Un modèle murin d'hémorragie sous-arachnoïdienne
Summary
Un modèle de souris standardisée de l'hémorragie sous-arachnoïdienne par intraluminal cercle de Willis perforation est décrit. perforation du navire et méningée saignements sont contrôlés par la surveillance de la pression intracrânienne. En outre différents paramètres vitaux sont enregistrées et contrôlées pour maintenir des conditions physiologiques.
Abstract
Dans cette publication vidéo un modèle de souris standardisée de l'hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) est présenté. Saignement est induite par Cercle endovasculaire de Willis perforation (CWP) et prouvé par la pression intracrânienne (PIC) de surveillance. De ce fait une répartition homogène de sang dans les espaces sous-arachnoïdiens entourant la circulation artérielle et des fissures du cervelet est atteint. Physiologie animale est maintenu par intubation, ventilation mécanique, et la surveillance de divers paramètres physiologiques et cardiovasculaires continue en ligne: la température du corps, la pression artérielle systémique, la fréquence cardiaque et la saturation de l'hémoglobine. De ce fait la pression de perfusion cérébrale peut être surveillé étroitement résultant en un volume variable de moins de sang extravasé. Cela permet une meilleure standardisation des endovasculaire perforation de filament dans les souris et rend l'ensemble du modèle hautement reproductible. Ainsi, il est facilement disponible pour les études pharmacologiques et physiopathologiques de type sauvage et génétiquely modifié souris.
Introduction
SAH est le sous-type de course avec le résultat le moins bénéfique pour les patients: 40% des patients meurent dans le mois suivant le saignement 1 et survivants ont rarement un résultat clinique favorable.
La grande majorité des SEP spontanées (80%) sont causés par la rupture des anévrismes intracrâniens qui sont principalement situés le long de la partie antérieure et artère communicante postérieure, l'artère basilaire, et de l'artère cérébrale moyenne (MCA) 2.
Ces anévrismes sont difficiles à modéliser chez l'animal et par conséquent des modèles animaux de SEP sont effectuées par injection de sang dans l'espace sous-arachnoïdien ventricules cérébraux / ou par perforation endovasculaire d'un vaisseau sous-arachnoïdienne.
Injection de sang autologue dans la grande citerne est facile à réaliser et reproductible que le volume de sang peut être commandé directement 3. Malheureusement, certains aspects de la physiopathologie SEP, par exemple lela lésion du vaisseau, ne peut être modélisée par cette procédure. Une autre approche technique pour l'induction de SAH est l'ouverture d'une veine intracisternale 4.
Toutefois, le CWP intraluminal à la succursale MCA semble être la procédure que les modèles de la physiopathologie chez l'homme le plus étroitement 5. La méthode a été développée et décrite pour la première chez le rat par Bederson et collègues, et en même temps par Veelken et collègues 6,7. Plus tard, le modèle de perforation intraluminal a été adapté aux souris 8,9. Un filament est inséré dans l'artère carotide externe (CEA) et avancé à la base du crâne par l'artère carotide interne (ACI). A l'endroit de la MCA de branchement du filament perfore la cuve et provoque un saignement dans l'espace sous-arachnoïdien de la base du crâne. Le sang distribue ensuite dans l'espace sous-arachnoïdien restant le long des fissures et des vaisseaux sanguins. Saignement est arrêté par la formation de caillots sur le site de perforation, mais rebleedings, which sont souvent préjudiciable chez les patients 10, peuvent se produire. Par conséquent, le modèle de filament endovasculaire est devenu un modèle SAH largement utilisé au cours des dernières années. L'inconvénient le plus souvent mentionné le modèle filament de perforation est que le volume de saignement peut pas être contrôlée directement et peut donc être variable. Cette variabilité peut être significativement réduite par un contrôle strict de la physiologie animale et post-hémorragique ICP.
Les souris ont le grand avantage d'un grand nombre de souches génétiquement modifiées sont disponibles. Toutefois, en raison de leur petite taille les procédures chirurgicales ont tendance à être plus complexe que dans les plus grandes espèces, par exemple les rats ou les lapins. Par conséquent, la mise à l'échelle des techniques développées pour les rats à des souris souvent n'entraîne pas les résultats escomptés, par exemple que les souris ont une des techniques non invasives très limitées de poids de corps et de volume de sang pour la pression sanguine et l'analyse des gaz du sang ainsi que pour la saturation de l'hémoglobine et de la surveillance de la fréquence cardiaquedoivent être appliquées dès que possible. Par conséquent, le but de la présente publication est de décrire le modèle de perforation de filament pour SAH chez les souris et pour montrer comment ce modèle peut être effectuée d'une manière normalisée et hautement reproductible.
Protocol
Representative Results
Discussion
Les options de traitement après HSA sont rares et la plupart du temps inefficaces. Par conséquent, la physiopathologie de lésions cérébrales post-hémorragique doit encore être compris afin d'identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Standardisés et des modèles animaux et reproductibles chez les animaux génétiquement modifiés, à savoir les souris, sont cruciales pour ces enquêtes. Le modèle CWP est devenu un modèle largement utili…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
La recherche actuelle est financé par la Fondation de recherche Solorz-Zak.
Materials
| Equipment | |||
| operation microscope | Leica | KL2500 | |
| isoflurane vaporizer | Harvard Instruments | Continuous Flow Vaporizer | |
| respirator | Hugo Sachs | Minivent 845 | |
| microcapnograph | Hugo Sachs | Type 340 | |
| temperature controller | FHC | DC Temperature Controller | |
| dental drill | Paggen | Labset- N | |
| ICP monitor | Codman | ICP monitor | |
| blood pressure monitor | AD Instruments | Bridge Amp FE221 | |
| syringe pump | World Precision Instruments | SP101IZ | |
| pulsoximeter | Kent Scientific | MouseSTAT | |
| LDF | Perimed | Periflux 5000 | |
| analog data monitor | AD Instruments | Power Lab 16/35 | |
| Material | |||
| cement for ICP probe fixation | Speiko | Carboxylate cement | |
| glue for LDF probe fixation | Bob Smith Industries | Cyanoacrylate glue (Maxi Cure and Insta Set) | |
| venous catheter | Johnson & Johnson | Jelco winged i.v. catheter; REF 4076 | modified intubation tube |
| tubing for femoral catheter | Smiths Medical | Fine Bore Polythene Tubing; ID 0.28 mm OD 0.61 mm; REF 800/100/100 | cut to 30 cm length |
| filament for vessel perforation | Ethicon | Prolene 5-0 | cut to 12 mm length |
| surgical equipment | Fine Scientific Instruments | forceps medical #5, vessel scissors 8 cm, microclip 4 mm jaw |
Referenzen
- Cahill, J., Zhang, J. H. Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction. Stroke. 40, 86-87 (2009).
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369, 306-318 (2007).
- Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).
- Altay, T., et al. A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice. J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).
- Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26, 1086-1091 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26, 1279-1283 (1995).
- Kamii, H., et al. Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase. Stroke. 30, 867-871 (1999).
- Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).
- Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage. Stroke. 25, 1342-1347 (1994).
- Thal, S. C., Plesnila, N. Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice. J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).
- Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5 (2012).
- Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?. Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).
- Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model. J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).
- Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage. Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).
