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Analytical Chemistry

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JoVE Science Education Analytical Chemistry

High-Performance Liquid Chromatography (HPLC)

00:00Übersicht
01:22Principles of HPLC
05:05Preparation of the Mobile Phase
06:08Preparation of Component and Standard Solutions
07:25HPLC Setup
09:25Diet Soda Samples
10:16Ergebnisse
11:27Applications
12:44Summary

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Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (HPLC)

English

Übersicht

Fonte: Dr. Paul Bower – Universidade Purdue

Cromatografia líquida de alto desempenho (HPLC) é um importante método analítico comumente utilizado para separar e quantificar componentes de amostras líquidas. Nesta técnica, uma solução (primeira fase) é bombeada através de uma coluna que contém uma embalagem de pequenas partículas porosas com uma segunda fase ligada à superfície. As diferentes solubilidades dos componentes amostrais nas duas fases fazem com que os componentes se movam através da coluna com velocidades médias diferentes, criando assim uma separação desses componentes. A solução bombeada é chamada de fase móvel, enquanto a fase na coluna é chamada de fase estacionária.

Existem vários modos de cromatografia líquida, dependendo do tipo de fase estacionária e/ou móvel empregada. Este experimento usa cromatografia de fase invertida, onde a fase estacionária não é polar, e a fase móvel é polar. A fase estacionária a ser empregada são grupos de hidrocarbonetos C18 ligados a partículas de sílica de 3 μm, enquanto a fase móvel é um tampão aquoso com um modificador orgânico polar (acetonitrila) adicionado para variar sua força de eluição. Nesta forma, a sílica pode ser usada para amostras solúveis em água, proporcionando uma ampla gama de aplicações. Neste experimento, as misturas de três componentes frequentemente encontrados em refrigerantes diet (cafeína, benzoato e aspartame) são separadas. Sete soluções preparadas contendo quantidades conhecidas das três espécies são usadas, e seus cromatogramas são então registrados.

Grundsätze

Durante um experimento hplc, uma bomba de alta pressão leva a fase móvel de um reservatório através de um injetor. Em seguida, ele viaja através de uma coluna c18 de fase inversa para a separação de componentes. Finalmente, a fase móvel se move para uma célula detectora, onde a absorção é medida a 220 nm, e termina em uma garrafa de resíduo. A quantidade de tempo que leva para um componente viajar da porta do injetor para o detector é chamada de tempo de retenção.

Um cromatógrafo líquido é usado neste experimento, onde a separação é realizada em uma coluna de fase inversa. As dimensões da coluna são de 3 mm (i.d.) x 100 mm, e a embalagem de sílica (tamanho de partícula de 3-μm) é funcionalizada com octidalsilano C18 (ODS). Uma válvula de injeção rotativa Rheodyne de 6 portas é usada para armazenar inicialmente a amostra em um pequeno loop e introduz a amostra à fase móvel após a rotação da válvula.

A detecção é por espectroscopia de absorção em um comprimento de onda de 220 nm. Este experimento pode ser executado a 254 nm, se um detector não for variável. Os dados do detector têm uma saída de tensão analógica, que é medida por meio de um multimímetro digital (DMM), e lida por um computador carregado com um programa de aquisição de dados. O cromatógrafo resultante tem um pico para cada componente da amostra. Para este experimento, todos os três componentes elute dentro de 5 min.

Este experimento usa uma única fase móvel e bomba, que é chamada de fase móvel isocrática. Para amostras difíceis de separar, uma fase móvel gradiente pode ser usada. É quando a fase móvel inicial é principalmente aquosa, e com o tempo, uma segunda fase móvel orgânica é gradualmente adicionada à fase móvel global. Este método eleva a polaridade desta fase ao longo do tempo, que reduz os tempos de retenção dos componentes e funciona de forma semelhante a um gradiente de temperatura em um cromatógrafo de gás. Existem alguns casos em que a coluna é aquecida (geralmente a 40 °C), o que tira quaisquer erros de tempo de retenção associados a uma mudança de temperatura ambiente.

Em fase inversa HPLC, a embalagem de fase estacionária da coluna geralmente é uma embalagem C4, C8 ou C18. As colunas C4 são principalmente para proteínas com grandes pesos moleculares, enquanto as colunas C18 são para peptídeos e amostras básicas com pesos moleculares mais baixos.

A detecção por espectroscopia de absorção é esmagadoramente o método de detecção de escolha, pois os espectros de absorção dos componentes estão prontamente disponíveis. Alguns sistemas utilizam medidas eletroquímicas, como condutividade ou amperometria, como seu método de detecção.

Para este experimento, a fase móvel é principalmente 20% de acetonitrila e 80% de água deionizada purificada (DI). Uma pequena quantidade de ácido acético é adicionada para diminuir o pH da fase móvel, que mantém o silanol na fase de embalagem estacionária em um estado não dissociado. Isso reduz o pico de adsorção do rejeito, dando picos mais estreitos. Em seguida, o pH é ajustado com hidróxido de sódio de 40% para elevar o pH e ajudar a diminuir os tempos de retenção dos componentes.

Cada grupo utiliza um conjunto dos 7 frascos contendo diferentes concentrações das soluções padrão(Tabela 1). Os 3 primeiros são usados para identificar cada pico, e os últimos 4 são para a criação de um gráfico de calibração para cada componente. As normas 1-3 também são usadas para o gráfico de calibração.

Número	Cafeína (mL)	Benzoato (mL)	Aspartame (mL)
1	4	0	0
2	0	4	0
3	0	0	4
4	1	1	1
5	2	2	2
6	3	3	3
7	5	5	5

Mesa 1. Volumes de padrões de estoque utilizados para preparar os 7 padrões de trabalho fornecidos (o volume total de cada padrão é de 50 mL).

Verfahren

1. Fazendo a fase móvel Prepare a fase móvel adicionando 400 mL de acetonitrilo a aproximadamente 1,5 L de água DI purificada. Adicione cuidadosamente 2,4 mL de ácido acético glacial a esta solução. Diluir a solução para um volume total de 2,0 L em um frasco volumoso com água DI purificada. A solução resultante deve ter um pH entre 2,8 e 3,2. Ajuste o pH para 4,2 adicionando hidróxido de sódio de 40%, em termos de gota com o uso de um medidor de pH digital calibrado. Adicione muito lentamente quando o pH atingir 4.0. Isso deve levar cerca de 50 gotas para realizar. Filtre a fase móvel através de um filtro de membrana nylon 66 de 0,47-μm sob vácuo para desgasar a solução e remover sólidos que poderiam conectar a coluna cromatográfica. É importante desgasar a fase móvel para evitar ter uma bolha, o que poderia causar um vazio na fase estacionária na entrada da coluna ou trabalhar seu caminho para a célula detectora, causando instabilidade com a absorvência UV. 2. Criando as soluções componentes Os três componentes que precisam ser fabricados são cafeína (0,8 mg/mL), benzoato de potássio (1,4 mg/mL) e aspartame (L-aspartyl-L-phenylalanine metil ester) (6,0 mg/mL). Essas concentrações, uma vez diluídas da mesma forma, colocam os padrões nos níveis encontrados nas amostras de refrigerante. Adicione 0,40 g de cafeína a um frasco volumoso de 500 mL e, em seguida, dilua para a marca de 500 mL com água DI. Adicione 0,70 g de benzoato a um frasco volumoso de 500 mL e, em seguida, dilua para a marca de 500 mL com água DI. Adicione 0,60 g de aspartame a um frasco volumoso de 100 mL e, em seguida, dilua para a marca de 100 mL com água DI. Coloque esta solução em uma geladeira para evitar a decomposição durante o armazenamento. 3. Fazendo as 7 soluções padrão Todos os três componentes possuem coeficientes de distribuição diferentes, o que afeta a forma como cada um interage com ambas as fases. Quanto maior o coeficiente de distribuição, maior o tempo que o componente passa na fase estacionária, resultando em tempos de retenção mais longos para chegar ao detector. Seguindo o gráfico na Tabela 1,in pipe a quantidade adequada de cada componente em um frasco volumoso de 50 mL. Diluir cada uma das soluções de estoque para a marca de 50 mL nos frascos volumosicos com fase móvel. Despeje cada solução padrão em frascos pequenos rotulados em um rack de amostra. Armazene os racks de amostras em uma geladeira, juntamente com as demais soluções nos frascos volumosos de 50 mL. 4. Verificando as configurações iniciais do sistema HPLC Confirme que a linha de resíduos está em um contêiner de lixo e não está reciclando de volta à fase móvel. Verifique se a taxa de fluxo da fase móvel está definida para 0,5 mL/min. Isso é alto o suficiente para permitir que todos os picos se eluem dentro de 5 minutos e lento o suficiente para permitir uma boa resolução. Verifique se a pressão mínima e máxima e a taxa de fluxo estão definidas para os valores corretos no painel frontal do sistema de entrega de solventes (a bomba). Ajuste mínimo de pressão: 250 psi (isto é para desligar a bomba, se ocorrer um vazamento). Ajuste máximo de pressão: 4.000 psi (isto é para proteger a bomba de quebrar, se um entupimento se formar). Pressione “zero” no painel frontal do detector para definir o branco (o branco é a fase móvel pura). Enxágüe uma seringa de 100 μL com água deionizada, depois com vários volumes de uma das normas de trabalho a serem analisadas e encha a seringa com essa solução. Comece com as 3 amostras de componente único, que permite identificar o pico de cada componente de interesse. 5. Injetando manualmente a amostra e a coleta de dados Com a alça do injetor na posição de carga, injete lentamente 100 μL de solução através da porta de septo. Verifique se o programa de coleta de dados está definido para coletar dados para 300 s, o que permite tempo suficiente para todos os 3 picos passarem pelo detector. Quando estiver pronto para iniciar o teste, gire a alça do injetor para a posição de injeção (que injeta a amostra na fase móvel) e clique em “Iniciar o teste” no programa de coleta de dados do computador imediatamente. Para as normas 1-3, apenas um dos três picos sequenciais aparecem na tela durante a execução (Figura 1). Uma vez que 300 s passaram, a coleta de dados envia um prompt para salvar o arquivo de dados. Salve os dados em um nome de arquivo adequado (por exemplo,STD#1). Observe o tempo em segundos para o pico de cada ensaio, que é usado na identificação desse componente. Remova a seringa do septo e repita o processo para cada uma das normas de trabalho restantes, usando o mesmo tempo por cromatógrafo determinado desde a primeira execução. Figura 1. O cromatógrafo dos 3 componentes. Da esquerda para a direita, são cafeína, aspartame e benzoato. 6. As amostras de refrigerantes diet Coca Diet, Diet Pepsi e Coca-Cola Zero são as “incógnitas”. Eles foram deixados de fora em recipientes abertos durante a noite para se livrar da carbonação, já que bolhas não são boas para o sistema HPLC. Isso se livra suficientemente de qualquer gases nas amostras. Desenhe cerca de 2 mL do refrigerante diet em uma seringa de plástico. Conecte a ponta do filtro à seringa via Luer-Lok, torcendo-a no lugar. Empurre o líquido na seringa através do filtro e em um pequeno frasco de vidro. Isso se livra de partículas indesejadas que poderiam potencialmente entupir a coluna de separação. Diluir cada amostra com uma quantidade igual de água DI, por isso estão em 50% de pureza. Injete 100 μL da amostra no loop amostral e execute ensaios com os mesmos parâmetros dos padrões. 7. Cálculos A partir das concentrações das soluções componentes, calcule a concentração de todos os componentes nas normas, com base nas diluições feitas para as 7 amostras. Determine áreas de pico nos cromatogramas para cada padrão e amostras desconhecidas pelo método triangular, o que equivale ao pico de altura vezes a largura a 1/2 de altura(Figura 2). Depois de determinar qual pico corresponde a cada componente com base no tempo que leva para cada componente mostrar seu respectivo pico, insira essas áreas de pico em uma planilha de computador. Crie curvas de calibração da área de pico versus concentração (mg/L) nos padrões para os três componentes. Determine os quadrados menos adequados para cada curva de calibração. Calcule a concentração de cada componente nos refrigerantes diet das áreas de pico mostradas a partir dos ensaios hplc para as amostras. Lembre-se que o refrigerante diet foi diluído por um fator de 2 antes de injetar no sistema HPLC. Calcule a quantidade, em mg/L, de cada componente nos refrigerantes dietéticos. Com base nos resultados, calcule os miligramas de cada componente encontrado em uma lata de refrigerante de 12 oz. Assuma 12 oz = 354,9 mL. Figura 2. Um exemplo básico da altura e largura de pico de uma curva, que devem ser multiplicados (os horários de altura de pico se largura a 1/2 altura).

Ergebnisse

The HPLC chromatograms are able to quantify each of the 3 components for all the samples based upon the calibration curves of the standards (Figure 3).

From this set of experiments, it was determined that a 12-oz can of these diet sodas contained the following amounts of each component:

Diet Coke: 50.5 mg caffeine; 217.6 mg aspartame; 83.6 mg benzoate.
Coke Zero: 43.1 mg caffeine; 124.9 mg aspartame; 85.3 mg benzoate.
Diet Pepsi: 34.1 mg caffeine; 184.7 mg aspartame; 79.5 mg benzoate.

Not surprisingly, all 3 had roughly the same amount of benzoate, as it is just a preservative. The Coke products had a bit more caffeine, and the Coke Zero had much less aspartame than the other two sodas, as it also includes citric acid for some flavoring.

The following numbers are the actual amounts of caffeine and aspartame in a 12-oz can of the 3 diet sodas (The caffeine content was obtained from the Coca-Cola and Pepsi websites. The aspartame content was obtained from both LiveStrong.com and DiabetesSelfManagement.com.):

Diet Coke: 46 mg caffeine; 187.5 mg aspartame
Coke Zero: 34 mg caffeine; 87.0 mg aspartame
Diet Pepsi: 35 mg caffeine; 177.0 mg aspartame

Sample Calculations (Table 2):

Concentration of caffeine in STD#1: The component solution for caffeine had 0.400 g of caffeine diluted to 500 mL = 0.500 L → 0.800 g/L = 0.800 mg/mL.

STD#1 had 1 mL of this solution diluted to 50.0 mL
0.800 mg/mL * (1.0 mL / 50.0 mL) = 0.016 mg/mL = 16.0 mg/L.

STD#2 had 2 mL of this solution diluted to 50.0 mL
0.800 mg/mL * (2.0 mL / 50.0 mL) = 0.032 mg/mL = 32.0 mg/L.

The results from the three calibration graphs (Figure 4) yielded the following equations:

Caffeine Peak Area = 0.1583*[Caffeine mg/L] – 0.574
Aspartame Peak Area = 0.02696*[Aspartame mg/L] – 0.405
Benzoate Peak Area = 0.1363*[Benzoate mg/L] – 1.192

Diet Coke: Caffeine Peak Area = 10.68 = 0.1583*[Caffeine mg/L] – 0.574

[Caffeine mg/L] = (10.68 + 0.574)/ (0.1583) = 71.1 mg/L in the injected sample.

Since the sample was diluted by a factor of 2, the Diet Coke had 141.2 mg/L caffeine.

The amount per 12-oz can = (141.2 mg/L)(0.3549 mL/12-oz can) = 50.5 mg caffeine/can.

Figure 3. The HPLC chromatograms of the 5 standards and the 3 samples.

Figure 4. The calibration curves for each of the 3 components.

Table 2. The data tables for the HPLC trials used for generating the calibration curves.

Applications and Summary

HPLC is a widely-used technique in the separation and detection for many applications. It is ideal for non-volatile compounds, as gas chromatography (GC) requires that the samples are in their gas phase. Non-volatile compounds include sugars, vitamins, drugs, and metabolites. Also, it is non-destructive, which allows each component to be collected for further analysis (such as mass spectrometry). The mobile phases are practically unlimited, which allows changes to the polarity of pH to achieve better resolution. The use of gradient mobile phases allows for these changes during the actual trials.

There has been concern over the possible health issues that may be associated with the artificial sweetener aspartame. Current product labeling does not show the amount of these components inside of the diet beverages. This method allows for quantifying these amounts, along with the caffeine and benzoate.

Other applications include determining the amounts of pesticides in water; determining the amount of acetaminophen or ibuprofen in pain reliever tablets; determining whether there are performance-enhancing drugs present in the bloodstream of athletes; or simply determining the presence of drugs in a crime lab. While the concentrations of these samples, and often the identity of the components, can be readily determined, the one limitation is that several samples could have close to identical retention times, resulting in co-eluting.

Transkript

High-performance liquid chromatography, or HPLC, is a highly versatile technique that separates components of a liquid mixture based on their different interactions with a stationary phase.

HPLC is an adaptation of column chromatography. In column chromatography, a column is packed with micro-scale beads called the stationary phase. The stationary phase beads are functionalized with chemical groups that induce an interaction between the bead and the components of a mixture located in the liquid, or mobile phase. As the mixture flows through the column, the components interact with the stationary phase differently.

In HPLC, column chromatography is performed at a higher flow rate, and therefore higher pressure, than classical column chromatography. This enables the use of smaller stationary phase beads with a greater surface area to volume ratio, which greatly increases the interaction of the stationary phase and components in the mobile phase.

This video will introduce the basics of the operation of HPLC by demonstrating the separation of components of various diet sodas.

There are two types of HPLC used in the laboratory: analytical, and preparative. In analytical HPLC, the instrument is used to identify components of a small volume, and the analyzed sample is then discarded as waste. In preparative HPLC, the instrument is used to purify a mixture and a desired amount of each component is collected in fractions.

The HPLC instrumentation consists of a series of simple components. First, the mobile phase, held in solvent reservoirs, is pumped through the system by one or more pumps at a constant flow rate. The sample is injected into the mobile phase stream by the sample injector. The sample, diluted by the mobile phase, is then delivered to the HPLC column, where the components of the sample are separated. The components are then analyzed by the detector, and either saved in fractions for later use, or transferred to a waste bottle.

The HPLC column is the key component to the system. It is composed of a metal or plastic cylinder, packed with micro-scale beads of stationary phase, or chromatography resin. The sample mixture flows through the packed particle bed at a constant flow rate and each component interacts with the stationary phase as it flows by.

The compounds interact with the stationary phase differently, and therefore travels down the length of the column to the detector at a different rate. The time required for a component to exit the column, or elute, is called the retention time. The result is a plot of retention time vs. intensity, or a chromatogram. The retention time is used to identify the component. The peak size, specifically the area under the peak, is used to quantify the amount of the compound in the initial solution.

The choice of stationary phase depends on the properties of the components in the sample mixture. The most commonly used stationary phase is silica beads, as they are an inert nonpolar material that forms micro-scale beads, and achieves sufficient packing density. The most common type of HPLC is reversed-phase chromatography, which utilizes a hydrophobic stationary phase, typically silica beads with C18 chains bonded to the beads’ surface. The components are eluted in order of decreasing polarity.

The mobile phase used in reversed-phase chromatography is typically a mixture of water and an organic solvent, such as acetonitrile. Depending on the sample, the mobile phase can remain a constant ratio of water and organic solvent, known as isocratic mode. However, this can lead to broad peaks, in the case of high water content, or overlapping peaks—in the case of high organic content.

The mobile phase ratio can also be changed linearly or stepwise during the separation, to create a mobile phase gradient. A gradient elution can prevent peak broadening of the less polar components, thereby improving the separation and shortening the elution time.

Now that the basics of HPLC have been outlined, the HPLC technique will be demonstrated in the laboratory. In this experiment, HPLC will be used to separate and quantify three common components of diet soda.

First, to prepare the mobile phase, add 400 mL of acetonitrile to 1.5 L of purified deionized water. Then carefully add 2.4 mL of glacial acetic acid. Dilute the solution to a total volume of 2 L. The resulting solution should have a pH between 2.8 and 3.2.

Adjust the pH to 4.2 by adding 40% NaOH, drop-wise to the stirring solution, with the use of a calibrated pH meter.

Filter the mobile phase through a 0.47-μm membrane filter under vacuum to degas the solution and remove solids that could plug the column. It is important to degas the solution, as bubbles can cause voids in the stationary phase, or work their way to the detector cell and cause instability in measurements.

Prepare three component solutions of caffeine, benzoate, and aspartame, which are three typical components of diet sodas. These component solutions are then used to prepare the standard solutions that will be utilized to determine the unknowns. Prepare 500 mL of the caffeine and benzoate solutions.

Prepare 100 mL of the aspartame component solution. Store the solution in the refrigerator when not in use to avoid decomposition.

Next, prepare 7 standard solutions, each with different concentrations of caffeine, benzoate, and aspartame. Pipet the proper amount of each component into a volumetric flask, and dilute to the 50-mL mark with mobile phase.

The first 3 solutions each contain one component, to enable peak identification. The other 4 solutions contain a range of concentrations of all 3 components, in order to correlate peak height to concentration.

Pour each standard solution into a labeled vial in a sample rack. Store the sample rack with samples and the remaining solutions in the refrigerator.

First, set up the mobile phase and waste containers. Ensure that the waste lines are fed into a waste container, and are not recycling back into the mobile phase. Ensure that the inlet mobile phase line is fed into the mobile phase container.

Verify that the flow rate of the mobile phase is set to 0.5 mL/min. This flow rate will enable all components to elute within 5 min, but is slow enough to ensure resolution of individual peaks.

Next, verify the minimum and maximum pressures on the solvent delivery system. These settings shut the pump off in case of a leak or clog, respectively.

Press “zero” on the detectors front panel, to set the blank. Rinse a 100-μL syringe with deionized water, then with several volumes of 1 of the 7 working standards. Then fill the syringe with that solution. Begin with the 3 single-component samples in order to identify the peak of each component.

Next, manually inject the solution, by placing the injector handle in the load position. Slowly inject the 100 μL of solution through the septum port.

Verify that the data collection program is set to collect data for 300 s, which allows for enough time for all 3 peaks to elute through the detector. When ready to begin the trial, rotate the injector handle to the inject position, in order to inject the sample into the mobile phase. Immediately, click “Start Trial” on the data collection program. When the scan is complete, repeat the process for each of the 7 standard solutions. For each of the first 3 standards, only one of the 3 peaks appears. Note the location of the peak, which is used to identify the component.

Select 3 diet soda samples, and allow them to sit out in open containers overnight to remove the carbonation.

After overnight degassing, draw approximately 3 mL of each diet soda into a plastic syringe. Next, attach a filter tip to the syringe and push the soda through the filter into a glass vial, in order to remove any solid particulates.

Dilute 2 mL of each sample with 2 mL of the mobile phase to decrease the soda concentration by half.

Draw 100 μL of one of the soda samples into a syringe, and inject it into the sample loop. Run the trial with identical parameters to the standard solutions. Repeat for each soda sample.

First, correlate the peak areas of the standard samples to the known concentrations. To do so, determine the peak areas on the chromatographs for each standard sample using the triangular method. Calculate the peak height times with the width at half of the height, and use this value as the peak area.

Using the peak area and known concentrations create a calibration curve for each component, and determine the least-squares fit for each calibration curve.

Calculate the concentration of each component in the diet sodas from the peak areas. Remember that the sodas were all diluted by a factor of 2 prior to injection into the HPLC. Based on these results, calculate the mg of each component in a 12-oz can of soda.

Unsurprisingly, all 3 sodas tested contained roughly the same amount of the preservative benzoate. However, the Coke products contained more caffeine. The calculated values for all components correlated well to reported values by the manufacturers.

HPLC is a highly versatile instrument, which is used in a wide range of analyses.

HPLC is often used to purify peptide molecules. In this example, transmembrane peptide complexes were prepared, and then stabilized by oxidative crosslinking the proteins with disulfide bonds.

The proteins were then dissolved in formic acid, and purified using reversed phase HPLC. The sample was then eluted using a linear gradient of two solvents, and the purity confirmed with mass spectrometry.

HPLC can also be used to identify organic compounds synthesized in the lab. In the Miller-Urey experiment, the abiotic synthesis of organic compounds on primordial earth was studied. Primordial gases, such as methane and ammonia, were introduced to a flask containing water, simulating early oceans. Electrical discharge was then applied, imitating lightning on primordial earth.

The water was then analyzed using HPLC coupled with mass spectrometry, and compared to known amino acid standards. 23 amino acids were synthesized and identified in this experiment.

You’ve just watched JoVE’s introduction to HPLC. You should now understand the basics of running the instrument, and analyzing the resultant data.

Thanks for watching!

Cite This

JoVE Science Education Database. JoVE Science Education. High-Performance Liquid Chromatography (HPLC). JoVE, Cambridge, MA, (2023).