Mesure de la fonction respiratoire chez la souris utilisant effrénée pléthysmographie corps entier
Summary
L'évaluation de la physiologie respiratoire a traditionnellement compté sur des techniques, qui nécessitent une contention ou sédation de l'animal. Effrénée pléthysmographie corps entier, cependant, fournit une analyse précise et non invasive, quantitative de physiologie respiratoire dans des modèles animaux. En outre, la technique permet une évaluation répétée de souris respiratoire permettant d'études longitudinales.
Abstract
Dysfonctionnement respiratoire est l'une des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde et les taux de mortalité continuent d'augmenter. L'évaluation quantitative de la fonction pulmonaire chez les rongeurs est un outil important dans le développement de futures thérapies. Communément utilisé des techniques pour évaluer la fonction respiratoire, y compris pléthysmographie invasive et oscillation forcée. Bien que ces techniques fournissent des informations précieuses, la collecte de données peut être lourde avec des objets et de la variabilité expérimentale en raison de la nécessité d'une anesthésie et / ou instrumentation invasive de l'animal. En revanche, sans retenue pléthysmographie corps entier (UWBP) offre un moyen quantitatif précis, non invasif qui pour analyser les paramètres respiratoires. Cette technique permet d'éviter l'utilisation de dispositifs de retenue et l'anesthésie, qui est commun aux techniques traditionnelles de pléthysmographie. Cette vidéo montrera la procédure UWBP y compris l'équipement mis en place, l'étalonnage et les poumons fonction enregistrement. Ilexpliquera comment analyser les données recueillies, ainsi que d'identifier les valeurs aberrantes expérimentales et des objets qui résulte de mouvements d'animaux. Les paramètres respiratoires obtenus en utilisant cette technique comprennent le volume courant, le volume minute, le rapport cyclique inspiratoire, le débit inspiratoire et le rapport du temps d'inspiration au temps d'expiration. UWBP ne repose pas sur des compétences spécialisées et est peu coûteux. Une caractéristique clé de UWBP, et plus attrayant pour les utilisateurs potentiels, est la possibilité d'effectuer des mesures répétées de la fonction pulmonaire sur le même animal.
Introduction
Dysfonction du poumon est l'une des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde. La condition est caractérisée par l'échange d'oxygène insuffisante, synonyme de la toux, des douleurs thoraciques et dyspnée. Les maladies respiratoires pour ~ 10% de mortalité dans le monde 1. Selon l'Organisation mondiale de la santé, les taux de mortalité vont augmenter à cause du tabagisme persistant, la pollution et les irritants au travail. UWBP est un complément utile pour l'étude de la physiologie du poumon, qui complète fortement biochimique traditionnelle et analyse histologique 2. D'autres procédures utilisées pour l'évaluation du poumon ne fournissent pas les mêmes avantages que UWBP. Pléthysmographie invasive est une technique couramment utilisée qui exige que l'animal soit anesthésié 3,4 et donc, des mesures respiratoires résultant ne sont pas nécessairement le reflet d'un état naturel. En outre, l'exigence de ventilation et chimiques défis mécaniques n'empêche mesures futures 3,4.Une autre méthode de collecte de données respiratoire est en oscillation forcée, qui est plus sensible aux changements dans les plus fins par rapport aux paramètres respiratoires UWBP 5. Oscillation forcée est, cependant, une technique invasive et nécessite résiliation animal pour la collecte de données 5-7.
UWBP consiste à placer un animal à l'intérieur d'une chambre spécialisée. Pendant l'inspiration, la marée air est réchauffé et humidifié à l'intérieur des poumons de plus en plus la pression de vapeur d'eau et provoque la dilatation thermique de gaz 8. Cet effet provoque une variation nette de la quantité d'air créant une augmentation de pression dans la chambre de pléthysmographe 8. L'inverse se produit lors de l'expiration créer une forme d'onde respiratoire à partir de l'animal. analyse de forme d'onde est ensuite utilisé pour mesurer à partir de la trace respiratoire: fréquence respiratoire (respirations / min), le temps de cycle de la respiration totale (s), d'inspiration / heure d'expiration (Ti / Te, sec) et les variations de pression dues à chaque volume courant (P T). <strong> Figure 1 illustre chaque origine des mesures à partir d'une trace respiratoire. Ces mesures sont simples à calculer les paramètres respiratoires et multiples peuvent être dérivés à partir de ces mesures. Ces paramètres sont les suivants: volume courant (le volume d'air déplacé entre l'inhalation normale et l'expiration), le volume minute (volume de gaz inhalé par les poumons par minute), le rapport cyclique inspiratoire (le pourcentage de temps d'inspiration pour la durée totale du cycle de la respiration) et débit inspiratoire (la quantité d'air inspiré dans un temps donné).
UWBP fournit une analyse précise et non invasive, quantitative de physiologie respiratoire chez des modèles animaux et peut être utilisé pour mesurer la progression de la maladie des voies respiratoires et des poumons 6,9. Contrairement à d'autres techniques de pléthysmographie, UWBP évite l'utilisation de l'anesthésie, les restrictions et les manipulations invasives qui produisent des artefacts et expérimentale variabilité 6,9. Anesthésie peut supprimer la respiration,modifier le rythme cardiaque et peut être difficile à régler 10. Restrictions induisent une augmentation de la respiration due à un stress supplémentaire via la corticostérone et l'adrénaline libèrent 11,13. La principale caractéristique de UWBP est répété évaluation physiologique rendant prêtent à des études longitudinales. UWBP est fortement recommandé pour l'évaluation longitudinale de la physiologie du poumon et offre une compétence précieuse pour l'avenir de l'évaluation des médicaments respiratoires.
Bléomycine, l'ovalbumine et l'hypoxie ont été utilisés pour induire défis respiratoires dans plusieurs études et UWBP a réussi à mesurer poumon précis évaluation physiologique 7,9,13-16. Le protocole décrit est conçu pour les souris de laboratoire adulte standard. Cependant, UWBP a été adaptée à d'autres animaux tels que les rats, les cobayes et les primates non humains de 17 à 20. UWBP ne se limite pas seulement à l'évaluation de la dysfonction pulmonaire mais a également été utilisée pour l'évaluation de la maturation pulmonaire 3.La polyvalence, la simplicité et la reproductibilité des UWBP ont établi une excellente technique pour l'évaluation de la fonction pulmonaire chez les animaux. Divers logiciels (voir matériaux et la table de l'équipement) sera tenu de suivre cette procédure. Un scientifique expérimenté serait en mesure d'effectuer ce protocole avec une souris dans 1 heure.
Protocol
Representative Results
Discussion
La technique décrite ici est une méthode non-invasive pour l'évaluation des paramètres respiratoires des souris effrénés et non anesthésiés. Les points forts de ce protocole sont sa simplicité et de précision pour mesurer la fonction pulmonaire longitudinalement avec des objets minimaux. Il ya, cependant, des limitations et des étapes critiques à noter à propos de la procédure. Tout d'abord et surtout, la souris doit rester calme dans la chambre pour un minimum de cinq secondes. Stress supplémenta…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We would like to thank Prof David Walker for his technical advice and provision of equipment in the development of this technique. This work is supported by the Victorian Government’s Operational Infrastructure Support Program. This work was partly supported by the Victorian Government’s Operational Infrastructure Support Program.
Materials
| LabChart 7 software (for Macintosh) | ADINSTRUMENTS | MLU60/7 | used in protocol step 4 |
| PowerLab 8/30 (model ML870) | ADINSTRUMENTS | PL3508 | |
| Octal Bridge Amp (model ML228) | ADINSTRUMENTS | FE228 | |
| Black BNC to BNC cable (1m) | ADINSTRUMENTS | MLAC01 | |
| Macintosh OS | Apple Inc. | – | Mac OS X 10.4 or later |
| Surgipack Digital Rectal Thermometer | Vega Technologies | MT-918 | |
| Grass volumeteric pressure transducer PT5A | Grass Instruments Co. | Model number PT5A; serial No. L302P4. | |
| 1ml Syringe | Becton Dickinson (BD) | 309628 | |
| 5ml serological syringe pipettes | Greiner Bio One | 606160 | Connected via plastic tubing |
| Balance/Scales | VWR International, Pty Ltd | SHIMAUW220D | Any weighing balance with of 0.1 gram resolution |
| HM40 Humidity & temperature meter | Vaisala | HM40A1AB | |
| Barometer | Barometer World | 1586 | |
| Laboratory tubing | Dow Corning | 508-101 | Used to connect water column to the syringe and pressure transducer |
| Cylindrical Perspex Chamber | Dynalab Corp. | Custom built cylindrical chamber with internal dimensions as follows: 50mm(w) x 1500mm(l). There are two lids for each side, with dimensions 80mm(l) x 80mm(w). Each lid has a 60mm wide circular hole cut on the face of the lid 50mm deep. This allows the chamber to fit into the lid. A rubber ring is fitted around each hole of the lid where the chamber will fit. For attachment of syringe and pressure transducer, the openings are 5mm in diameter. For attachment of humidity probe, the openings are 25mm in diameter. | |
| 80% Ethanol (4L) | VWR International, Pty Ltd | BDH1162-4LP |
Referenzen
- . . World Health Organization, World Health Statistics. , (2008).
- Jones, C. V., et al. M2 macrophage polarization is associated with alveolar formation during postnatal lung development. Respir. Res. 14 (41), 14-41 (2013).
- Campbell, E., et al. Stem cell factor-induced airway hyperreactivity in allergic and normal mice. Am. J. Pathol. 154 (4), 1259-1265 (1999).
- Card, J. W., et al. Cyclooxygenase-2 deficiency exacerbates bleomycin-induced lung dysfunction but not fibrosis. Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. 37 (3), 300-308 (2007).
- Berndt, A., et al. Comparison of unrestrained plethysmography and forced oscillation for identifying genetic variability of airway responsiveness in inbred mice. Physiol. Genomics. 43 (1), 1-11 (2011).
- Flandre, T., et al. Effect of somatic growth, strain, and sex on double-chamber plethysmographic respiratory function values in healthy mice. J. Appl. Physiol. 94 (3), 1129-1136 (2003).
- Petak, F., et al. Hyperoxia-induced changes in mouse lung mechanics: forced oscillations vs. barometric plethysmography. J. Appl. Physiol. 90 (6), 2221-2230 (2001).
- Drorbaugh, J. E., Fenn, W. O. A barometric method for measuring ventilation in newborn infants. Pediatrics. 16 (1), 81-87 (1955).
- Milton, P. L., Dickinson, H., Jenkin, G., Lim, R. Assessment of respiratory physiology of C57BL/6 mice following bleomycin administration using barometric plethysmography. Respiration. 83 (3), 253-266 (2012).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53 (1), 55-69 (2012).
- Hildebrandt, I., et al. Anesthesia and other considerations for in vivo imaging of small animals. ILAR J. 49 (1), 17-26 (2008).
- Meijer, M. K., et al. Effect of restraint and injection methods on heart rate and body temperature in mice. Lab Anim. 40, 382-391 (2006).
- Hamelmann, E., et al. Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156 (3), 766-775 (1997).
- Lim, R., et al. Human mesenchymal stem cells reduce lung injury in immunocompromised mice but not in immunocompetent mice. Respiration. 85 (4), 332-341 (2013).
- Murphy, S., et al. Human amnion epithelial cells prevent Bleomycin-induced lung injury and preserve lung function. Cell Transplant. 20, 909-923 (2011).
- Murphy, S., et al. Human amnion epithelial cells do not abrogate pulmonary fibrosis in mice with impaired macrophage function. Cell Transplant. 21 (7), 1477-1492 (2012).
- Wichers, L. B., et al. A method for exposing rodents to resuspended particles using whole-body plethysmography. Part. Fibre Toxicol. 13 (12), (2006).
- Chong, B. T. Y., et al. Measurement of bronchoconstriction using whole-body plethysmograph: comparison of freely moving versus restrained guinea pigs. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 39 (3), 163-168 (1998).
- Lizuka, H., et al. Measurement of respiratory function using whole-body plethysmography in unanesthetized and unrestrained nonhuman primates. J. Toxicol. Sci. 35 (6), 863-870 (2010).
- McGregor, H., et al. The effect of prenatal exposure to carbon monoxide on breathing and growth of the newborn guinea pig. Pediatr. Res. 43, 126-131 (1998).
- Lundblad, L., et al. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
- Bartlett, D., Tenney, S. M. Control of breathing in experimental anemia. Respir. Physiol. 10 (3), 384-395 (1970).
- Malan, A. Ventilation measured by body plethysmography in hibernating mammals and in poiiulotherms. Respir. Physiol. 17 (1), 32-44 (1973).
- Seifert, E. L., Mortola, J. P. The circadian pattern of breathing in conscious adult rats. Respir. Physiol. 129 (3), 297-305 (2002).
- DuBois, A. B., et al. A new method for measuring airway resistance in man using a body plethysmograph: Values in normal subject and in patients with respiratory disease. J. Clin. Invest. 35 (3), 327-335 (1956).
- Enhorning, G., et al. Whole-body plethysmography, does it measure tidal volume of small animals. Can. J. Physiol. Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).
- Zhang, Q., et al. Does unrestrained single-chamber plethysmography provide a valid assessment of airway responsiveness in allergic BALB/c mice. Respir. Res. 10 (61), (2009).
