Processus de moulage humide-filage à base de gélatine pour la régénération des tissus
Summary
Nous avons développé et décrire un protocole basé sur le concept de filage humide, pour la construction des biomatériaux axée sur la gélatine utilisée pour l’application de l’ingénierie tissulaire.
Abstract
Cet article présente une méthode peu coûteuse pour fabriquer la gélatine, comme un polymère naturel, en fibres monofilament ou toute autre forme appropriée. Par le biais de l’humide méthode de filature, fibres de gélatine sont produits par extrusion lisse dans un milieu approprié de coagulation. Pour augmenter la surface fonctionnelle de ces fibres de gélatine et de leur capacité à imiter les caractéristiques des tissus, la gélatine peut être moulé en forme de tube en se référant à ce concept. Examinés par des essais in vitro et in vivo, les tubes de gélatine démontrent un grand potentiel d’application en génie tissulaire. Agissant comme un matériau de remplissage approprié gap, gélatine tubes peuvent être utilisés pour remplacer les tissus dans la zone endommagée (par exemple, dans le système nerveux ou cardiovasculaire), ainsi que pour favoriser la régénération en fournissant un remplacement direct des cellules souches et des circuits neuronaux. Ce protocole prévoit une procédure détaillée pour la création d’un biomatériau basé sur un polymère naturel, et sa mise en œuvre devrait grandement favoriser le développement de polymères naturels corrélatives, permettant de réaliser des stratégies de régénération des tissus.
Introduction
Le dernier développement dans la régénération des tissus implique l’application de l’ingénierie tissulaire, ce qui représente un défi pour l’amélioration de nouvelles stratégies thérapeutiques dans les traitements médicaux. Par exemple, le potentiel limité de régénération du système nerveux, suivant les blessures ou les maladies, pose un problème de santé important dans le monde entier. En raison de la complexité des processus physiopathologiques associés au système nerveux, l’utilisation d’autogreffe traditionnelle ou la mise en œuvre de la chirurgie de stabilisation a été démontré d’offrir des avantages dans les résultats fonctionnels, mais il n’y a aucune preuve solide pour les effets de fixation vertébrale chirurgie1,2. Le tissu à la zone endommagée est perdu et remplacé par des astrocytes induit hypertrophically3, formant éventuellement une cicatrice gliale dense4,5. Cette matrice agit comme une barrière que bloque la récupération du nerf fonctionne6,7 et est, ainsi, grandement entrave la régénération. Donc, un matériau d’écart de remplissage approprié devrait empêcher la perte de tissus et de réduire la formation du tissu conjonctif, associée à cicatrice en maintenant l’intégrité de la zone endommagée, ainsi qu’en fournissant le remplacement direct des cellules neuronales et circuits pour promouvoir la régénération axonale.
Biomatériaux polymériques ont été préféré comme échafaudages pour la thérapie de régénération des tissus, basée sur la régulation des cellules ou axone comportement et tissu la progression grâce à l’appui naturel de la matrice extracellulaire (mec). Le format de la fibre est communément considéré comme un bloc de construction pour différents matériaux, en raison de sa structure de dimension8. Les fibres peuvent généralement être obtenus par extrusion de fonte ou humide filature méthode ; Cependant, la grande taille et le coût de l’équipement et de la difficulté à effectuer ces méthodes sont difficiles. En outre, la majorité des travaux lié aux fibres de polymère a été axée sur les matériaux synthétiques ou composites. Polymères naturels comme source de biomatériau offrent de meilleures propriétés de biocompatibilité pour le corps humain. Néanmoins, pour obtenir un alignement des fibres polymères naturels est relativement plus difficile que de polymère synthétique sources9. Par conséquent, la conversion d’un polymère naturel comme une source riche de protéines, en fibres de biomatériau est une stratégie importante — non seulement les fibres du biomatériau peuvent être directement isolées de la matière première, évitant ainsi une transformation inutile aux monomères, mais la fibres de protéine ont également un bon aspect et les caractéristiques favorables10.
À cet égard, les auteurs décrivent une méthode de traitement peu coûteux pour la fabrication des fibres de polymère naturel à travers le concept de base du filage humide, pouvant être mises en œuvre sur l’échelle de laboratoire pour l’ingénierie tissulaire. Filage humide est réalisée par l’extrusion et la coagulation d’une solution de polymère dans une nonsolvent de polymère adapté. Une solution appropriée, visqueuse dopée dans le milieu de coagulation entraîne les molécules de polymère dissoudre. Par le biais de la phase de transition, les filaments puis perdent leur solubilité et sont précipités sous la forme d’un polymère solide étape11. Se référant à ce concept, nous avons élargi puis le développement de la gélatine dans la forme du tube par un procédé de moulage, qui est considérée comme approprié pour application de régénération tissulaire. En outre, intrinsèquement, nous pouvons également développer toutes les formes de matière de fibres de gélatine (par exemple, conduit de gélatine enroulé plusieurs fibres de gélatine), pour d’autres voulu des applications.
Gélatine, un polymère naturel biodégradable, est formée de collagène dénaturé et hydrolysée, y compris n’importe quel état hélicoïdale semi-cristallin, amorphe ou triple de collagène12. Il est bien connu que le collagène est la protéine structurale essentielle dans tous les tissus conjonctifs de vertébrés et invertébrés13,14, qui est similaire à la structure de la protéine de l’ECM principal qui induit la croissance nerveuse et, simultanément, remplace une grande quantité de glycosaminoglycanes sécrétée au cours de la moelle épinière. Par conséquent, l’utilisation de la gélatine en tant que source serait un excellent choix pour n’importe quel véhicule médicalisé. En plus d’être une source peu coûteuse, gélatine est aussi biodégradable et cytocompatible et cliniquement prouvé pour être temporaire défaut remplissage15. Est devenue une forme de tube, des essais in vitro et in vivo décrits ici démontrent que la gélatine a une excellente biocompatibilité et l’aptitude au tissu futur applications d’ingénierie. Cultivés avec des cellules souches humaines adipeuses, tubes de gélatine améliorent la différenciation cellulaire dans les cellules progénitrices neurales à l’aide de nestin coloration positive comme un marqueur de cellules neurales. En outre, gélatine comme garnissage d’écart, sont produits par la méthode établie dans la présente étude, devrait être facile à gérer en toute sécurité et profiter grandement ingénieurs de tissus qui sont en train de développer des polymères naturels corrélatives pour le renforcement du tissu stratégies de régénération.
Protocol
Representative Results
Discussion
Nous avons présenté le développement des biomatériaux à base de gélatine en utilisant un simple humide filage technique qui peut être appliquée dans l’étude des polymères naturels pour la régénération des tissus. Ce travail a démontré la possibilité de fabrication de la gélatine comme source de protéines grande sans l’ajout d’autres sources, dans le but d’optimiser les propriétés de la gélatine lui-même. Le développement des biomatériaux axée sur la gélatine a été entièrement réalis?…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette étude a été financée par le ministère de la défense nationale (MAB-105-070 ; MAB-106-077 ; MAB-107-032 ; MAB-107-065), le ministère de la Science et la technologie (la plupart 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, le National Defense Medical Center, Taiwan (TSGH-C106-046 ; TSGH-C106-115 ; TSGH-C107-041) et Cheng-Hsin General Hospital et la coopération (CH-CMDN-107-8) de la National Defense Medical Center.
Materials
| Solution preparation: | |||
| Gelatin type B (porcine) | Ferak | Art. -Nr. 10733 | 500 g vial |
| Wet spinning process: | |||
| Peristaltic pump | Gilson | Model M312 | Minipuls*3 |
| Plastic tube connector | World Precision Instruments | 14011 | 1 box |
| Syringe | Sterican | 5A06258541 | 26Gx1/2"(0.45 x 12mm) |
| Acetone | Ferak | Art. -Nr. 00010 | 2.5 L vial |
| Polycaprolactone CAPA 6500 | Perstorp | 24980-41-4 | – |
| Dichloromethane | Scharlau | CL03421000 | 1 L vial |
| Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | – |
| Hemostat | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
| Peripheral venous catheter (Introcan Certo) | B. Braun | 1B03258241 | 24Gx3/4"(0.7 x 19mm) |
| Morphology of the gelatin tube: | |||
| Ion sputter coater machine | Hitachi | e1010 | – |
| Scanning electron microscopy | Hitachi | S-3000N | – |
| Cultivation of cells on the gelatin tube: | |||
| Trypsin-EDTA | Gibco | 488625 | 100 mL vial |
| Fetal bovine serum | Gibco | 923119 | 500 mL vial |
| Dulbecco's modified Eagle's medium | Gibco | 31600-034 | Powder |
| Keratinocyte-SFM medium | Gibco | 10744-019 | 500 mL vial |
| T25 culture flask | TPP | 90025 | VENT type |
| 6-well plate | Falcon | 1209938 | – |
| Immunocytochemistry: | |||
| Phospate-buffered saline | Gibco | 654471 | 500 mL vial |
| Acetic acid glacial | Ferak | Art. -Nr. 00697 | 500 mL vial |
| NP-40 surfactant (Tergitol solution) | Sigma | 056K0151 | 500 mL vial |
| Normal goat serum | Vector Laboratories | S-1000-20 | 20 mL vial, concentrate |
| Nestin (primary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-23927 | – |
| Donkey anti-mouse-fluorescein isothiocyanate (secondary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-2099 | – |
| Hoechst 33342 | Anaspec | AS-83218 | 5 mL vial |
| In vivo biocompatibility test: | |||
| Tiletamine+zolazepam | Virbac | BC91 | 5 mL vial |
| Xylazine | Bayer korea | KR03227 | 10 mL vial |
| Ketoprofen | Astar | 1406232 | 2 mL vial |
| Povidone-iodine solution | Everstar | HA161202 | 4 L barrel |
| Cefazolin | China Chemical & Pharmaceutical | 18P909 | 1 g vial |
| Scalpel blade | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
| Surgical scissor | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
Referenzen
- Bagnall, A. M., Jones, L., Duffy, S., Riemsima, R. P. Spinal fixation surgery for acute traumatic spinal cord injury. Cochrane Database of Systematic Reviews. 1, 004725 (2008).
- Fehlings, M. G., Perrin, R. G. The role and timing of early decompression for cervical spinal cord injury: update with a review of recent clinical evidence. Injury. 36, 13-26 (2005).
- Yang, L., Jones, N. R., Stoodley, M. A., Blumbergs, P. C., Brown, C. J. Excitotoxic model of post-traumatic syringomyelia in the rat. Spine. 26, 1842-1849 (2001).
- Rolls, A., et al. Two faces of chondroitin sulfate proteoglycan in spinal cord repair: a role in microglia/macrophage activation. PLoS Medicine. 5, 1262-1277 (2008).
- Properzi, F., Asher, R. A., Fawcett, J. W. Chondroitin sulphate proteoglycans in the central nervous system: changes and synthesis after injury. Biochemical Society Transactions. 31, 335-336 (2003).
- Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Research Bulletin. 49, 377-391 (1999).
- Yang, Z., Mo, L., Duan, H., Li, X. Effects of chitosan/collagen substrates on the behavior of rat neural stem cells. Science China Life Sciences. 53, 215-222 (2010).
- Chawla, K. K. . Fibrous Materials. , (1998).
- Pickering, K. L., Aruan Efendy, M. G. A review of recent developments in natural fibre composites and their mechanical performance. Composites Part A-Applied Science and Manufacturing. 83, 98-112 (2016).
- Lundgren, H. P. Synthetic fibers made from proteins. Advances in Protein Chemistry. 5, 305-351 (1954).
- Radishevskii, M. B., Serkov, A. T. Coagulation mechanism in wet spinning of fibres. Fibre Chemistry. 37, 266-271 (2005).
- Yannas, I. V. Collagen and gelatin in the solid state. Journal of Macromolecular Science Part C Polymer Reviews. 7, 49-106 (1972).
- Baer, E., Cassidy, J. J., Hiltner, A. Hierarchical structure of collagen composite Systems: lessons from biology. Pure and Applied Chemistry. 6, 961-973 (2009).
- Harrington, W. F., Von Hippel, P. H. The structure of collagen and gelatin. Advances in Protein Chemistry. 16, 1-138 (1961).
- Veis, A. . The Macromolecular Chemistry of Gelatin. , (1994).
- Freyman, T. M., Yannas, I. V., Gibson, L. J. Cellular materials as porous scaffolds for tissue engineering. Progress in Materials Science. 46, 273-282 (2001).
- Michalczyk, K., Ziman, M. Nestin structure and predicted function in cellular cytoskeletal organization. Histology and Histopathology. 20, 665-671 (2005).
