Valutazione sistematica del benessere nei topi per procedure usando l'anestesia generale
Summary
Abbiamo sviluppato un protocollo per valutare il benessere nei topi durante le procedure di anestesia generale. Una serie di parametri comportamentali che indicano livelli di benessere così come metaboliti di glucocorticoidi sono stati analizzati. Il protocollo può servire come un generale di aiuti per stimare il grado di gravità in modo scientifico, animale-centrato.
Abstract
In armonia con il 3R principio (sostituzione, riduzione e perfezionamento) sviluppato da Russel e Burch, ricerca scientifica dovrebbe utilizzare alternative alla sperimentazione animale quando possibile. Quando non c’è alcuna alternativa alla sperimentazione animale, il numero totale di animali da laboratorio utilizzato dovrebbe essere il minimo necessario per ottenere dati importanti. Inoltre, misure di raffinatezza appropriato devono essere applicati per ridurre al minimo dolore, sofferenza e angoscia che accompagna la procedura sperimentale. Le categorie utilizzate per classificare il grado di dolore, sofferenza e angoscia sono non-recupero, lieve, moderata o grave (direttiva europea 2010/63). Per determinare quali categorie applicano nei singoli casi, è fondamentale utilizzare strumenti scientificamente.
Il protocollo di bene-essere-valutazione qui presentato è progettato per le procedure durante la quale viene utilizzata l’anestesia generale. Il protocollo si concentra sui comportamenti di attività, il Mouse smorfia scala e lusso di gabbia a casa come scavare e nido costruzione comportamento come indicatori di benessere. Utilizza anche il paradigma esplorativo gratuito per il comportamento di relazione con l’ansia di tratto. Metaboliti di corticosterone fecale come indicatori di stress acuto sono misurati durante il periodo post-anestetico-24h.
Il protocollo fornisce informazioni scientificamente solide sul benessere dei topi dopo l’anestesia generale. Grazie alla sua semplicità, il protocollo può essere facilmente adattato e integrato in un studio previsto. Anche se non fornisce una scala per classificare l’afflizione in categorie secondo la direttiva europea 2010/63, può aiutare i ricercatori stimare il grado di gravità di una procedura utilizzando i dati scientificamente validi. Fornisce un modo per migliorare la valutazione del benessere in maniera scientifica, animale-centrato.
Introduction
Direttiva 2010/63 UE1 prevede che il principio di 3R (sostituzione, riduzione, raffinatezza) sviluppato da Russel e Burch2 deve essere applicato ogni volta che la sperimentazione animale è necessario. L’obiettivo finale della direttiva UE è quello di eliminare gradualmente tutti i test sugli animali, ma la direttiva riconosce che, per il momento, alcuni esperimenti sugli animali sono ancora necessari per condurre una ricerca che proteggerà la salute umana e animale. Così, se un esperimento sugli animali non può essere sostituito da alcun metodo alternativo, solo il numero minimo di animali da laboratorio deve essere utilizzato per ottenere risultati affidabili. Inoltre, la quantità di dolore, sofferenza e angoscia che accompagna le procedure sperimentali deve essere minimizzata mediante misure adeguate raffinatezza. Direttiva 2010/63 UE stabilisce che la gravità di una procedura deve essere classificata prospetticamente come mancato recupero, lieve, moderata o grave1. Come classificazione della gravità è deciso caso per caso, è importante disporre di strumenti scientificamente validi per valutare la gravità di una determinata procedura.
Schede di punteggio come proposto dalla Morton e Griffith3 sono uno strumento essenziale nel rilevare eventuali deviazioni dal normale stato, compresi gli effetti negativi sul benessere4. Il Punteggio dei fogli vengono utilizzato per determinare in modo retrospettivo dolore, sofferenza, e afflizione causata da un esperimento e concentrarsi su cambiamenti visibili nello stato fisico del singolo animale (ad es., peso corporeo, pelliccia, andatura). Anche se, allegato VIII della direttiva 2010/63 fornisce esempi di ciascuna categoria di gravità, i ricercatori ancora mancanza strumenti per stimare il livello di gravità di una data procedura utilizzando scientificamente basano dati.
L’assenza di indicatori che mostrano benessere negativo non è l’unico modo per determinare lo stato dell’animale; la presenza di indicatori che punta al benessere positivo è anche importante5,6,7,8. Ad esempio, animali visualizzare comportamenti di lusso come scavare e comportamento di costruzione del nido solo quando sono soddisfatte tutte le loro necessità essenziali. Se il benessere è ridotto, i comportamenti di lusso sono i primi a declinare5,7. Protocolli da utilizzare nella valutazione benessere dovrebbero includere indicatori indicando il fisico, fisiologico/biochimici e stati psicologici degli animali al fine di valutare il proprio benessere in un modo dettagliato e completo9.
Nel contesto di raffinatezza, un protocollo è stato sviluppato per soddisfare tali requisiti e valutare gli effetti di una procedura che coinvolge l’anestesia generale sul benessere di topi10. Allo stesso tempo, l’obiettivo era di ridurre al minimo qualsiasi ulteriore stress per consentire la facile integrazione del protocollo in un dato esperimento. Il protocollo ritiene burrowing comportamento, il comportamento di gabbia a casa come attività, assunzione di cibo e nidificazione e comportamento di relazione con l’ansia di tratto. Inoltre, include il Mouse smorfia scala (MGS) e l’analisi non invasiva dei metaboliti di corticosterone nelle feci. Il protocollo è progettato per facilitare la valutazione del benessere in maniera scientifica e animale-centrato e a fornire informazioni sul benessere che supporta la classificazione del grado di gravità. Oltre al Punteggio dei fogli, può fornire informazioni utili per la classificazione della gravità di una procedura. Come il protocollo è facile da realizzare e non richiede ampia dotazione, può essere integrato in un esperimento in corso senza influenzare i risultati di uno studio. Va notato che la ricerca animale: Reporting di In Vivo esperimenti (arrivo) orientamento11 deve essere osservata in tutti gli studi che coinvolgono gli esperimenti sugli animali, con l’obiettivo di migliorare la progettazione, analisi e reporting.
Protocol
Representative Results
Discussion
Il protocollo è stato originariamente sviluppato per valutare il benessere dei topi C57BL/6JRj che hanno ricevuto una sola anestesia o anestesia ripetuta isoflurano. I risultati confermano che prove di comportamenti di lusso, nonché altre misure (ad es. il paradigma esplorativo gratuito, MGS, ingestione di cibo scavatori) erano metodi sensibili per valutare il benessere. L’anestesia ripetuta isoflurano causato effetti a breve termine sul comportamento di relazione con l’ansia di tratto, MGS e comportamento sca…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Grazie a Sabine Jacobs per assistere con la raccolta del campione, Edith Klobetz-Rassam per analisi di FCM, PD Dr. med. vet. habil. Roswitha Merle per assistere con analisi statistica e Wiebke Gentner per la correzione del manoscritto. Lo studio è parte della piattaforma di ricerca di Berlino-Brandenburg BB3R (www.bb3r.de) ed è stato finanziato dal Ministero federale tedesco dell’istruzione e della ricerca (concessione numero: 031A262A) (www.bmbf.de/en/index.html).
Materials
| Isofluran | CP-Pharma Handelsgesellschaft mbH | 1214 | |
| InfraMot – Sensore Units | TSE Systems | 302015-SENS | |
| InfraMot – Control Units | TSE Systems | 302015-C/16 | |
| InfraMot – Software | TSE Systems | 302015-S | |
| Nestlet N | Ancare – Plexx | NES3600 | |
| Camera EOS 350D | Canon |
Referenzen
- 2010 EU. Directive 2010/63/EU. Official Journal of the European Union. , (2010).
- Russell, W. M. S., Burch, R. . The principles of humane experimental technique. , (1959).
- Morton, D. B., Griffiths, P. H. Guidelines on the recognition of pain, distress and discomfort in experimental animals and an hypothesis for assessment. Vet Rec. 116 (16), 431-436 (1985).
- Bugnon, P., Heimann, M., Thallmair, M. What the literature tells us about score sheet design. Lab Anim. 50 (6), 414-417 (2016).
- Boissy, A., et al. Assessment of positive emotions in animals to improve their welfare. Physiol Behav. 92 (3), 375-397 (2007).
- Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC Vet Res. 3, 16 (2007).
- Jirkof, P. Burrowing and nest building behavior as indicators of well-being in mice. J Neurosci Methods. 234, 139-146 (2014).
- Jirkof, P., et al. Burrowing behavior as an indicator of post-laparotomy pain in mice. Front Behav Neurosci. 4, 165 (2010).
- Hawkins, P., et al. A guide to defining and implementing protocols for the welfare assessment of laboratory animals: eleventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Lab Anim. 45 (1), 1-13 (2011).
- Hohlbaum, K., Bert, B., Dietze, S., Palme, R., Fink, H., Thöne-Reineke, C. Severity classification of repeated isoflurane anesthesia in C57BL/6JRj mice-Assessing the degree of distress. PLoS ONE. 12 (6), e0179588 (2017).
- Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 8 (6), e1000412 (2010).
- Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat Methods. 7 (10), 825-826 (2010).
- Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
- Deacon, R. M. Assessing nest building in mice. Nat Protoc. 1 (3), 1117-1119 (2006).
- Deacon, R. M., Raley, J. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Burrowing into prion disease. Neuroreport. 12 (9), 2053-2057 (2001).
- Deacon, R. M. Burrowing in rodents: a sensitive method for detecting behavioral dysfunction. Nat Protoc. 1 (1), 118-121 (2006).
- Palme, R., Touma, C., Arias, N., Dominchin, M. F., Lepschy, M. Steroid extraction: get the best out of faecal samples. Wien Tierarz Monats. 100 (9-10), 238-246 (2013).
- Touma, C., Palme, R., Sachser, N. Analyzing corticosterone metabolites in fecal samples of mice: a noninvasive technique to monitor stress hormones. Horm Behav. 45 (1), 10-22 (2004).
- Touma, C., Sachser, N., Mostl, E., Palme, R. Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice. Gen Comp Endocrinol. 130 (3), 267-278 (2003).
- Bert, B., Schmidt, N., Voigt, J. P., Fink, H., Rex, A. Evaluation of cage leaving behaviour in rats as a free choice paradigm. J Pharmacol Toxicol Methods. 68 (2), 240-249 (2013).
- Lister, R. G. Ethologically-based animal models of anxiety disorders. Pharmacol Ther. 46 (3), 321-340 (1990).
- Belzung, C., Berton, F. Further pharmacological validation of the BALB/c neophobia in the free exploratory paradigm as an animal model of trait anxiety. Behav Pharmacol. 8 (6-7), 541-548 (1997).
- Finlayson, K., Lampe, J. F., Hintze, S., Wurbel, H., Melotti, L. Facial indicators of positive emotions in rats. PLoS ONE. 11 (11), e0166446 (2016).
- Miller, A., Kitson, G., Skalkoyannis, B., Leach, M. The effect of isoflurane anaesthesia and buprenorphine on the mouse grimace scale and behaviour in CBA and DBA/2 mice. Appl Anim Behav Sci. 172, 58-62 (2015).
- Miller, A. L., Golledge, H. D., Leach, M. C. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS ONE. 11 (11), e0166652 (2016).
- Deacon, R. Assessing burrowing, nest construction, and hoarding in mice. J Vis Exp. (59), e2607 (2012).
- Felton, L. M., Cunningham, C., Rankine, E. L., Waters, S., Boche, D., Perry, V. H. MCP-1 and murine prion disease: separation of early behavioural dysfunction from overt clinical disease. Neurobiol Dis. 20 (2), 283-295 (2005).
- Deacon, R. M., Croucher, A., Rawlins, J. N. Hippocampal cytotoxic lesion effects on species-typical behaviours in mice. Behav Brain Res. 132 (2), 203-213 (2002).
- Filali, M., Lalonde, R., Rivest, S. Subchronic memantine administration on spatial learning, exploratory activity, and nest-building in an APP/PS1 mouse model of Alzheimer’s disease. Neuropharmacology. 60 (6), 930-936 (2011).
- Guenther, K., Deacon, R. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Early behavioural changes in scrapie-affected mice and the influence of dapsone. Eur J Neurosci. 14 (2), 401-409 (2001).
- Deacon, R. M., Reisel, D., Perry, V. H., Nicholas, J., Rawlins, P. Hippocampal scrapie infection impairs operant DRL performance in mice. Behav Brain Res. 157 (1), 99-105 (2005).
- Jirkof, P., et al. Assessment of postsurgical distress and pain in laboratory mice by nest complexity scoring. Lab Anim. 47 (3), 153-161 (2013).
- Atanasov, N. A., Sargent, J. L., Parmigiani, J. P., Palme, R., Diggs, H. E. Characterization of train-induced vibration and its effect on fecal corticosterone metabolites in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 737-744 (2015).
- Voigt, C. C., et al. Hormonal stress response of laboratory mice to conventional and minimally invasive bleeding techniques. Anim Welf. 22 (4), 449-455 (2013).
- Walker, M. K., et al. A less stressful alternative to oral gavage for pharmacological and toxicological studies in mice. Toxicol Appl Pharmacol. 260 (1), 65-69 (2012).
- Miyashita, T., et al. Social stress increases biopyrrins, oxidative metabolites of bilirubin, in mouse urine. Biochem Biophys Res Commun. 349 (2), 775-780 (2006).
- Bains, R. S., et al. Analysis of individual mouse activity in group housed animals of different inbred strains using a novel automated home cage analysis system. Front Behav Neurosci. 10 (106), (2016).
- Saibaba, P., Sales, G. D., Stodulski, G., Hau, J. Behaviour of rats in their home cages: daytime variations and effects of routine husbandry procedures analysed by time sampling techniques. Lab Anim. 30 (1), 13-21 (1996).
