JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Ergebnisse
Discussion
Offenlegungen
Acknowledgements
Materials
Referenzen
Automatische Übersetzung
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologie

Дитранол в качестве матрицы для матрицы лазерной десорбцией / ионизацией изображений на преобразования Фурье ионного циклотронного резонанса Масс-спектрометр

Published: November 26, 2013
doi:
10.3791/50733
, ,
1University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre,University of Victoria, 2Department of Biochemistry and Microbiology,University of Victoria

Summary

Дитранол (DT; 1,8-дигидрокси-9 ,10-dihydroanthracen-9-он) Ранее сообщалось, как MALDI матрицы для тканевой визуализации малых молекул; протоколы для использования DT для MALDI изображений эндогенных липидов на Поверхность срезов ткани по положительных ионов MALDI-MS на сверхвысокого разрешения квадрупольного FTICR инструмента приведены здесь.

Abstract

Масс-спектрометрия томография (MSI) определяет пространственной локализации и распределения, соединений на поверхности раздела тканей, в основном, с помощью MALDI (матрица с лазерной десорбцией / ионизацией) на основе аналитических методов. Новые матрицы для низкомолекулярных MSI, которые могут улучшить анализ низкомолекулярных (MW) соединений, необходимы. Эти матрицы должны обеспечивать расширение сигналы анализируемого при снижении MALDI фоновые сигналы. Кроме того, использование инструментов сверхвысокого разрешения, таких как преобразования Фурье ионный циклотронного резонанса (FTICR) масс-спектрометры, имеет возможность разрешить анализируемого сигналы от матрицы сигналов, и это может частично преодолеть много проблем, связанных с фоном происходящих из MALDI матрица. Снижение интенсивности метастабильных матричных кластеров FTICR MS может также помочь преодолеть некоторые из помех, связанных с матричными пиков на других инструментах. С высоким разрешениеминструменты, такие как масс-спектрометров FTICR выгодны, поскольку они могут распределительные модели многих соединений одновременно, обеспечивая при этом уверенность в химических идентификаций. Дитранол (DT; 1,8-дигидрокси-9 ,10-dihydroanthracen-9-он) Ранее сообщалось, как MALDI матрицы для визуализации тканей. В этой работе, это протокол для использования DT для MALDI изображений эндогенных липидов с поверхности секций млекопитающих ткани, по положительных ионов MALDI-MS, на гибридном квадруполе сверхвысокого разрешения была предоставлена ​​FTICR инструмент.

Introduction

Масс-спектрометрия томография (MSI) представляет собой аналитический метод определения пространственной локализации и распределения, соединений на поверхности раздела тканей 1,2. Матрица лазерной десорбцией / ионизацией (MALDI) MSI для анализа пептидов и белков была использована уже более десяти лет и были значительные улучшения в методах подготовки образца, чувствительность обнаружения, пространственным разрешением, воспроизводимости и обработки данных 3,4. Объединив информацию из гистологически окрашенных срезов и MSI экспериментов, патологоанатомы могут соотнести распределения конкретных соединений с патофизиологически интересных особенностей 5.

Модели распределения малых молекул, в том числе экзогенных препаратов 6,7 и их метаболитов 8-10 были также допрошены MALDI-MS ткани визуализации 11. Липиды являются, пожалуй, наиболее широко изучены CLAсс соединений с MALDI изображений, как в МС 12-17 и МС / МС 18 режимах. Использование MALDI MSI для работы с изображениями малой молекулы была ограничена несколькими факторами: 1) MALDI матрицы сами малые молекулы (обычно M / Z <500), которые генерируют обильные ионные сигналы. Эти обильные сигналы могут подавить ионизацию низкомолекулярных аналитов и вмешиваться в их 19,20 обнаружения. Растворителей покрытие матрицы 21, матрица сублимации 22 и матрица предварительно нанесенным покрытием MALDI MS 23, в частности, были разработаны, чтобы улучшить MSI малых молекул.

Новые матрицы, которые могут улучшить анализ соединений с низким МВт представляют большой интерес в низкомолекулярных MSI. Эти матрицы должны обеспечивать расширение сигналы анализируемого с уменьшением матричных сигналов. В режиме положительных ионов, 2,5-дигидроксибензойной кислоты (DHB) и α-циано-4-гидроксикоричной кислоты (CHCA) являются двумя обычно используемые матрицы MALDI MS для MSI 24 </SUP>. Идеальная матрица бы образуют небольшие кристаллы, с тем чтобы сохранить пространственную локализацию веществ. DHB имеет тенденцию к образованию более крупных кристаллов, поэтому применяя матрица с помощью сублимации был разработан, чтобы частично решить эту проблему, и позволило использование этой матрицы для чувствительной изображений фосфолипидов 22,25. 9-аминоакридина был использован для MSI протонных аналитов в режиме положительных ионов 26 и нуклеотидов и фосфолипидов в отрицательных ионов в режиме 26-29. 2-меркаптобензотиазола было найдено, чтобы дать эффективное обнаружение MALDI липидов 30, и был использован для визуализации мозга мыши ганглиозиды 31. Сверхвысокого разрешения преобразования Фурье ионный циклотронного резонанса (FTICR) масс-спектрометры может несколько смягчить эту проблему путем разрешения анализируемого сигналы от матричных сигналов 32. Другим преимуществом использования FTICR-МС в том, что интенсивность метастабильных кластеров матриц REDUCред 33, что также снижает эти неисправностей 27.

Использование дитранола (дт; 1,8-дигидрокси-9 ,10-dihydroanthracen-9-она), как MALDI матрица для визуализации тканей Ранее сообщалось 34. В этом текущей работы, подробное протокол предназначен для использования DT для MSI эндогенных липидов на поверхности секций крупного рогатого объектив ткани, в режиме положительных ионов.

Protocol

1. Ткань Секционирование Флеш-заморозить выпуск образцов, После уборки урожая, с использованием жидкого азота, грузить их на сухом льду (если требуется доставка), а не хранить их при -80 ° С до ткани срезов. (Если коммерческие образцы используются, убедитесь, что образцы, приготовленн…

Representative Results

Образцы тканей, которые секционные и установлены оттепель на ИТО, покрытых стеклах должны быть неповрежденными, без видимого разрыва. Для многих тканях, прямой ткани оттепель монтажа на Ито покрытием стекло является приемлемым. Для некоторых конкретных тканей, таких как бычий линз?…

Discussion

The most important considerations for successful MALDI MSI are: 1) tissue preparation; 2) matrix choice; 3) matrix application; and 4) data interpretation and analysis. When the sample and the matrix are appropriately prepared, the MS data acquisition is automated. The data analysis from this type of experiment is quite labor-intensive.

Appropriate tissue preparation is crucial for successful MALDI MSI experiments. The source of the tissue and the handling can have a large impact on the final …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to acknowledge Genome Canada and Genome British Columbia for platform funding, and support. We also thank Dr. Carol E. Parker for critical review of the manuscript and editing assistance. CHL also thanks the British Columbia Proteomics Network for support.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Rat Liver Pel-Freez Biologicals 56023-2
Bovine Calf Lens Pel-Freez Biologicals 57114-2 Sample should be decapsulated29 before use
Dithranol (DT) Sigma-Aldrich 10608 MALDI Matrix
α-Cyano-4-hydroxy-cinnamic Acid (CHCA) Sigma-Aldrich 70990 MALDI Matrix
2,5-Dihydroxybenzoic Acid (DHB) Sigma-Aldrich 85707 MALDI Matrix
Reserpine Sigma-Aldrich 83580
Terfenadine Sigma-Aldrich T9652
Formic Acid Sigma-Aldrich 14265
Ammonium Formate Sigma-Aldrich 14266
Ammonium Hydroxide Sigma-Aldrich 320145
Trifluoroacetic Acid (TFA) Sigma-Aldrich 302031
Water Sigma-Aldrich 39253
Methanol Sigma-Aldrich 34860
Acetonitrile Sigma-Aldrich 34967
Ethyl Acetate Sigma-Aldrich 34972
Isopropanol Sigma-Aldrich 34965
Chloroform Sigma-Aldrich 366927
Acetone Sigma-Aldrich 34850
Ethanol Commercial Alcohols 95%
ES Tuning Mix Agilent Technologies G2431A
ITO Coated Glass Slides Hudson Surface Technology PSI1207000 Ensure that samples are placed on the electrically conductive side
Wite-Out Shake-N-Squeeze Correction Pen Bic WOSQP11
Airbrush Sprayer Iwata Eclipse HP-CS
ImagePrep Bruker 249500-LS
MALDI adapter Bruker 235380
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referenzen

  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -. O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808 (2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 – 129, 226-234 (1998).
  46. O’Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -. K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry–looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).

Tags

MALDI ImagingDithranol MatrixFTICR Mass SpectrometryLow-molecular Weight CompoundsEndogenous Lipids
check_url/de/50733?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Diesen Artikel zitieren
Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a Matrix for Matrix Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging on a Fourier Transform Ion Cyclotron Resonance Mass Spectrometer. J. Vis. Exp. (81), e50733, doi:10.3791/50733 (2013).
Zitat herunterladen
Nachdrucke und Berechtigungen

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image