Serbestçe hareket eden farelerde basit sürekli glikoz izleme
Summary
Burada, hastalar için tasarlanmış ticari bir sürekli glikoz monitörünü farelere implante etmek ve sonuçları analiz etmek için komut dosyaları sağlamak için basit bir yöntem açıklıyoruz.
Abstract
Fareler, diabetes mellitus gibi metabolik hastalıkları incelemek için kullanılan yaygın bir model organizmadır. Glikoz seviyeleri tipik olarak farelerin ele alınmasını gerektiren, strese neden olan ve karanlık döngü sırasında serbestçe davranan fareler hakkında veri sağlamayan kuyruk kanaması ile ölçülür. Farelerde son teknoloji ürünü sürekli glikoz ölçümü, farenin aort kemerine bir probun yanı sıra özel bir telemetri sistemi yerleştirilmesini gerektirir. Bu zorlu ve pahalı yöntem çoğu laboratuvar tarafından benimsenmemiştir. Burada, temel araştırmanın bir parçası olarak farelerde glikozu sürekli ölçmek için milyonlarca hasta tarafından kullanılan ticari olarak temin edilebilen sürekli glikoz monitörlerinin kullanımını içeren basit bir protokol sunuyoruz. Glikoz algılayıcı prob, farenin arkasındaki deri altı boşluğuna, cilde küçük bir kesi yoluyla yerleştirilir ve birkaç dikiş kullanılarak sıkıca yerinde tutulur. Cihaz, yerinde kalmasını sağlamak için fare derisine dikilir. Cihaz, glikoz seviyelerini 2 haftaya kadar ölçebilir ve fareleri tutmaya gerek kalmadan verileri yakındaki bir alıcıya gönderir. Kaydedilen glikoz seviyelerinin temel veri analizi için komut dosyaları sağlanmıştır. Ameliyattan hesaplamalı analize kadar bu yöntem, uygun maliyetlidir ve metabolik araştırmalarda potansiyel olarak çok yararlıdır.
Introduction
Diabetes mellitus (DM), yüksek kan şekeri düzeyleri ile karakterize yıkıcı bir hastalıktır. Tip 1 DM, pankreastaki insülin üreten beta hücrelerine otoimmün bir saldırının bir sonucu olabilir. Öte yandan, Tip 2 DM ve gestasyonel DM, beta hücrelerinin glukozseviyelerindeki 1 artışa yanıt olarak yeterli insülin salgılamaması ile karakterizedir. Fare, benzer fizyolojiye sahip olduğu için DM’yi incelemek için kullanılan yaygın bir model organizmadır ve normal glikoz seviyeleri insanlarınkine yakındır. Ayrıca, spesifik fare suşları, anahtar sinyal yolaklarındaki mutasyonlar nedeniyle veya hastalık modellemesini mümkün kılan spesifik diyetlere maruz kaldıktan sonra DM geliştirebilir 2,3,4.
Kan şekeri genellikle farelerde, fare kuyruğunun ucundan küçük bir damla kan (1-2 μL) çıkarılarak hastalar için tasarlanmış glukometreler kullanılarak ölçülür. Bu yöntem strese neden olur ve glikoz seviyelerini etkileyen ve serbestçe davranan farelerde veya araştırmacı5’e yakın olmadığında kan şekeri seviyelerinin ölçülmesini yasaklayan farenin kullanılmasını gerektirir. Farelerin kanaması, yakındaki farelerde, özellikle de glisemisi henüz ölçülmemiş aynı kafesteki farelerde strese neden olabilir ve böylece sonuçları etkileyebilir. Fareler, işleyiciye bağlı olarak farklı tepki verir ve glikozu ölçen kişi, farelerin glikoz seviyelerini etkileyebilir. Bu tuzaklar dikkatli deneysel tasarım gerektirir ve deneyler arasındaki bazı tutarsızlıkların altında yatmaktadır.
Kanama olmadan serbestçe hareket eden farelerde glikozu, son teknoloji ürünü telemetri6 kullanarak farelerin aort arkına glikoz sensörleri implante ederek ölçmek mümkündür. Elde edilen ölçümler çok iyidir ve uzun bir süre boyunca sürdürülebilir, ancak bu sensörleri implante etmek zordur ve telemetri sistemi pahalıdır, bu da bu metodolojinin ılımlı bir şekilde benimsenmesine ve uzman olmayan laboratuvarlarda benimsenmemesine neden olur. Farelerin boyutlarına ve fizyolojilerine göre uyarlanmış deri altı veya diğer glikoz sensörleri son yıllarda geliştirilmiştir, ancak bunlar yine çok yetenekli uzmanlar gerektirir ve bazı durumlardamaliyetli 6,7,8,9,10’dur.
Başlangıçta DM hastalarının glikoz seviyelerini izlemek için geliştirilen ticari sürekli glikoz monitörleri (CGM’ler), implante edilmiş problardan daha düşük maliyet ve teknik uzmanlık gereksinimleri ile serbestçe hareket eden farelerde glikozu ölçmek için başka bir seçenek sunar. Bu tür sondalar, bu protokolü kullanan meslektaşlarımız da dahil olmak üzere 5,11,12,13,14,15 numaralı birkaç laboratuvar tarafından temel araştırmalarda kullanılmıştır 16. Bu cihazlar tipik olarak bir sensör, bir montaj cihazı, bir alıcı ve bir yazılım uygulaması içerir. Sensör, enzimatik glukosensörü yönlendiren bir kanüle, yapışkan banda, bir enerji kaynağına, kısa süreli belleğe ve verileri depolayan ve alıcıya gönderen bir kablosuz iletişim modülüne sahiptir. Alıcı mevcut glikoz seviyelerini gösterebilir ve verileri bir sunucuya gönderebilir; Bu alıcı bir cep telefonu olabilir. Yazılım uygulaması, hasta ve tıbbi bakım ekibi için hastanın glisemisi hakkında veri sağlar. Hastalarda, sensör montaj cihazı kullanılarak kolayca takılır. Kanül, montaj cihazı cilde bastırılarak deri altına yerleştirilir ve sensör yapışkan bant yardımıyla yerinde kalır.
Bu, farelerde glikoz seviyelerini ölçmek için ticari bir CGM cihazını uyarlamak için ayrıntılı bir protokoldür. Bu protokol, glikoz sensörünün cerrahi olarak nasıl yerleştirileceğini ve fareye nasıl takılacağını açıklar. Temel veri analizi ve veri görselleştirme için komut dosyaları sağlanır. Olası tuzaklar, sorun giderme ve standart sonuç örnekleri verilmiştir. Aşağıdaki protokol belirli bir CGM için spesifiktir, ancak kullanıma sunuldukça diğer ticari CGM türlerine kolayca uyarlanabilir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu protokol, zorlu mikrocerrahi gerektirmeyen ve kanamayı veya fareleri tutmayı içermeyen farelerde glikoz seviyelerini izlemek için basit, ucuz bir yöntem sunar. Yöntemin her tesiste uygulanması kolaydır ve farelerde ölüm, ağrı veya aşırı rahatsızlığa neden olmaz. Protokoldeki en kritik adım, glikoz sensörünün kanülünü fare derisinin altına yerleştirmektir. Birkaç dikişin eklenmesi, kanülün daha uzun süre yerinde kalmasını sağlar. Sensörler küçüktür ve fare hareket ettikçe tıkan…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dvir Mintz DVM’ye, hayvan tesisindeki veterinerlik ve hayvancılık personeline ve grubumuzun üyelerine verimli tartışmalar için teşekkür ederiz. Bu çalışma, D.B.Z.’ye verilen 1541/21 sayılı İsrail Bilim Vakfı hibesi ile desteklenmiştir.
Materials
| 2% Chlorhexidine Gluconate and 70% Isopropyl Alcohol | 3M | ID 7000136290 | |
| 5% Dextrose and 0.45% Sodium Chloride Injection, USP | Braun | L6120 | |
| Castroviejo needle holder | FST | 12061-02 | |
| Extra Fine Bonn scissors | FST | 14084-08 | |
| FreeStyle Libre 1 reader | Abbott | ART27543 | |
| FreeStyle Libre sensor | Abbott | ART36687 | |
| FreeStyle Libre sensor applicator | Abbott | ART36787 | |
| Gauze pads | Sion medical | PC912017 | |
| Graefe Forceps | FST | 11052-10 | |
| Hair Removal Cream | Veet | 3116523 | |
| High-fat high-sucrose diet | Envigo Teklad diets | TD.08811 | |
| Isoflurane, USP Terrell | Piramal | 26675-46-7 | |
| Meloxicam 5 mg/mL | Chanelle Pharma | 08749/5024 | |
| MiniARCO Clipper kit | Moser | CL8787-KIT | |
| PROLENE Polypropylene Suture 5-0 | Ethicon | 8725H | |
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo | 574402511 | |
| Q-tips | B.H.W | 271676 | |
| SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System | Kent Scientific | SOMNO |
References
- Polonsky, K. S. The past 200 years in diabetes. New England Journal of Medicine. 367 (14), 1332-1340 (2012).
- Rees, D. A., Alcolado, J. C. Animal models of diabetes mellitus. Diabetic Medicine. 22 (4), 359-370 (2005).
- Pearson, J. A., Wong, F. S., Wen, L. The importance of the non-obese diabetic (NOD) mouse model in autoimmune diabetes. Journal of Autoimmunity. 66, 76-88 (2016).
- Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for Type 2 diabetes mellitus. Journal of Diabetes Research. 2016, 2902351 (2016).
- Kennard, M. R., et al. The use of mice in diabetes research: The impact of experimental protocols. Diabetic Medicine. 38 (12), 14705 (2021).
- Klueh, U., et al. Continuous glucose monitoring in normal mice and mice with prediabetes and diabetes. Diabetes Technology and Therapeutics. 8 (3), 402-412 (2006).
- Wuyts, C., Simoens, C., Pinto, S., Philippaert, K., Vennekens, R. Continuous glucose monitoring during pregnancy in healthy mice. Scientific Reports. 11, 4450 (2021).
- Korstanje, R., et al. Continuous glucose monitoring in female NOD mice reveals daily rhythms and a negative correlation with body temperature. Endocrinology. 158 (9), 2707-2712 (2017).
- Han, B. G., et al. Markers of glycemic control in the mouse: Comparisons of 6-h-and overnight-fasted blood glucoses to Hb A1c. American Journal of Physiology – Endocrinology and Metabolism. 295 (4), 981-986 (2008).
- Xie, X., et al. Reduction of measurement noise in a continuous glucose monitor by coating the sensor with a zwitterionic polymer. Nature Biomedical Engineering. 2 (12), 894-906 (2018).
- Van Der Meulen, T., et al. Urocortin3 mediates somatostatin-dependent negative feedback control of insulin secretion. Nature Medicine. 21 (7), 769-776 (2015).
- Peterson, Q. P., et al. A method for the generation of human stem cell-derived alpha cells. Nature Communications. 11, 2241 (2020).
- Klueh, U., Liu, Z., Feldman, B., Kreutzer, D. Interstitial fluid physiology as it relates to glucose monitoring technologies: Importance of Interleukin-1 and Interleukin-1 receptor antagonist in short-term glucose sensor function in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 4 (5), 1073 (2010).
- Klueh, U., Antar, O., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Role of interleukin-1/interleukin-1 receptor antagonist family of cytokines in long-term continuous glucose monitoring in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 7 (6), 1538 (2013).
- Klueh, U., Kaur, M., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Critical role of tissue mast cells in controlling long-term glucose sensor function in vivo. Biomaterials. 31 (16), 4540-4551 (2010).
- Kogot-Levin, A., et al. Mapping the metabolic reprogramming induced by sodium-glucose cotransporter 2 inhibition. JCI Insight. , 164296 (2023).
