振動圧力潅流装置内のラット肝臓の脱細胞化のための手順
Summary
The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.
Abstract
Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent liver decellularization have already been published. We aimed to improve the decellularization process by construction of a proprietary perfusion device enabling selective perfusion via the portal vein and/or the hepatic artery. Furthermore, we sought to perform perfusion under oscillating surrounding pressure conditions to improve the homogeneity of decellularization. The homogeneity of perfusion decellularization has been an underestimated factor to date. During decellularization, areas within the organ that are poorly perfused may still contain cells, whereas the extracellular matrix (ECM) in well-perfused areas may already be affected by alkaline detergents. Oscillating pressure changes can mimic the intraabdominal pressure changes that occur during respiration to optimize microperfusion inside the liver. In the study presented here, decellularized rat liver matrices were analyzed by histological staining, DNA content analysis and corrosion casting. Perfusion via the hepatic artery showed more homogenous results than portal venous perfusion did. The application of oscillating pressure conditions improved the effectiveness of perfusion decellularization. Livers perfused via the hepatic artery and under oscillating pressure conditions showed the best results. The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.
Introduction
脱細胞化および再細胞化は、in vitro 1 における機能性、移植臓器の生成を可能にすることができます。器官からの細胞および抗原性物質（ 例えば 、DNA、α-GALエピトープ）を除去することにより、以下の非免疫原性細胞外マトリックス（ECM）を得ることができます。この行列は、臓器の三次元ミクロ解剖学を節約し、別の、おそらく異種起源2の細胞を用いた再増殖のための理想的なバイオマトリックスとして機能することができます。このように、脱細胞化ラット肝臓マトリックスは、ヒト肝細胞で再増殖することができます。このヒト化マイクロ肝臓疾患の研究のために（ 例えば 、先天性代謝性疾患、ウイルス性疾患または悪性腫瘍）または前臨床医薬品試験3のためのex vivoでのモデルとして役立つことができます。
ラット肝灌流脱細胞化するためのいくつかの異なるプロトコルは、すでに4-13を公開されています。すべてのプロトコルでは、decellular化は、カニューレを挿入し、門脈を介してアルカリイオン性または非イオン性界面活性剤の灌流によって達成されました。我々の知る限り、我々は門脈および/ またはラットの肝動脈14を介して選択的灌流によりラット肝脱細胞化を報告する最初のグループでした。肝臓内の異なる血管系の選択的灌流を有効にすると、よりよい脱細胞化した結果を可能にして、さらに、細胞再生に重要な役割を果たしている可能性があります。
ここで詳細な研究では、肝臓は、振動圧力条件下で灌流を可能にする、カスタムメイドの独自の灌流装置で灌流しました。これらの圧力条件は、肝臓の生理的な呼吸器依存灌流を模倣する： その場で 、肝臓は動き、呼吸時の肝灌流に直接影響を与え、振動板のコピュラの下でハングアップします。インスピレーションは、具体的に最適化し、肝臓の振動板と絞りの低下につながります肝静脈流出が、一方、有効期限は、肝臓の上昇とポータル静脈流入15を最適化するために、腹腔内圧の低下につながります。
私たちの目的は、振動圧力条件は、ex vivoでの腹腔内条件を模倣することによって、ラット肝灌流脱細胞化の均一性に影響を与えるかどうかを評価することでした。脱細胞化プロセスの均一性は灌流脱細胞化で過小評価要因になることがあります。 ECMに肝臓の脱細胞化の原因の変更のために使用されるすべての知られている薬剤。他の領域がすでに完全に脱細胞化されているのに対し、乏しい灌流領域の細胞は、ECM内に残ります。残りの細胞を溶解するために、灌流期間または圧力が十分に灌流領域に複数の変化を引き起こし、上昇する必要があります。このように、脱細胞化のための界面活性剤は、臓器内に均一に分布されるべきです。
Protocol
Representative Results
Discussion
ラット肝収穫と脱細胞化のための提示の技術を容易に再現可能であるが、考慮すべき特定の重要なステップがあります：
それは血液凝固を活性化し、肝臓内の血栓形成につながる可能性があるため、肝臓収穫の準備中に、重度の出血を回避することが重要です。私どもの意見では、門脈を介して灌流の間、肝動脈を介して血液流入を回避するために、門脈のカニューレ?…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors would like to gratefully thank Steffen Lippert, Khalid Aliyev, Korinna Jöhrens and Katharina Struecker for their help during this project.
Materials
| Self built arterial cannula | |||
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/100 | 0,28mm ID 0,61mm OD |
| Portex Non Sterile Polyethene Tubing | SIMS Portex | REF 800/110/200 | 0,58mm ID 0,96m OD |
| Venodrop Safe butterfly catheter | Fresenius Kabi | 3275851 | 21 G |
| portal vein cannula | |||
| Periphereal Venous Catheter | BD | 393224 | BD Venflon Pro 20G |
| three-way stopcock | smiths medical | 888-101RE | |
| surgery | |||
| Cotton Sticks | Hecht-Assistent | 4302 | |
| Cotton Pads | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | 13H118-03 | |
| Gauze Bandage | Hubei Haige Medical Instruments | 14388 | |
| Ringer Solution | Fresenius Kabi | 13 HKP022 | 1000ml |
| 10ml Syringe | Braun | 4606108V | 10ml/ Luer Solo |
| 5ml Syringe | Braun | 4606061V | 5ml /Luer Solo |
| Suture (Silk 6/0) | Resorba | H1F | LOT 105001.81 |
| medical drape | Shaoxing Zhengde Surgical dressing | D0613011 | |
| surgical instruments | |||
| needle holder | Geuder | 17570 | |
| micro-forceps | Inox-Electronic | 91150-20 | |
| micro-scissors | Martin | 11-740-11 | |
| micro-forceps | S&T | 112314 | |
| Clamp | Aesculap | BH111R | |
| scissors | F S T | 14501-14 | |
| surgical forceps | Aesculap | BD 557 | |
| Decellularisation | |||
| Respirator | Resmed | 14.24.11.0004 | SmartAIR ST |
| Perfusion Device | Charite, medical engineering laboratory | custome-made device | decellularisation device |
| peristaltic pump ismatec reglo ICC | IDEX | ISM4408 | 4-channel |
| heidelberger extension 75 cm | Fresenius Kabi | 2873 | 75 cm |
| MS/CA pump-segment | IDEX | IS 3510 | MS/CA/click'n'go/POM-C |
| CA 2-stopper tube | Pharmed | BPT NSF-51 | |
| bubble trap | custome-made item | ||
| Luer Lock hose connector | Neolab | No. 02-1887 | |
| Detergents | |||
| SDS pellets | Carl Roth | CN30.4 | 2,5 kg |
| Triton X-100 | Carl Roth | 3051.1 | 10l |
| PBS | Gibco | 14190-094 | DPBS |
| staining | |||
| Eosin 1% | Morphisto | 10177 | |
| Mayer hematoxylin | AppliChem | A4840 | |
| gomori staining | Morphisto | 11104 | |
| AlcainBlue-PAS staining | Morphisto | 11388 | |
| Direct Red 80 | Sigma Aldrich | 365548 |
Referenzen
- Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
- Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
- Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. , (2013).
- Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
- Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
- Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
- Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
- Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
- Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
- De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
- Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
- Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. , (2012).
- Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
- Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. , (2014).
- Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. , (2014).
