).
  27. Asghar, W., et al. Engineering cancer microenvironments for in vitro 3-D tumor models. Materials Today. 18 (10), 539-553 (2015).
  28. Belgodere, J. A., et al. Engineering Breast Cancer Microenvironments and 3D Bioprinting. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6, 66 (2018).
  29. Jang, J., Yi, H. G., Cho, D. W. 3D Printed Tissue Models: Present and Future. ACS Biomaterials Science & Engineering. 2 (10), 1722-1731 (2016).
  30. Sobrino, A., et al. 3D microtumors in vitro supported by perfused vascular networks. Scientific Reports. 6, 31589 (2016).
  31. Chen, M. B., Whisler, J. A., Jeon, J. S., Kamm, R. D. Mechanisms of tumor cell extravasation in an in vitro microvascular network platform. Integrative Biology. 5 (10), 1262-1271 (2013).
  32. Hassell, B. A., et al. Human Organ Chip Models Recapitulate Orthotopic Lung Cancer Growth, Therapeutic Responses, and Tumor Dormancy In vitro. Cell Reports. 21 (2), 508-516 (2017).
  33. Knowlton, S., Onal, S., Yu, C. H., Zhao, J. J., Tasoglu, S. Bioprinting for cancer research. Trends in Biotechnology. 33 (9), 504-513 (2015).
  34. Asghar, W., et al. Engineering cancer microenvironments for in vitro 3-D tumor models. Materials Today. 18 (10), 539-553 (2015).
  35. Zhao, Y., et al. Three-dimensional printing of Hela cells for cervical tumor model in vitro. Biofabrication. 6 (3), 035001 (2014).
  36. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting the Cancer Microenvironment. ACS Biomaterials Science & Engineering. 2 (10), 1710-1721 (2016).
  37. Ouyang, L., et al. Three-dimensional bioprinting of embryonic stem cells directs highly uniform embryoid body formation. Biofabrication. 7 (4), 044101 (2015).
  38. Swaminathan, S., Ngo, O., Basehore, S., Clyne, A. M. Vascular Endothelial-Breast Epithelial Cell Coculture Model Created from 3D Cell Structures. ACS Biomaterials Science & Engineering. 3 (11), 2999-3006 (2017).
  39. Vorwald, C. E., Ho, S. S., Whitehead, J., Leach, J. K. High-Throughput Formation of Mesenchymal Stem Cell Spheroids and Entrapment in Alginate Hydrogels. Methods in Molecular Biology. 1758, 139-149 (2018).
  40. Chaji, S., Al-Saleh, J., Gomillion, C. T. Bioprinted Three-Dimensional Cell-Laden Hydrogels to Evaluate Adipocyte-Breast Cancer Cell Interactions. Gels. 6 (1), (2020).
  41. Swaminathan, S., Hamid, Q., Sun, W., Clyne, A. M. Bioprinting of 3D breast epithelial spheroids for human cancer models. Biofabrication. 11 (2), 025003 (2019).
  42. Radisky, D., Muschler, J., Bissell, M. J. Order and disorder: the role of extracellular matrix in epithelial cancer. Cancer Investigation. 20 (1), 139-153 (2002).
  43. Qu, Y., et al. Evaluation of MCF10A as a Reliable Model for Normal Human Mammary Epithelial Cells. PLoS One. 10 (7), 0131285 (2015).
  44. Chavez, K. J., Garimella, S. V., Lipkowitz, S. Triple negative breast cancer cell lines: one tool in the search for better treatment of triple negative breast cancer. Breast Disease. 32 (1-2), 35-48 (2010).
  45. Swaminathan, S., Cranston, A. N., Clyne, A. M. A Three-Dimensional In vitro Coculture Model to Quantify Breast Epithelial Cell Adhesion to Endothelial Cells. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 609-618 (2019).
  46. Lee, J. M., et al. Generation of uniform-sized multicellular tumor spheroids using hydrogel microwells for advanced drug screening. Scientific Reports. 8 (1), 17145 (2018).
  47. Frueh, F. S., Spater, T., Scheuer, C., Menger, M. D., Laschke, M. W. Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering. Journal of Visualized Experiments. (122), e55721 (2017).

Tags

3D BioprintingBreast SpheroidsEndothelial NetworksMulticellular ModelsPrecision Medicine3D Cell CultureMCF 10A CellsHUVECCell TrackingMatrix CoatingCell ResuspensionCell Culture Protocols

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Swaminathan, S., Clyne, A. M. Direct Bioprinting of 3D Multicellular Breast Spheroids onto Endothelial Networks. J. Vis. Exp. (165), e61791, doi:10.3791/61791 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image