Summary

Hoge resolutie cardiale positronemissietomografie/computertomografie voor kleine dieren

Published: December 16, 2022
doi:

Summary

Hier presenteren we een experimenteel beeldvormingsprotocol voor de kwantificering van de hartfunctie en morfologie met behulp van hoge resolutie positronemissietomografie / computertomografie voor kleine dieren. Zowel muizen als ratten worden overwogen en bespreken de verschillende vereisten van computertomografiecontrastmiddelen voor de twee soorten.

Abstract

Positronemissietomografie (PET) en computertomografie (CT) behoren tot de meest gebruikte diagnostische beeldvormingstechnieken en dienen beide bij het begrijpen van de hartfunctie en het metabolisme. In preklinisch onderzoek worden speciale scanners met een hoge gevoeligheid en een hoge spatio-temporele resolutie gebruikt, ontworpen om te voldoen aan de veeleisende technologische vereisten die worden gesteld door de kleine hartomvang en zeer hoge hartslag van muizen en ratten. In dit artikel wordt een bimodaal cardiaal PET/CT-beeldvormingsprotocol voor experimentele muis- en/of rattenmodellen van hartaandoeningen beschreven, van diervoorbereiding en beeldacquisitie en reconstructie tot beeldverwerking en visualisatie.

In het bijzonder maakt de 18F-gelabelde fluorodeoxyglucose ([18F] FDG) -PET-scan het mogelijk om het glucosemetabolisme in de verschillende segmenten van de linker ventrikel (LV) te meten en te visualiseren. Polar kaarten zijn handige hulpmiddelen om deze informatie weer te geven. Het CT-deel bestaat uit een tijd-opgeloste 3D-reconstructie van het hele hart (4D-CT) met behulp van retrospectieve gating zonder elektrocardiografie (ECG) leads, waardoor de morfofunctionele evaluatie van de LV en de daaropvolgende kwantificering van de belangrijkste hartfunctieparameters, zoals ejectiefractie (EF) en beroertevolume (SV) mogelijk is. Met behulp van een geïntegreerde PET/CT-scanner kan dit protocol worden uitgevoerd binnen dezelfde anesthesie-inductie zonder dat het dier tussen verschillende scanners hoeft te worden verplaatst. Daarom kan PET / CT worden gezien als een uitgebreid hulpmiddel voor de morfofunctionele en metabole evaluatie van het hart in verschillende kleine diermodellen van hartaandoeningen.

Introduction

Kleine diermodellen zijn uiterst belangrijk voor de vooruitgang van het begrip van hart- en vaatziekten 1,2. Niet-invasieve, diagnostische beeldvormingstools hebben de afgelopen decennia een revolutie teweeggebracht in de manier waarop we naar de hartfunctie kijken, zowel in klinische als preklinische omgevingen. Wat de kleine diermodellen van hartziekten betreft, zijn specifieke beeldvormingsinstrumenten ontwikkeld met een zeer hoge spatiotemporele resolutie. Dergelijke instrumenten kunnen dus overeenkomen met de behoefte aan nauwkeurige kwantificering van de relevante metabole en kinetische myocardiale parameters op de zeer kleine en zeer snel bewegende harten van muizen en ratten in specifieke ziektemodellen, zoals hartfalen (HF)3 of myocardinfarct (MI)4. Hiervoor zijn verschillende modaliteiten beschikbaar, elk met hun eigen sterke en zwakke punten. Echografie (VS) beeldvorming is de meest gebruikte modaliteit vanwege de grote flexibiliteit, zeer hoge temporele resolutie en relatief lage kosten. De acceptatie van Amerikaanse cardiale beeldvorming bij kleine dieren is aanzienlijk toegenomen sinds de komst van systemen met sondes met ultrahoge frequentie 5,6, met ruimtelijke resoluties van minder dan 50 μm.

Een van de belangrijkste nadelen van de VS voor volledig 3D cardiale beeldvorming is de behoefte aan lineaire scans langs de hartas door de sonde op een gemotoriseerde vertaalfase te monteren om een volledige stapel dynamische B-modusbeelden van het hele hart te maken7. Uiteindelijk leidt deze procedure (na nauwkeurige ruimtelijke en temporele registratie van de beelden die in elke probepositie zijn verkregen) tot een 4D-beeld met verschillende ruimtelijke resoluties tussen de in-plane en out-of-plane richtingen. Hetzelfde probleem van niet-uniforme ruimtelijke resolutie doet zich voor bij cardiale MR (CMR),8 die nog steeds de gouden standaard vertegenwoordigt in de functionele beeldvorming van het hart. Echte isotrope 3D-beeldvorming kan in plaats daarvan worden verkregen met behulp van zowel computertomografie (CT) als positronemissietomografie (PET)9. PET biedt een zeer gevoelig hulpmiddel in termen van beeldsignaal per hoeveelheid geïnjecteerde sonde (in het nanomolaire bereik), ook al lijdt het aan een verminderde ruimtelijke resolutie in vergelijking met CT, MR of US. Het belangrijkste voordeel van PET is het vermogen om de cellulaire en moleculaire mechanismen weer te geven die ten grondslag liggen aan de pathofysiologie van het orgaan. Een PET-scan na de injectie van [18F]FDG maakt bijvoorbeeld de reconstructie mogelijk van een 3D-kaart van het glucosemetabolisme in het lichaam. Door dit te combineren met dynamische (d.w.z. tijd-opgeloste) data-acquisitie, kan tracer kinetische modellering worden gebruikt om parametrische kaarten van de metabole snelheden van glucoseopname (MRGlu) te berekenen, die belangrijke informatie zal opleveren over de levensvatbaarheid van myocardien10.

CT vereist aanzienlijke volumes externe contrastmiddelen (CA) bij hoge concentraties (tot 400 mg jodium per ml) om een meetbare verbetering van de relevante weefselcomponenten (bijv. Bloed versus spier) te bieden, maar het blinkt uit in ruimtelijke en temporele resolutie, vooral bij het gebruik van state-of-the-art micro-CT-scanners die zijn ontworpen voor beeldvorming van kleine dieren. 11 Een typisch ziektemodel waarin het cardiale PET/CT kan worden toegepast, is de experimentele evaluatie van myocardinfarct en hartfalen en de daarmee samenhangende respons op therapie. Een veel voorkomende manier om MI bij kleine dieren te induceren is door chirurgische ligatie van de linker anterieur dalende (LAD) kransslagader12,13 en vervolgens longitudinaal de progressie van de ziekte en de cardiale remodellering in de daaropvolgende dagente evalueren 4. Niettemin is de kwantitatieve morfofunctionele evaluatie van het hart bij kleine dieren grotendeels ook toepasbaar voor andere ziektemodellen, zoals de evaluatie van het effect van veroudering op hartfunctie14 of veranderde receptorexpressie in modellen van obesitas15. Het gepresenteerde beeldvormingsprotocol is niet beperkt tot een bepaald ziektemodel en kan daarom van het grootste belang zijn in verschillende contexten van preklinisch onderzoek met kleine knaagdieren.

In dit artikel presenteren we een start-to-end experimenteel protocol voor cardiale beeldvorming met behulp van kleindier geïntegreerde PET / CT. Hoewel het gepresenteerde protocol is ontworpen voor een specifieke bimodale geïntegreerde scanner, kunnen de PET- en CT-delen van de beschreven procedure onafhankelijk van elkaar worden uitgevoerd op afzonderlijke scanners van verschillende fabrikanten. In de gebruikte PET/CT-scanner wordt de volgorde van bewerkingen georganiseerd in een voorgeprogrammeerde workflow. De belangrijkste takken van elke workflow zijn een of meer acquisitieprotocollen; elk acquisitieprotocol kan een of meer vertakkingen hebben voor specifieke voorbewerkingsprotocollen en op zijn beurt kan elk voorbewerkingsprotocol een of meer vertakkingen hebben voor specifieke reconstructieprotocollen. Zowel de voorbereiding van het dier op het beeldvormende bed als de voorbereiding van de externe middelen die tijdens de beeldvormingsprocedures moeten worden geïnjecteerd, worden beschreven. Na het voltooien van de beeldacquisitieprocedure worden voorbeeldprocedures voor kwantitatieve beeldanalyse op basis van algemeen beschikbare softwaretools verstrekt. Het hoofdprotocol is speciaal ontworpen voor muismodellen; hoewel de muis de meest gebruikte soort op dit gebied blijft, tonen we ook een aanpassing van het protocol voor rattenbeeldvorming aan het einde van het hoofdprotocol. Representatieve resultaten worden getoond voor zowel muizen als ratten, wat het type output aantoont dat kan worden verwacht met de beschreven procedures. Een grondige discussie wordt gemaakt aan het einde van dit artikel om de voor- en nadelen van de techniek, kritieke punten te benadrukken, evenals hoe verschillende PET-radiotracers kunnen worden gebruikt met bijna geen wijziging van de voorbereidende en acquisitie / reconstructiestappen.

Protocol

Dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de aanbevelingen in de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren van de Internationale Richtlijnen voor het omgaan met proefdieren, vereist door de Europese richtlijn (Richtlijn 86/609/EEG van 1986 en Richtlijn 2010/63/UE) en de Italiaanse wetgeving (D.Lgs. 26/2014). 1. Instellen van de PET/CT-beeldvormingsprotocollen en -workflow OPMERKING: Het hier gepresenteerde protocol is speciaal …

Representative Results

In deze sectie worden typische resultaten getoond voor zowel PET- als CT-analyse volgens de tot nu toe beschreven procedures. Figuur 6 toont de resultaten van de automatische myocardiale en LV-holtesegmentatie van de [18F]FDG PET-scan van een control (gezonde) CD-1 muis. Hoewel de rechter ventrikel niet altijd zichtbaar is in de gereconstrueerde beelden, kunnen de oriëntatieassen op basis van de DICOM-header worden gebruikt om het interventriculaire septum correct te onderscheide…

Discussion

Het protocol dat in dit artikel wordt gepresenteerd, richt zich op een typische experimentele procedure voor translationeel cardiovasculair onderzoek naar kleine diermodellen van hartletsel met behulp van PET / CT-beeldvorming met hoge resolutie. De gepresenteerde resultaten zijn indicatief voor de hoge kwantitatieve en kwalitatieve waarde van PET- en Cine-CT-beelden en bieden zowel functionele als structurele informatie van het hele hart met betrekking tot het glucosemetabolisme, de vorm en de dynamiek van de contractie…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit onderzoek werd gedeeltelijk ondersteund door het JPI-HDHL-INTIMIC “GUTMOM” Project: Maternal obesity and cognitive dysfunction in the offspring: Cause-effect role of the GUT MicrobiOMe and early dietary prevention (project no. INTIMIC-085, Italian Ministry of Education, University and Research Decree no. 946/2019).

Materials

0.9% sterile saline Fresenius Kabi 0.9% sodium chloride for injection
1025L Physiological Monitoring Small Animal Instruments Physiological monitoring system for small animal imaging
5 mL syringes Artsana Syringes with needle for injection of PET tracer
Atomlab 500 Else Nuclear PET Dose calibrator
Atrium software Inviscan Version 1.5.5 PET/CT operating software
Butterfly catheters Delta Med 27.5 G needle
Carimas software Turku PET Center Version 2.10 Image analysis software
Fenestra VC Medilumine Lipid emulsion iodinated contrast agent for small animals
Heat lamp Heat lamp with clamp and switch
Insulin syringes Artsana Syringes with needle for injection of CT CA
Iomeron 400 mgI/mL Bracco Iomeprol, vascular contrast agent
IRIS PET/CT Inviscan PET/CT scanner for small animals
Isoflurane Zoetis Inhalation anesthetic, 250 mL
OneTouch Glucometer Johnson&Johnson Medical Glucose meter kit
Osirix MD software Pixmeo Version 11 Image analysis software
Oxygen Air liquide Compressed gas
Rectal probe for 1025L Small Animal Instruments Rectal probe with cable for SAII 1025L systems
Respiratory sensor for 1025L Small Animal Instruments Respiratory pillow with tubings for SAII 1025L systems
TJ-3A syringe pump Longer Motorized syringe pump for CT CA injection

References

  1. Zaragoza, C. Animal models of cardiovascular diseases. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 497841 (2011).
  2. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: Tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).
  3. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  4. Menichetti, L., et al. MicroPET/CT imaging of αvß3 integrin via a novel 68Ga-NOTA-RGD peptidomimetic conjugate in rat myocardial infarction. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 40 (8), 1265-1274 (2013).
  5. Zhou, H., et al. Development of a micro-computed tomography-based image-guided conformal radiotherapy system for small animals. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 78 (1), 297-305 (2010).
  6. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based pulse wave velocity evaluation in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362 (2017).
  7. Dann, M. M., et al. Quantification of murine myocardial infarct size using 2-D and 4-D high-frequency ultrasound. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 322 (3), 359-372 (2022).
  8. Espe, E. K. Novel insight into the detailed myocardial motion and deformation of the rodent heart using high-resolution phase contrast cardiovascular magnetic resonance. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 82 (2013).
  9. Vanhove, C., et al. Accurate molecular imaging of small animals taking into account animal models, handling, anaesthesia, quality control and imaging system performance. EJNMMI Physics. 2 (1), 31 (2015).
  10. Garcia, M. J., et al. State of the art: Imaging for myocardial viability: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation: Cardiovascular Imaging. 13 (7), 000053 (2020).
  11. Panetta, D., et al. Cardiac computed tomography perfusion: Contrast agents, challenges and emerging methodologies from preclinical research to the clinics. Academic Radiology. 28 (1), 1-18 (2020).
  12. Kusmic, C. Up-regulation of heme oxygenase-1 after infarct initiation reduces mortality, infarct size and left ventricular remodeling: experimental evidence and proof of concept. Journal of Translational Medicine. 12 (1), 89 (2014).
  13. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
  14. Fischer, M., et al. Comparison of metabolic and functional parameters using cardiac 18F-FDG-PET in early to mid-adulthood male and female mice. EJNMMI Research. 11 (1), 7 (2021).
  15. Valenta, I., et al. Feasibility evaluation of myocardial cannabinoid type 1 receptor imaging in obesity: A translational approach. JACC: Cardiovascular Imaging. 11 (2), 320-332 (2018).
  16. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  17. . Carimas User Manual Available from: https://turkupetcentre.fl/carimas/files/archive/Html/a1.html (2022)
  18. Peters, A. M. Graphical analysis of dynamic data: The Patlak-Rutland plot. Nuclear Medicine Communications. 15 (9), 669-672 (1994).
  19. Choi, Y., et al. Parametric images of myocardial metabolic rate of glucose generated from dynamic cardiac PET and 2-[18F]fluoro-2-deoxy-d-glucose studies. Journal of Nuclear Medicine. 32 (4), 733-738 (1991).
  20. Laffon, E., Marthan, R. Is Patlak y-intercept a relevant metrics. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 48 (5), 1287-1290 (2021).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. -. P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: Sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192-200 (2008).
  22. Ng, C. K. Sensitivity of myocardial fluorodeoxyglucose lumped constant to glucose and insulin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 260 (2), 593-603 (1991).
  23. Shoghi, K. I., Welch, M. J. Hybrid image and blood sampling input function for quantification of small animal dynamic PET data. Nuclear Medicine and Biology. 34 (8), 989-994 (2007).
  24. Heuberger, J., Pixmeo, S., Rosset, A. OsiriX User Manual. Blurb. , (2017).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105 (4), 539-542 (2002).
  26. Kolanowski, T. J., et al. Multiparametric evaluation of post-MI small animal models using metabolic ([18F]FDG) and perfusion-based (SYN1) heart viability tracers. International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12591 (2021).
  27. Guiducci, L., et al. Contribution of organ blood flow, intrinsic tissue clearance and glycaemia to the regulation of glucose use in obese and type 2 diabetic rats: A PET study. Nutrition Metabolism and Cardiovascular Diseases. 21 (9), 726-732 (2011).
  28. Tadinada, S. M., et al. Functional resilience of C57BL/6J mouse heart to dietary fat overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 321 (5), 850-864 (2021).
  29. Dreyfuss, A. D., et al. A novel mouse model of radiation-induced cardiac injury reveals biological and radiological biomarkers of cardiac dysfunction with potential clinical relevance. Clinical Cancer Research. 27 (8), 2266-2276 (2021).
  30. Hsu, B. PET tracers and techniques for measuring myocardial blood flow in patients with coronary artery disease. Journal of Biomedical Research. 27 (6), 452-459 (2013).
  31. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  32. Kuntz, J., et al. Fully automated intrinsic respiratory and cardiac gating for small animal CT. Physics in Medicine and Biology. 55 (7), 2069-2085 (2010).
  33. Li, Y., Zhang, W., Wu, H., Liu, G. Advanced tracers in PET imaging of cardiovascular disease. BioMed Research International. 2014, 504532 (2014).
  34. Kim, D. -. Y., Cho, S. -. G., Bom, H. -. S. Emerging tracers for nuclear cardiac PET imaging. Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 52 (4), 266-278 (2018).
  35. Maddahi, J., Packard, R. R. S. Cardiac PET perfusion tracers: Current status and future directions. Seminars in Nuclear Medicine. 44 (5), 333-343 (2014).
  36. Bentourkia, M. Kinetic modeling of PET data without blood sampling. IEEE Transactions on Nuclear Science. 52 (3), 697-702 (2005).
  37. Lammertsma, A. A. Forward to the past: The case for quantitative PET imaging. Journal of Nuclear Medicine. 58 (7), 1019-1024 (2017).
  38. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3172-3178 (2007).
  39. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Molecular Imaging. 4 (2), 110-116 (2005).
  40. Technical Resources. MediLumine Available from: https://www.medilumine.com/technical-resources (2019)
  41. Nebuloni, L., Kuhn, G. A., Müller, R. A Comparative analysis of water-soluble and blood-pool contrast agents for in vivo vascular imaging with micro-CT. Academic Radiology. 20 (10), 1247-1255 (2013).
  42. Panetta, D., et al. Performance evaluation of the CT component of the IRIS PET/CT preclinical tomograph. Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section A: Accelerators Spectrometers Detectors and Associated Equipment. 805, 135-144 (2016).
  43. Gu, J., et al. At what dose can total body and whole abdominal irradiation cause lethal intestinal injury among C57BL/6J mice. Dose-Response. 18 (3), 1559325820956783 (2020).
  44. Amirrashedi, M., Zaidi, H., Ay, M. R. Advances in preclinical PET instrumentation. PET Clinics. 15 (4), 403-426 (2020).
  45. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Physica Medica. 88, 175-192 (2021).
  46. Belcari, N., Del Guerra, A., Panetta, D., Grupen, C., Buvat, I. High-Resolution and Animal Imaging Instrumentation and Techniques. Handbook of Particle Detection and Imaging. , 1497-1535 (2021).
  47. Wang, G., Rahmim, A., Gunn, R. N. PET Parametric imaging: Past, present, and future. IEEE Transactions on Radiation and Plasma Medical Sciences. 4 (6), 663-675 (2020).
  48. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Molecular Imaging and Biology. 16 (2), 235-245 (2014).
  49. van Deel, E., Ridwan, Y., van Vliet, J. N., Belenkov, S., Essers, J. In vivo quantitative assessment of myocardial structure, function, perfusion and viability using cardiac micro-computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (108), e53603 (2016).
  50. Lee, C. -. L., et al. Assessing cardiac injury in mice with dual energy-microCT, 4D-microCT and microSPECT imaging following partial-heart irradiation. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 88 (3), 686-693 (2014).
  51. Harms, H., et al. Comparison of clinical non-commercial tools for automated quantification of myocardial blood flow using oxygen-15-labelled water PET/CT. European Heart Journal – Cardiovascular Imaging. 15 (4), 431-441 (2013).
  52. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantitation with 15O-labelled water PET: High reproducibility of the new cardiac analysis software (CarimasTM). European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 36 (10), 1594-1602 (2009).
  53. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantification with Rb-82 PET: Good interobserver agreement of Carimas software on global, regional, and segmental levels. Annals of Nuclear Medicine. 36, 507-514 (2022).
  54. Nesterov, S. V., et al. One-tissue compartment model for myocardial perfusion quantification with N-13 ammonia PET provides matching results: A cross-comparison between Carimas, FlowQuant, and PMOD. Journal of Nuclear Cardiology. , (2021).
  55. Thackeray, J. T., Kuntner-Hannes, C., Haemisch, Y. Preclinical Multimodality Imaging and Image Fusion in Cardiovascular Disease. Image Fusion in Preclinical Applications. , 161-181 (2019).
  56. Vohra, R., Batra, A., Forbes, S. C., Vandenborne, K., Walter, G. A. Magnetic resonance monitoring of disease progression in mdx mice on different genetic backgrounds. The American Journal of Pathology. 187 (9), 2060-2070 (2017).
  57. Baehr, A., et al. Agrin promotes coordinated therapeutic processes leading to improved cardiac repair in pigs. Circulation. 142 (9), 868-881 (2020).
  58. Lalwani, K., et al. Contrast agents for quantitative microCT of lung tumors in mice. Comparative Medicine. 63 (6), 482-490 (2013).
  59. Bertoldo, A., et al. Evaluation of compartmental and spectral analysis models of [18F]FDG kinetics for heart and brain studies with PET. IEEE Transactions on Bio-medical Engineering. 45 (12), 1429-1448 (1998).
  60. Li, Y., Kundu, B. K. An improved optimization algorithm of the three-compartment model with spillover and partial volume corrections for dynamic FDG PET images of small animal hearts in vivo. Physics in Medicine and Biology. 63 (5), 055003 (2018).
  61. Mabrouk, R., Dubeau, F., Bentourkia, M., Bentabet, L. Extraction of time activity curves from gated FDG-PET images for small animals’ heart studies. Computerized Medical Imaging and Graphics. 36 (6), 484-491 (2012).
check_url/cn/64066?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Panetta, D., Guzzardi, M. A., La Rosa, F., Granziera, F., Terlizzi, D., Kusmic, C., Iozzo, P. High-Resolution Cardiac Positron Emission Tomography/Computed Tomography for Small Animals. J. Vis. Exp. (190), e64066, doi:10.3791/64066 (2022).

View Video